REPUBLIQUE DE COTE D'IVOIRE
Union - Discipline - Travail
MINISTERE DE L'ENSEIGNEMENT SUPERIEUR
ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
DE COTE-D'IVOIRE
Année universitaire 1993-1994
Département de Biologe etPhysiologie Animales
W D'ORDRE: 210/94
(SPECIALITE: BIOLOGIE ANIMALE)
par
KOUAKOUAKOU HBRVE
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Soutenue publiquement le la Novembre 1994 devant la commission d'examen
MM.
K. FaDA-BI
Président
Université d'ABIDJAN
D. AIDARA
Examinateur
Université d'ABIDJAN
F. GUEDE-GUINA Examinateur
Université d'ABIDJAN
S.H.HAN
Examinateur
Université de DAKAR
F. RlVIERE
Examinateur
Institut Pierre Richet de Bouaké

---

---

Pages
AVANT-PROPOS
INTRODUCTION
1
CHAPITRE 1
REVUE
BIBLIOGRAPHIQUE SUR
LES ANOPHELES
4
INTRODUCTION
1.1. Taxonomie
5
1.2.
Biologie et Ecologie des stades préimaginaux
5
1.2.1.
Morphologie et développement
des stades préimaginaux
5
1.2.1.1.
Les
oeufs
6
1.2.1.2. Les
larves
6
1.2.1.3.
Les
nymphes
12
1.2.2.
Les gîtes larvaires
14
1.2.2.1.
Les gîtes larvaires naturels
14
1.2.2.2.
Les
gîtes larvaires crées par l'homme.
15
1.3. Biologie des adultes
15
1.3.1.
Morphologie
15
1.3.1.1.
La tête
17
1.3.1.2. Le thorax
17
1.3.1.3.
L'abdomen
18
1.3.2. Cycle biologique des anophèles adultes
18
1.3.2.1.
Emergence et accouplement
18
1.3.2.2. Cycle gonotrophique
20
1.3.2.3.
Longévité des anophèles
20
1.3.3.
Comportement et écologie des anophèles adultes
21
1.3.3.1.
Recherche et choix de l'hôte
21
1.3.3.2 Horaires d'activité et lieux de repos
21
1.3.3.3.
Vol et dispersion
22

---

1.4.
Rôle vecteur des anophèles dans la définition du paludisme et de la
filariose de Bancroft
22
1.4.1. Rôle des anophèles dans la transmission
du paludisme
23
1.4.2. Rôle des anophèles dans la transmission
de la filariose de Bancroft
25
1.5.
Outils et
méthodes disponibles pour la lutte
contre les anophèles
25
1.5.1.
Lutte contre les larves
25
1.5.1.1.
Aménagement de l'environnement
25
1.5.1.2.
Lutte biologique
26
1.5.1.3.
Larvicides chimiques
26
1.5.1.4. Composés inhibiteurs de croissance
27
1.5.2. Lutte contre les adultes
27
1.5.2.1.
Les traitements intradomiciliaires
27
* Quelques produits chimiques utilisés
pour les
traitements intradomiciliaires
27
* Limites des traitements intradomiciliaires
28
1.5.2.2 Protections individuelle et collective
29
1.5.3. Lutte intégrée
30
CHAPITRE II
: MATERIEL ET
METHODES
31
INTRODUCTION
2.1. Matériel
32
2.1.1.
Matériel animal
32
2.1.2.
Matériel végétal
32
2.2. Méthodes
34
2.2.1.
Production de larves de Anopheles
gambiae s.l. GILES 1902
34
2.2.1.1.
Incubation des oeufs
34

---

2.2.1.2.
Elevage individuel de
larves
34
2.2.1.3.
Elevage de groupe
34
2.2.1.4. Elevage des nymphes
35
2.2.1.5.
Elevage des anophèles adultes
35
2.2.2. Préparation de l'extrait aqueux
de Persea americana MILLER 1768
36
2.2.3.
Méthodologie des bioessais
38
2.2.4. Etude de la stabilité de l'extrait aqueux de Persea
americana
39
2.2.5.
Etude morphologique des larves de Anopheles gambiae s. 1.
tuées par l'activité de l'extrait aqueux de Persea
americana
40
2.2.6.
Etudes histologique et cytologique des larves
soumises à l'activité de l'extrait aqueux de Persea
americana
40
2.2.6.1.
Méthodes histologiques
40
2.2.6.2.
Méthodes cytologiques
41
CHAPITRE III : RESULTATS ET
DISCUSSIONS
.42
INTRODUCTION
3.1. Production de larves de Auopheles gambiae s. 1.
43
3.1.1.
Eclosion des oeufs
43
3.1.2.
Développement larvaire et nymphal
43
3.1.2.1.
Elevage individuel de larves
43
3.1.2.2.
Elevage de groupe
.45
3.1.3.
Les adultes
46
3.1.3.1.
Adultes obtenus
.46
3.1.3.2. Comportement alimentaire des adultes
47
3.1.3.3.
Pontes
47
DISCUSSION ET CONCLUSIONS
50

---

3.2.
Activité larvicide de l'extrait aqueux
de Persea americana
51
3.2.1. Activité dose - réponse
de l'extrait aqueux
de Persea americana sur les différents stades larvaires
de Anopheles gambiae s.l.
51
3.2.2.
Détermination des concentrations létales
54
3.2.3.
Evolution des
stades larvaires soumis
à
des concentrations croissantes de l'extrait aqueux de
Persea americana
56
3.2.4.
Stabilité de l'extrait aqueux de Persea americana ........62
DISCUSSION ET CONCLUSIONS
62
3.3.
Etude morphologique des larves
tuées par l'activité
de l'extrait aqueux de Persea americana
63
DISCUSSION ET CONCLUSIONS
69
3.4.
Etudes histologique
et cytologique
70
3.4.1. Etude histologique
70
3.4.1.1 Histologie des larves
témoins
70
3.4.1.2.
Histologie des
larves soumises à l'activité de
Persea americana
70
3.4.2.
Etude cytologique
80
3.4.2.1. Cytologie des
larves
témoins
80
3.4.2.2. Cytologie des larves soumises à l'activité de
Persea americana
80
DISCUSSION ET CONCLUSIONS
88
CONCUSION GENERALE - RESUME
91
BIBLIOGRAPHIE
95
LISTE DES FIGURES
108
LISTE DES
TABLEAUX
112
LISTE DES ANNEXES
114

---

· SOclO'1lcl - .LNYA Y

---

Ce travail s'est effectué conjointement à l'Insectarium de la Faculté des
Sciences et Techniques du Centre Universitaire de Cocody, au Laboratoire de
Pharmacodynamie Biochimique du département de Biochimie de la même Faculté,
et au GERME (Groupe d'Etude et de Recherche en Microscopie Electronique) de
l'Institut Pasteur d'Adiopodoumé.
Au terme de ce travail, je voudrais exprimer ma profonde reconnaissance à
tous ceux dont le soutien, la compréhension et la collaboration à différents égards
m'ont permis de le mener à bien. Aussi qu'il me soit permis d'adresser mes sincères
remerciements à:
- Monsieur le Professeur Alassane Salif N'DIAYE qui a porté un grand intérêt
à l'évolution de ce travail. Qu'il soit remercié de la grande attention qu'il a bien
voulu nous accorder.
- Monsieur le Professeur Kouahou FOUA-BI, Directeur du Laboratoire de
Zoologie de la FAST, auprès de qui j'ai toujours trouvé conseils, soutien et
disponibilité, et qui a accepté de présider le jury de cette Thèse.
-
Monsieur
le
Professeur
Daouda
AIDARA,
Vice-Recteur
du
Centre
Universitaire d'Abobo-Adjamé. auprès de qui j'ai trouvé conseils, compréhension et
soutien, et qui me fait l'honneur de siéger à mon jury de Thèse. Je souhaite pouvoir
bénéficier de sa grande disponibilité tout au long de ma carrière.
- Monsieur le Professeur Sun Heat HAN, mon Maître. Sa rigueur dans le
travail, ses conseils éclairés et sa grande générosité m'ont énormément aidé tout au
long de ce travail dont il est le Directeur Scientifique. Malgré ses multiples
occupations à l'Université Cheick Anta DIOP et à l'Institut Fondamental d'Afrique
Noire de DAKAR (SENEGAL), il n'a à aucun moment failli à son rôle d'encadreur.
Les nombreux voyages qu'il a effectués de Dakar à Abidjan pour suivre la
progression de ce travail, en sont le témoignage. Je lui suis vivement reconnaissant.
- Monsieur le Professeur Frédéric GUEDE-GUINA, Chef du département de
Biochimie
de
la
FAST
et
Directeur
du
Laboratoire
de
Pharmacodynamie
Biochimique, qui a accepté de m'accueillir dans son laboratoire où il m'a totalement

---

intégré à la dynamique équipe qu'il dirige. Sa disponibilité, sa rigueur et son sens du
travail en équipe ont valeur d'exemple. TI a été très attentif à toutes mes
préoccupations et a accepté de prendre part au jury de cette Thèse. Qu'il en soit
vivement remercié.
- Docteur François RIVIERE, Directeur de l'Institut Pierre RICHET de Bouaké,
auprès de qui j'ai trouvé conseils et suggestions et qui a bien voulu accepter de
siéger au jury de cette Thèse.
- Docteur Marie-Anne D'ALMEIDA, Directrice du GERME, qui n'a jamais
cessé de me guider et de m'aider de ses conseils et qui a permis que je réalise les
études histologique et cytologique au sein du groupe qu'elle dirige. Qu'elle trouve
ici l'expression de ma totale reconnaissance.
- Docteur Lamine KONATE, Directeur de l'IRMA (Institut de Recherches
Mathématiques), de la
DUS (Direction de l'Informatique et de l'Information
Scientifique) et du CIRCI (Centre Informatique Régionale de Côte d'Ivoire), pour son
concours inestimable dans la finalisation de ce travail. Qu'il trouve ici l'expression
de ma profonde reconnaissance.
-
Docteur
Julien
Marie-Christian
DOANNIO,
Chargé
de
recherches,
Entomologiste médical à l'Institut Pierre RICHET de Bouaké, auprès de qui j'ai
trouvé conseils, attention et disponibilité. Qu'il soit remercié pour la confiance etla
compréhension que j'ai toujours trouvées auprès de lui.
- Docteur Joël DOSSOU-YOVO, Chargé de recherches, Entomologiste médical
à l'Institut Pierre RICHET de Bouaké, pour ses conseils et pour sa disponibilité.
- Docteur
Mamadou
DAGNOGO,
Directeur du Centre d'Entomologie
Médicale et Vétérinaire de Bouaké et son personnel, pour les facilités qu'ils m'ont
accordées au niveau de la documentation.
- Docteur Tanon BENIE, pour sa disponibilité et sa compréhension.

---

Je voudrais aussi témoigner ma reconnaissance et ma gratitude à :
- mes aînés Dr. Georges BOSSON, Dr. TANO Yao, Dr. Daniel BOURDANNE,
Dr. Valentin N'DOUBA, Dr.
David ZEZE, Dr Coulibaly KATI,
Dr Philippe
KOUASSI, Dr Flavien OUATTARA pour leurs encouragements et leur grande
sympathie à mon égard.
- mes amis Patrick BAUDOUX, Otchoumou ATCHO, Moussa CISSE, N'Dame
N'DIAYE, Georges ANOMA, Mamadou DOUMBIA, Estelle AISSI,
Guy Sébastien
LIADE, Michel Noël ADE, pour leur constante amitié et leur soutien.
- Messieurs Tanoh KOFFI Technicien Supérieur au GERME, Gilbert GNONDI
Technicien de Laboratoire à la FAST et Ibrahim CAMARA Garçon de Laboratoire à
l'Insectarium de la FAST pour leur aide appréciable.
Je voudrais pour finir adresser mes remerciements, mon affection et ma
gratitude à :
- mes Parents, pour leur compréhension, leur aide et leur patience;
- Sylvie BOSSON pour sa profonde affection, sa constante présence et sa
com préhension.
- ma fille Corinne KOUA, auprès de qui j'ai trouvé réconfort et qui a été une
source de motivation durant les moments difficiles. Qu'elle trouve dans ce travailla
récompense de sa patience.

---

NOIJ::JnaO)lJN[

---

Depuis la plus haute antiquité, l'homme a cherché à se protéger de l'agression
des insectes vulnérants: il a bâti ses villages loin des marais infestés de moustiques
et a pratiqué l'épouillage systématique (GENTILINJ et al., 1990).
La
découverte
de
la
transmission
du
paludisme
par
les
femelles
hématophages des moustiq ues du genre Anopheles par ROSS en 1898 fut à l'origine
du développement de la lutte antilarvaire dont le but est de réduire les sources des
vecteurs (MOUCHET et al., 1991).
De nos jours, le paludisme se déclare cliniquement, chaque année, souvent de
façon très grave, chez plus de 100 millions de personnes et fait plus d'un million de
morts. Il menace 2,2 milliards d'individus, soit 40% environ de la population
mondiale (ANONYME, 1993)
Les formes chroniques de cette maladie parasitaire dégradent la santé et la
force des victimes et représentent un obstacle majeur au développement, à
l'autosuffisance et à l'espoir d'une vie décente (DOROZYNSKI et LANTIERI, 1993).
Le paludisme est responsable pour la seule Afrique noire d'un million de
décès par an (GENTIUNI et al., 1990).
Les Anophèles sont également impliqués par leur rôle de vecteur dans la
transmission de la filariose de Bancroft (PROD'HON, 1972 ; SUBRA et al., 1973 ;
BRENGUES et al., 1979).
Les
insecticides chimiques ont occupé une place importante dans les
stratégies de lutte antivectorielle; ainsi, selon MOUCHET et GOLV AN (1983), après les
organochlorés
tels
le
D.D.T.
(dichlorodiphényltrichloroéthane),
l'H.C.H.
(hexachlorocyc1ohexane) et la dieldrine, sont apparus les organophosphorés (plus de
300 composés) puis les carbamates et enfin les pyréthrinoïdes. Mais l'emploi
généralisé des pesticides, d'ailleurs plus à des fins agricoles que de santé publique, a
provoqué la sélection de populations anophéliennes résistantes aux principaux
insecticides opérationnels (COZ, 1973). Ces populations sont en effet capables de
survivre et de se reproduire malgré la présence dans leur environnement de
composés toxiques pouvant tuer les individus dits "sensibles" (MAGNTN et al., 1985)
Pour pallier le handicap causé par les résistances des moustiques aux
insecticides chimiques classiques, la lutte antilarvaire au moyen de nouveaux
composés à été expérimentée: il s'agit notamment de la lutte par des inhibiteurs de
croissance (SCHAEFER et WILDER, 1972 ; AWAD et MULLA, 1984 ; DOANNIO et al.,
1985 ; DARRIET, 1987) et de la lutte par des agents pathogènes (DE BARJAC, 1978 ;
MULLA et al., 1984; LARGET-THIERY et al., 1984; NICOLAS, 1986 ; MAJORI, 1987).
- 2 -

---

La lutte antiIarvaire par des poissons larvivores a également été envisagée (Auo et
DELFINI, 1985; LOUIS et ALBERT, 1988).
Ces nouveaux moyens de lutte n'ont obtenu que des résultats modestes
(MOUCHET et BRENGUES, 1990) et sont encore loin de donner une totale satisfaction
(GENTlLlNI et al., 1990).
Selon MOUCHET et al., 1991, la chimioprophylaxie médicamenteuse du
paludisme devient elle aussi de plus en plus difficile avec le développement de
résistances parasitaires à la chJoroquine et l'insuffisance de sécurité dans l'emploi
des produits de remplacement. Ces auteurs pensent donc que la prévention de la
morbidité causée par le paludisme repose principalement sur la lutte ou la
protection contre les Anophèles vecteurs.
Les
moyens
de
lutte
antivectorielle
se
réduisant,
il
devient
urgent
d'entreprendre la recherche de nouveaux agents de lutte. C'est dans cette optique
que nous nous sommes intéressés à rechercher des substances naturelles a pouvoir
larvicide contre les Anophèles et singulièrement contre Anopheles gatnbiae s.1. 1 GILES
1902, qui est l'un des vecteurs majeurs du paludisme en Afrique tropicale
(BRENGUES et al., 1979). Dans le présent travail nous avons étudié le pouvoir
larvicide d'une Lauraceae : Persea americana (MILLER, 1768).
Ainsi, après avoir réalisé un élevage de Anopheles gambiae s. l. en insectarium
pour obtenir des larves en quantité suffisante, nous nous sommes attachés à :
- faire des bioessais pour évaluer le pouvoir larvicide de l'extrait aqueux de
Persea americana;
- mettre en évidence les modes d'actions histologique et cytologique de cet
extrait sur les larves.
1 Anopheles gambiae
s.1. (sensu lato) désigne l'ensemble des espèces du complexe Anopheles
gambiae. Anopheles gambiae s.s. (sensu stricto) désigne l'espèce prise dans son sens restreint.
- 3 -

---

SEl7ElHàONY SEl7 H:nS
ElnÔIHcWll90I7([[f[ sass»
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---

1.1. Taxonomie
La position systématique des Anophèles est la suivante:
Règne
Animal
Embranchement
Arthropodes
Sous-Embranchement
Antennates
Classe
Insectes
Sous-classe
Ptérygotes
Super-ordre
Mécoptéroïdes
Ordre
Diptera (LINNE, 1758)
Sous-ordre
Nemaiocera (LATREILLE, 1825)
Famille
Culicidae (LATREILLE, 1825)
Sous-famille
/vnopheiinac (THEOBALD, 1905)
Tribu
Anopnelini (BELKIN, 1962)
Genre
Anopheles
1.2.
Biologie et Ecologie des stades préimaginaux
1.2.1.
Morphologie et développement des stades préimaginaux
Chez les moustiques du genre Anopheles comme chez tous les autres
moustiques, les stades préimaginaux sont aquatiques; il s'agit de:
- l'œuf ;
- la larve comportant 4 stades;
- la nymphe.
- 5 -

---

1.2.1.1.
Les
œufs
(fig. 1)
Selon les observations et la description de GIBBINS (1933) ; Ev ANS (1938) ;
ROBERT (1989) ; MOUCHET et CARNEVALE (1991), les oeufs d'Anophèles présentent
les caractéristiques suivantes:
ces œufs longs de 0,6 à 0,8 mm, isolés et de couleur sombre, sont de forme
incurvée et munis de flotteurs latéraux portant 20 à 30 stries transversales selon les
espèces. Ces flotteurs remplis d'air les maintiennent à la surface de l'eau. L'éclosion,
qui intervient 24 à 48 h après la ponte, donne des larves.
1.2.1.2.
Les
larves
Les larves du premier stade ont une taille de l'ordre du millimètre. Elles
subissent 3 mues et présentent 4 stades larvaires (BRUMPT, 1949).
* Morphologie larvaire (fig. 2)
La larve de moustique comprend 3 parties bien différenciées qui sont:
- la tête;
- le thorax;
- l'abdomen.
• La larve est eucéphale et la tête prognathe. On distingue au niveau de la
tête, entre autres, les yeux, les antennes et les pièces buccales (GRJEBINE, 1966) fig.3
(A et B). Deux paires d'yeux sont observées chez la larve (COOK, 1944) . TI s'agit:
- des yeux du futur adulte, composés et larges;
- des yeux larvaires, simples et petits.
- 6 -

---

Flotteur
Marge claire
D.23mm
...
Figure 1 : Œuf de Anopheles gambiae s.l./
- - - Flabelle
1
\\\\~~Jlr
/
Antenne
TETE
~~, .AlI V:': / tilII n\\F;:;:dl/j!,\\
' Oeil
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Post-occiput
1
1
THORAX
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~
Soies thoraciques
1
)
1
~
~~~~
\\.
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~, ' .";:"' ,J!J..
_
Soies latérales
ABDmlEN
Plaque dorsale
Papille anale
Soies postérieures
Figure 2 : Larve de Anoplieïee
gantbiae
s.l.
- 7 -

---

La tête porte une paire d'antennes non segmentées et pourvues de soies.
GRJEBINE (1966) a fait l'étude des pièces buccales des larves d'Anophèles. Ses
observations se résument comme suit:
- Le labre (lr) est une pièce impaire très mobile. TI comprend un lobe médian
arrondi, garni de longues soies dirigées vers le bas, et deux lobes latéraux recouvert
par de nombreuses soies longues disposées en plusieurs nappes; ces formations sont
appelées prémandibules ou jlabelles (ft).
- L'organe épipharyngien (oep) est en arrière du labre et s'étend sur un territoire
épipharyngien avec des soies sensorielles et 2 rangées arquées d'expansions
lamellaires. C'est un organe impair.
- La mandibule (md) des Culicidae est de forme quadrangulaire et regroupe les
dents et les pièces servant à la capture des proies, à la préhension et au broyage.C'est
une pièce paire.
- La maxille (mx) est également de forme quadrangulaire chez les larves
d'Anop1zelinae.
Elle est constituée d'un lobe ou stipe et d'un autre lobe ou palpe
maxillaire (pmx).
- Le labium (lab) est une pièce impaire. Il est petit mais très fortement chitinisé
et richement sculpté. On remarque de chaque côté les vestiges des palpes labiaux
(plab), des crêtes transversales denticulées très endurées et très saillantes. En
dessous d'elles on observe une puissante dent sagittale et deux dents latérales
dirigées vers les côtés dans le cas de /vnopneles gambiae.
• Le thorax de la larve est formé de 3 segments (ROBERT, 1989) qui sont:
- le prothorax;
- le mésothorax;
- le métathorax.
- 8 -

---

6
5
\\.\\~ \\
rel
\\~\\ 8
...
_.. --
pge
poe
O.2Smm
pos,
Figure 3 : Tête la larve de Anopheles gtuubine (GRJEBINE, 1966)
A : vue dorsale
B : vue ventrale'
aq : apodème maxillaire ou sclérite ; au : aulaeurn: cl : ligne de clivage d'ecdysis ;
fel : fronto-clypeus ; fi : (labelle ; ftp : fossettes des bras postérieurs du tentorium ;
ge : gena; hch : hypochille; hstrn : hypostome; Imlr: lobe rnédien du labre;
Ir: labre; œm : œil imaginaI; œp : organe épipharyngien ; mx : maxille;
pge: posgena; plv: plaque ventrale; pmx: palpe maxillaire; poe: postocciput :
pas: suture postoccipitale : sel: suture clypéo-Iabral :
r : suture de la paroi inférieure de la tête; sm : suture médiane.
-9-

---

Le thorax est pourvu de nombreux groupes de soies dont l'emplacement et la
forme constituent des critères de détermination des espèces (BRENGUES et al., 1979).
• L'abdomen des larves d'anophèles est cylindrique et se compose de 9
segments visibles. ROBERT (1989) a fait les observations suivantes (fig. 2) :
- Les 7 premiers segments portent des plaques sc1érifiées dorsales et des soies
palmées qui sont caractéristiques des anophèles.
- Le 8èm e segment abdominal comporte 2 orifices respiratoires. les stigmates
se trouvant directement sur ce segment. L'absence de siphon respiratoire est une
caractéristique des anophèles.
- Le qème segment abdominal ou segment anal est pourvu d'un certain
nombre de soies de morphologie variable. L'une de ces soies est fortement modifiée
pour constituer une brosse ventrale qui sert au déplacement de la larve. L'anatomie
d'une larve d'anophèle s'observe sur la figure 4 (BRUMPT, 1949).
* Développement larvaire
GOLV AN (1983) a rapporté que l'évolution chez les larves d'Anophèle est
d'autant plus rapide que la température de l'eau dans laquelle elles vivent se
rapproche de la température optimale pour l'espèce (25 - 30°C). Les larves sont
détritiphages et se nourrissent près de la surface de l'eau (MOUCHET et CARNEV ALE,
1991).
La nourriture des larves est constituée dans la nature de débris organiques et
de microorganismes contenus dans l'eau (BRENGUES et al., 1979).
- 10-

---

A
B
'.J '"VJ
Pharynx
Œsophage
~
Ganglionœsophag,en
"
:-'0
~ . \\ GI. salivaires
\\7~~
Diverticules de
restomac
Estomac·
Trachée principale
Trachée connective .,-.-~:m;~~
Trachées \\atérales~-~
r::t~t-1
Vaisseau dorsal _ _-m7-~.
Testicule
Tu bes de malpighi
Intestin
Ampoule rectale
~
Orifice stigmatique
~~Apparei\\ stigmatique
; /Trachées des papilles
~
. .
. Rectum
anales
\\...
Anus
Papilles anales
1 fI
Figure 4 : Anatomie d'une larve mâle de Anopheles gambiae
(BRUMPT, 1949).
A : Appareil digestif et génital
B : Appareil respiratoire
- 11 -

---

Le passage d'un stade larvaire à un autre s'effectue par une mue. Les mues
sont sous la dépendance d'un contrôle neuroendocrinien permanent ayant pour
siège le cerveau et son voisinage immédiat (FOURNET, 1988). Selon ce même auteur,
deux principales hormones de croissance interviennent au cours du développement
larvaire, l'hormone de mue ou ecdysone et l'hormone juvénile.
La durée du développement larvaire est très variable suivant les espèces
d'anophèle et suivant les conditions écologiques.
1.2.1.3.
Les
nymphes
La nymphe naît de la mue du quatrième stade larvaire. EUe est mobile.
* Morphologie nymphale (fig. 5)
La nymphe comporte 2 parties:
- le céphalothorax (résultant de la coalescence d'une tête non individualisée et
d'un thorax globuleux), porte 2 trompettes respiratoires. Ces trompettes à extrémités
hydrophobes traversent la surface de l'eau et assurent la respiration aérienne de la
nymphe (ROBERT, 1989).
- L'abdomen comprend 8 segments bien visibles. Le 8èm e porte une paire de
palettes natatoires.
Les caractères distinctifs des nymphes en systématique sont fondés sur la
structure des trompettes respiratoires (courtes et très ouvertes chez les anophèles),
sur la chétotaxie et sur les caractères des palettes natatoires (GRJEBINE, 1966).
- 12 -

---

1
Plaque dorsale
r -
-----.;Trachée des tubes
"respiratolres
~
7
Trompettes respiratoirf
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7
Plaque méta thoracique
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Base de la gaine a l a i r.
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...
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Segments abdominaux
~Soie dorsale
Oeil
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.~.~.ïif;::;:~~;·~;{~y'---- . Plaque vert icale
j.
')" .. ~ .• 1
1'# /
Lobes génitaux
0.5 mm
/
:
Palette natatoire
Figure 5 : Nymphe de Anopheles
gambiae s.1.
. 13 -

---

* Biologie nymphale
Les nymphes ne se nourrissent pas. Le stade nymphal dure souvent moins de
48 h (MOUCHET et CARNEV ALE, 1991).
Coz (1973) a évalué la du rée du stade nymphal à 24 h chez les espèces du
complexe Anopheles gambiae GILES, -1902. Pendant la période nymphale l'insecte
subit de profondes transformations morphologiques. L'adulte est en effet préformé à
la fin de ce stade (MOUCHET et CA RNEVA LE, 1991).
1.2.2. Les gîtes larvaires
Les gîtes larvaires des Culicidae. sont constitués par des collections d'eau,
claires et ensoleillées. GOLV AN (1983) a classé les gîtes larvaires des anophèles en
deux catégories, les gîtes naturels et les gîtes artificiels.
1.2.2.1. Les gîtes larvaires naturels
Ce sont des receptacles qui sont mis en eau de façon naturelle par les pluies
ou par les crues et décrues des cours d'eau. Comme exemples nous signalerons:
- Les creux d'arbres dans lesquels se développent certaines espèces (Anopheles
plumbeusï ; les Bronieliaceae épiphytes qui vivent sur les grands arbres accumulent de
l'eau de pluie à l'aisselle de leurs feuilles et c'est dans ces gîtes très réduits que
vivent les larves de /snophetes bellator (GOLV AN, 1983).
- Les flaques d'eau résiduelles lors de la décrue des cours d'eau, les trous des
rochers les fossés et les petites mares constituent des types de gîtes préférentiels
pour Anopheles gambiae (BRENGUES et al., 1979).
Anopheles gambiae se développe également dans les marécages à proximité des
cours d'eau (KARCH et al., 1992).
- 14 -

---

1.2.2.2. Les gîtes larvaires créés par l'homme
L'importance épidémiologique des gîtes larvaires créés par l'homme est
souvent grande car ils entraînent un déséquilibre faunistique soudain en faveur
d'une espèce (GOLvAN,1983).
Nous noterons entre autres, les puits d'arrosage des cultures maraîchères
(KOUA, 1992; KARCH et al., 1992).
Les marécages partiellement drainés et utilisés comme pâturage ou terrain de
culture; les rizières peu après la mise en eau; les empreintes de roues d'automobiles
constituent également des gîtes potentiels de Anopheles gambiae
(BRENGUES et al.,
1979).
Les caniveaux aux eaux non encore polluées des quartiers urbains, et les
collections d'eau sur les chantiers de construction, sont des gîtes non négligeables
d'Anophèles (KOUA, 1992).
D'autres gîtes artificiels tels les abreuvoirs pour bétail, citernes, puits,
pirogues échouées, gouttières bouchées, em preintes de pas dans les rives boueuses
des rivières etc, sont susceptibles de servir de gîtes aux anophèles (GOLvAN, 1983).
1.3.
Biologie et Ecologie des adultes
1.3.1.
Morphologie (fig. 6)
L'insecte entièrement développé comporte 3 parties parfaitement
distinctes:
-la tête;
- le thorax;
- l'abdomen.
- 15 -

---

----~-----~-----...-Labre
Palpe maxillaire
litt
1 \\
Antenne
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~
_ -- - Oeil
TETE
\\:::! ! !
Occiput
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Thorax
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_~~
-
:>CUtellum
THORAX
~ ~ An,
Balancier
\\
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(létatherax
\\
\\
1
\\
. \\ \\
11
Fémur
1
l ,
Tibia
ABDONEN
ni
1 1
~
Cerque
71
""'"
~~
Articles du tarse
1
. Figure 6 : Morphologie externe d'un adulte femelle de Allopheles gambiae 5.1./
. 16-
1

---

1.3.1.1. La tête
La tête des Culicidae
d'une manière générale est presque globuleuse. Cette
tête est en grande partie constituée par 2 yeux composés ne laissant entre eux qu'une
bande frontale très étroite (BRUMPT, 1949). GRJEBINE (1966) a noté que la tête des
Anophelinae comprend d'arrière en avant:
- l'occiput;
- le front;
- le c1ypéus prolongé par la trom pe ou proboscis et les palpes;
- les antennes sont de chaque côté du c1ypéus.
Les mâles et les femelles se distinguent par la morphologie des antennes:
Elles sont com posées de 15 articles apparents et sont plumeuses chez le mâle;
elles comportent 14 articles et des soies verticillées chez la femelle.
1.3.1.2. Le thorax
SNODGRASS (1959) a fait l'étude du thorax des Culicidae.
Il ressort de cette
étude que le thorax comprend 3 segments :
- le prothorax;
- le mésothorax;
- le métathorax.
Chaque segment porte une paire de pattes. Le deuxième segment (le mésothorax)
sert en plus d'attache aux ailes et le troisième (le métathorax) aux balanciers.
Les balanciers sont des organes statiques permettant de coordonner les
mouvements des ailes pendant le vol (SEGUY, 1967).
L'aile des Culicidae
est longue, étroite et repliée horizontalement au repos
(DELV ARE et ABERLENC, 1989).
Les pattes sont au nombre de 6 comme chez tous les Insectes et comprennent
chacune de 1a base à l' extrém i té :
- une hanche ou coxa ;
- 17 -

---

- un trochanter;
- un fémur;
- un tibia;
- un tarse de 5 articles.
1.3.1.3.
L'abdomen
Nous emprunterons des éléments d'observation de CRJEBINE (1966).
L'abdomen,
grêle et allongé, comporte 10 segments
présentant une plaque
chitineuse en position dorsale, le tergite, et une autre en position ventrale, le sternite.
Les plaques tergale et sternale sont séparées sur les côtés par une aire membraneuse
appelée pleure. Cette aire porte des stigmates latéraux sur les 7 premiers segments.
Le segment VIII est dépourvu de stigmate. Les segments abdominaux IX et X sont
modifiés en segments génitaux.
L'abdomen est recouvert par de nombreuses soies fines et quelques soies
longues et fortes, il se termine par des appendices cylindriques, minces, filamenteux,
segmentés et articulés appelés cerques. Les cerques sont portés par le segment X qui
est le segment anal.
1.3.2. Cycle biologique des anophèles adultes
(fig.7)
1.3.2.1. Emergence et accouplement
Après l'émergence, le durcissement de l'exosquelette ainsi que la nuse en
place des organes reproducteurs se font entre 12 à 24 h chez la femelle et pendant 3
jours chez le mâle (MOUCHET et CARNEV ALE, 1991).
L'accouplement chez les anophèles a lieu soit en liberté, l'espèce est alors dite
eurygame (Anopheles plutnbeus), soit dans un espace réduit et l'espèce est qualifiée de
sténogame (COLVAN, 1983). L'accouplement est unique pour les femelles et les
spermatozoïdes sont conservés dans la spermathèque qui est une poche servant à la
réception et à la rétention des spermatozoïdes (SEGUY, 1950). Les spermatozoïdes
sont relargués lors de chaq ue ponte; les ovocytes sont fécondés durant leur passage
dans l'oviducte (MOUCHET et CARNEV ALE, 1991).
- 18 -

---

Hcpos ;lprès
émergence
IVu\\lcs
Durcissement de
la cuticule
accouplement
Cycle
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S, 2
S, J
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Nymphe
LI rvc s
' - - . -
Figure 7 : Cycle biologique des Anophèles adultes
(MOUCH Fr ct CA RNEVALE, ] 991).

---

l.3.2.2. Le cycle gonotrophique
Le cycle gonotrophique appelé aussi trophogonique est la succession des
phénomènes physiologiques qui se produisent chez le moustique entre deux repas
de sang successifs (ROBERT, 1989). Chaque cycle trophogonique comprend trois
phases principales:
- la recherche d'un hôte et la prise d'un repas sanguin;
- la digestion sanguine et le développement des ovaires;
- la recherche d'un gîte favorable à J'oviposition.
La durée du cycle trophogonique n'est constante que sous les tropiques ou
dans les climats chauds où la température et les autres éléments météorologiques
varient dans un intervalle relativement étroit (DETINOVA, 1963). Pour la plupart des
espèces tropicales, et notamment Anopheles gan/bine s.l. et Anopheles [unestus
en
Afrique, elle est de 4 à 5 jours pour le premier cycle et de 2 à 3 jours pour les cycles
suivants (MOUCHET et CARNEVALE, 1991).
1.3.2.3.
La
longévité des
anophèles
La longévité des anophèles ad ultes est sous la dépendance de deux facteurs
recencés par BRUMPT (1949) et GOLVAN (1983) ce sont:
- La température. Dans les limites de température tolérable, le froid qUI
ralentit l'activité tend à augmenter la longévité;
- Le degré hygrométrique. Plus le degré hygrométrique est élevé plus la
longévité est importante.
Les valeurs de longévité moyenne pour Anopheles gambiae sont de 30 jours
pour les femelles et seulement de quelques jours pour les mâles (BERGAL et al.,
1987).
- 20 -

---

1.3.3. Comportement et écologie des
anophèles
adultes
1.3.3.1.
La recherche et le choix de l'hôte
Les Anophèles sont guidés vers l'hôte essentiellement par son émission de
gaz carbonique (MOUCHET et CARN EVA LE, 1991). A courte distance la recherche de
l'hôte pourrait être guidée par des facteurs visuels (ROBERT; 1989).
Les espèces de moustique qui piquent l'homme sont dites anthropophiles,
celles
qui
piquent les
animaux
sont dites
zoophiles.
Les
Anophèles
sont
généralement endophages. L'endophagie désigne la
tendance à se nourrir à
l'intérieur des habitations. Cependant, les cas d'exophagie (tendance à se nourrir à
l'extérieur des habitations) ne sont pas rares (BR.ENGUES et al., 1979). Anopheles
gtunbiae est surtout endophage, mais ce caractère subit de grandes variations:
- En zone forestière, l'endophagie de Anopheles gambiae est complète (UV ADAS
et al., 1958 in ZEZE 1991) ;
- Une indifférence dans le choix des lieux de piqûre est observée chez cette
même espèce en secteur préforestier (CAV ALlE et MOUCHET, 1961 ; HAMON et al.,
1962 : in ZEZE, 1991).
1.3.3.2. Horaires d'activité et lieux de repos
Les Anophèles sont nocturnes et piquent toute la nuit. Anopheles gambiae s.l,
Anopheles [unestus, Anopheles moucheti en Afriq ue, Anopheles dirus, Anopheles minintus
en Asie, Anopheles [arunii
dans le Pacifique concentrent l'essentiel de leur activité
entre 2üh et ü3h (MOUCHET et CARNEVALE, 1991).
Les lieux de repos des Anophèles sont variables suivant les espèces et suivant
les conditions du milieu (BRENGUES et al., 1979). Les anophèles qui piquent à
l'intérieur ont tendance à se reposer sur les murs des maisons qui leur fournissent
- 21 -

---

un bon abri; ceux qui piquent à l'extérieur s'y reposent en divers endroits. Des cas
intermédiaires existent cependant (MOUCHET et CARNEVALE, 1991)
1.3.3.3. Vol et dispersion
Les moustiq ues femelles après l'émergence sont parfois privés d'hôte pour la
réalisation de leur repas sanguin. Ils sont donc obligés de chercher leur nourriture à
une certaine distance du lieu d'émergence. La vitesse de vol des moustiques est de
l'ordre de 8 à 9 mètres/minute (MOUCHET et CARNEVALE 1991).
il existe deux modes de dispersion chez les Anophèles et chez les moustiques
en général (GOLVAN, 1983) ; il s'agit de:
- la dispersion passive qui peut être le fait du vent et des véhicules;
- la dispersion active ou distance de vol qui est appréciée par la méthode de
capture, marquage coloré, lâchage et recapture. La dispersion active pour AnopheLes
gambiae est inférieure à 2 kilomètres (GILLlES, 1961 in BRENGUES et al., 1979).
1.4. Rôle vecteur des Anophèles dans la définition du paludisme et de la
filariose de Bancroft
Les Anophèles sont impliqués dans la transmission de maladies dont les 2
plus importantes sont le paludisme et la filariose de Bancroft.
Un vecteur assure la transmission biologique (ou mécanique) active d'un
agent infectieux d'un vertébré à un autre vertébré (RODHAIN et PEREZ, 1985).
- 22 -

---

1.4.1.
Rôle des Anophèles dans la transmission du paludisme
Le
paludisme est une
parasitose due à
un
hématozoaire du
genre
Plasmodium (BERGAL et al., 1986).
LARIVIERE (1987) résume le cycle des Plasntodii comme suit:
" Au cours de leur cycle biologique les Plasntodii changent constamment de taille et
de morphologie ainsi que l'habitat.
- Chez l'homme s'effectuent les multiplications asexuées (schizogonies),
dans les cellules parenchymateuses du foie d'abord (schizogonie exoérythrocytaire
ou stade tissulaire du parasite), puis à l'intérieur des globules rouges (schizogonie
end o-éry throcy ta ire).
- Chez le moustique (Anopheles ) un cycle sexué sporogonique aboutit à la
formation des sporozoïtes infestants inoculés à l'homme par la piqûre de l'insecte"
(fig. 8).
La transmission de cette maladie est habituellement réalisée par la piqûre
infectante d'anophèles vecteurs qui inoculent les formes plasmodiales .
L'anophèle
femelle
sonde
la
peau
avec
son
proboscis
(GORDON et
LUM5DEN, 1939) et inocule une salive anticoagulante et agglutinante (GRIFFITH5 et
GORDON, 1952). La femelle infestée injecte alors environ 10 % de la charge
sporozoïtaire localisée dans ses glandes salivaires dans les capillaires sanguins et les
tissus périvasculaires de l'hôte vertébré (BRY5KIER et LABRO, 1988). Les sporozoïtes,
qui
sont les
formes
infestantes
du
parasite
(GOLVAN, 1983),
sont
mobiles
(V ANDERBERG, 1974) et gagnent en moins d'une demi-heure le foie pour entamer la
schizogonie exo-érythrocytaire (GOLVAN, 1983).
- 23 -

---

1 CHEZ L'HOMME
1
Mérozoues issus cu foie et
ailant parasiter le s globules rouges
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Eclatement de la rosace:
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0
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Garnctocytes 0
1:0 0 i')
C!5" ~' \\jJ
Gamètes
0
1CHEZ L'ANOPHELE 1
8-< L /
Éclatement de l'oocyste
et libération des sporozoïtes
Oocyte contenant les sporozoïtes
Figure 8 : Cycle évolutif des Plasmodiums, (LARIVIERE et al 'f 1987)

---

1.4.2. Rôle des Anophèles dans la transmission de La
filariose
de
Bancroft
Wucherreria bancrojti, parasite de la filariose de Bancroft, est transmis en
Afrique tropicale et dans les îles voisines par Anopheles gambiae. Anopheles [unesius et
Culex quinquejasciatus (BRENGUES et al.; 1979). La transmission se fait également dans
le cas de cette parasitose par la piqûre infestante du moustique. Lors de cette piqûre,
les larves infectantes de filaire s'engagent dans les labelles qui sont 2 petits
appendices qui terminent le labium du moustique femelle, écartent les 3 valves qui
les forment et sortent par leur extrémité; les larves pénètrent activement dans la
peau puis gagnent les espaces lymphatiques chez l'homme nouvellement infecté
déterminant ainsi la contamination.
1.5. Outils et méthodes disponibles pour la lutte contre les anophèles
La lutte antilarvaire, la lutte imagocide, la protection individuelle et/ ou
collective sont les trois types de méthodes dont on dispose actuellement pour lutter
contre les vecteurs du paludisme (MOUCHET et al., 1991).
1.5.1. La lutte contre les larves
L'objectif de cette méthode est de réduire les populations d'anophèles à leur
source.
1.5.1.1.
Aménagement de
l'environnement
La modification de l'environnement par le drainage des eaux, l'assèchement
des marais, pourrait réduire les populations d'anophèles qui ont besoin de points
d'eau pour se reproduire.
A ces mesures d'aménagement il faut ajouter certaines mesures d'hygiène tels
que l'élimination des récipients péridomestiques et le nettoyage des réserves d'eau
domestiques (GOLV AN, 1983).
- 25 -

---

1.5.1.2. La lutte biologiq Lie
La lutte biologique consiste à utiliser des agents qui sont toxiques ou
infectieux vis-à-vis des insectes nuisants ou vecteurs ou qui en sont les prédateurs
(ANONYME, 1992).
Depuis près de 60 ans, les poissons larvivores sont utilisés pour lutter contre
les larves d'anophèles, mais leur emploi n'est efficace que si ces poissons peuvent
vivre dans les mêmes gîtes que les moustiques (MOUCHET et al., 1991). Des succès
ont cependant été enregistrés dans des citernes en Somalie (Auo et DELFINI, 1985) et
dans des puits de Djibouti (LOUIS et ALBERT, 1988) sur les larves de Anopheles
arabiensis.
La bactérie entomopathogène vraiment active contre les anophèles est Bacillus
ihuringiensis
(MOUCHET et al., 1991). Elle agit par ingestion et produit des lésions
létales du tube digestif des larves (MOUCHET et CARNEVALE, 1991). Ce bacille a un
pouvoir larvicide. En effet, avec une dose de l'ordre de 1.10 6 spores par millilitre
d'eau, il tue 100 larves de Anopheles siephensi en une centaine de minutes (DE
BARJAC, 1978). Bacillus thuringiensis, ayant une rémanence de moins de 24 h, des
traitements hebdomadaires seraient nécessaires en zone tropicale humide; le coût et
les problèmes de logistique du traitement excluent l'utilisation des formulations
actuelles (MOUCHET et al., 1991).
Une autre bactérie, Bacillus spnoericus, montre en laboratoire une bonne
efficacité contre les larves d'Anophèles mais sur le terrain l'inactivation d'une partie
des spores due aux rayonnements solaires a été observée dès 48h après le traitement
; c'est là un facteur limitant pour l'utilisation de ce larvicide contre les anophèles en
Afriq ue (NICOLAS, 1986).
1.5.1.3.
Les
larvicides chimiques
Le seul larvicide chimique utilisé contre les larves d'anophèles est le
Téméphos (Abate ®) en granulés à 1 ppm de matière active (MOUCHET et al., 1991).
L'abate est un composé organophosphoré qui a donné d'excellents résultats dans la
lutte contre les formes préimaginales de divers Diptères hématophages (SUBRA et al.,
- 26-

---

1970; QUELENNEC, 1970). L'abate a été utilisé avec succès sur les larves de Anopheles
gantbiae (SUBRA et al., 1973).
1.5.1.4. Les composés inhibiteurs de croissance
D'autres insecticides appartenant à la classe des inhibiteurs de croissance sont
des analogues d'hormones (DARRIET et al., 1987).
Les inhibiteurs de croissance sont de 2 catégories:
- les ecdysoïdes qui inhibent la sclérification de la cuticule après les mues
larvaires;
- les juvénoïdes qui bloq uent la nymphose, de sorte que la nymphe meurt
sans donner d' adu lte (MOUCHET, 1980).
Diverses études ont été cond uites en laboratoire et sur le terrain pour évaluer
la rémanence des inhibiteurs de croissance sur les anophèles (DARRIET et al., 1987 ;
KOTTKAMP et MEISCH, 1985 ; ESTRADA et MULLA, 1986 In DARRIET, 1987). Mais la
plupart d'entre elles ayant été réalisées dans un contexte purement expérimental, il
serait prématuré d'extrapoler leurs conclusions à des opérations de lutte à grande
échelle (DARRIET, 1987; MOUCHET et CARNEVALE, 1991).
1.5.2. - Lutte contre les adultes
La
lutte
contre
les
anophèles
adultes
est
basée
sur
les
traitements
intradomiciliaires (MOUCHET et CARNEV ALE, 1991) qui constituent depuis 1950
l'essentiel des mesures de prévention dans les zones d'endémie palustre (MOUCHET
et al., 1991).
1.5.2.1. Les
traitements
intradomiciliaires
* Quelques produits chimiques utilisés pour les traitements
intradomiciliaires
- 27 -

---

• Le D.D.T. est un organochloré utilisé en poudre mouillable à 2 g de produit
actif par m 2 de surface de gîtes larvaires (GENTILINI et al., 1990). Sa rémanence est de
6 mois et il doit être appliqué une ou deux fois par an suivant que la transmission du
paludisme est pérenne ou saisonnière (MOUCHET et CARNEVALE, 1991).
• La gamma H.C.H. ou Lindane à 0,5 g/ m 2 est deux fois moins rémanente
que le D.D.T. (GOLVAN, 1983).
• Le malathion est un organophosphoré utilisé à 2 g/ m 2 de produit actif, sa
rémanence est de 3 mois (MOUCHET et CARNEVALE, 1991).
• Le fénitrothion est un organophosphoré qui a les mêmes caractéristiques
que le malathion (GOLVAN, 1983).
• Le propoxur (BAYGON®) est un carbamate utilisé à 2 mg/ m-', TI est peu
toxique et très efficace contre les insectes domestiques (GENTILINI et al., 1990).
•
La
deltaméthrine
est
un
insecticide
appartenant
au
groupe
des
pyréthrinoïdes. La deltaméthrine (K. OTHRINE CE2S) a été utilisé en traitement
intradomiciliaire à Abidjan (Côte d'Ivoire) par la Mairie centrale en coJlaboration
avec l'Institut d'Hygiène de février à avril 1990. Ce traitement n'a pas donné les
résultats escom ptés (KEITA, 1990).
* Les limites des traitements intradomiciliaires
Selon
MOUCHET
et
CARNEVALE,
1991,
les
limites
des
traitements
intradomiciliaires sont de 3 ordres:
- facteurs humains;
- facteurs entomologiques;
- facteurs opérationnels.
- 28 -

---

Ces auteurs résument ces facteurs comme suit:
«les facteurs hu/nains
L'habitude des populations à dormir à l'extérieur des maisons à certaines
saisons et les veillées prolongées à l'extérieur;
Le refus des traitements intradomiciliaires en raison de la perte de confiance
en leur efficacité ou des dérangements qu'ils occasionnent.
-les facteurs entomologioues
Les résistances des anophèles aux insecticides classiques demeurent le
principal facteur entomologique.
Il existait en 1986, 50 espèces d'anophèles qui manifestaient une résistance
vis-à-vis d'au moins un pesticide; parmi les 50, au moins 11 espèces résistantes
constituent des vecteurs importants du paludisme à savoir: Anopheles albinanus ;
Anopheles arabiensis ; Anoplieles culicijacies ; Anopheles fluoiatolis ; Anopheles gambiae ;
Anopheles labranchiac ; /vnopheles pseudopunctipennis, Anopneles sadiarcoi ; Anopheles
sergentii ; Anopheles sinensis et Anoplreles stephensi (ANONYME, 1986).
- Facteurs opérationnels
Les facteurs opérationnels se résument à l'insuffisance de formation du
personnel, au manque de supervision et à l'insuffisance des moyens de logistique et
de structure d'intervention.
1.5.2.2. La protection individuelle et collective
Les
moustiquaires
imprégnées
de
pyréthrinoïdes
(deltaméthrine,
perméthrine) procurent une excellente protection aux sujets qui les utilisent, au
moins pendant leur sommeil (MOUCHET et al., 1991). Au Burkina-Faso, dans un
village hyperendémiq ue, cette méthode a amené une réduction de 60 % de la densité
de Anopheles ganibiae (CARNEV ALE, obs. pers. in MOUCHET et al., 1989).
La protection des maisons par des grillages à mailles fines placés sur des
ouvertures servant de voies d'entrées aux moustiques est également utilisée. Selon
- 29-

---

GOLVAN (1983) cette méthode est très peu utilisée car onéreuse tant lors de sa mise
en place que pour son entretien.
Les tortillons fumigènes, imprégnés de pyréthrinoïdes du groupe des bio-
alléthrines qui se subliment à 120°C, constituent également un moyen de protection
contre les moustiques (MOUCHET et al., 1989).
1.5.3.
La lutte
intégrée
Selon MOUCHET et al., 1989, cette lutte est fondée sur l'utilisation simultanée
et
complémentaire
des
méthodes
disponibles
chimiques,
biologiques
et
environnementales, en mettant l'accent sur les deux dernières. Ces auteurs pensent
cependant que cette approche demande une connaissance parfaite de l'écologie
locale des vecteurs, donc une expertise de haut niveau, ce qui rend sa mise en œuvre
très complexe.
De nombreux travaux ont été et continuent d'être effectués pour connaître la
biologie et l'écologie des Anophèles. Leur rôle comme vecteur de maladie a
également été établi. Les moyens de lutte contre ces insectes bien que nombreux se
trouvent confrontés à de graves problèmes de résistance, d'inefficacité etc. Devant
cette situation la recherche de nouveaux moyens s'impose.
- 30-

---

SgaOH.LElWi s $'7HnrH.LYW
: lI:JJl!dBq[J

---

La mise en évidence de l'activité larvicide de l'extrait aqueux de Persea
americana
sur les formes larvaires de Anopheles
gambiae
s.1. a nécessité une
production de larves par élévage en insectarium, des bioessais et des méthodes
d'études morphologique, histologique et cytologique.
2.1. Matériel
2.1.1. Matériel animal
Les larves de Anop1œles gambiae s.l. utilisées pour l'élevage ont été collectées
dans des gîtes permanents non traités constitués par 3 puits d'arrosage de cultures
maraîchères dans la commune de Marcory (Abidjan, Côte d'Ivoire)
2.1.2. Matériel végétal
Le matériel végétal était constitué de feuilles de Persea americana Miller, 1768
(fig. 9). Persea americana (l'Avocatier ordinaire) est un arbre à feuilles persistantes;
c'est une dicotylédone appartenant à la famille des Lauraceae
(GAILLARD, 1987).
Cette plante allochtone, originaire d'Amérique centrale est cultivée en Côte d'Ivoire,
dans toute la région forestière. En savane on la trouve jusqu'au niveau de KATIOLA
(AKE - ASSl, 1984).
Les feuilles sont alternes, ovales, à pétiole de 3 à 4 cm de long, le limbe est
vert, de dimension 12 sur 7 cm, courtement cuné aux deux extrémités avec 6 à 8
paires de nervures latérales bien marquées (KERHARO et ADAM, 1974).
- 32 -

---

- 88-
'(Çg6l 'jV la NnOHONV(C\\V)
Vl/VJI.lJlIIV
VJ5.lJd Jp a;;l\\pnJJ J'àI.L: 6 êlJn'àl:!

---

2.2.
Méthodes
2.2.1.
Production de larves de Anophèles gambiae s.l,
GILES 1902
2.2.1.1. - Incubation des œufs
Les œufs provenaient de pontes d'adultes de /vnopheles gambiae s.L. issus de
larves sauvages mises en élevage en Insectarium.
Les œufs ont été mis en incubation dans des bassines blanches en matière
plastique, de 2,7 1, de 8 cm de hauteur et de 28 cm de diamètre. Chaque bassine
contenait 0,51 d'eau bidistillée. Les œufs ont été répartis en lot de 200 par bassine.
La température et l'humidité relative de notre salle d'élevage ont été relevées
quotidiennement. Nous avons noté également la température de l'eau d'incubation.
2.2.1.2.
Elevage individuel de larves
Cet élevage a été réalisé dans 10 récipients en plexiglas de 8 cm de diamètre
et de 1 cm de hauteur, numérotés de 1 à 10 et remplis au 3/4 d'eau bidistillée
(fig.10a).
Des larves de stade 1 ont été placées dès éclosion dans les récipients à raison
d'une larve par récipient. Ces jeunes larves ont été nourries une fois par jour avec 20
mg de croquettes de viande pour chat de marque BREKKIES, réduites en farine et
finement tamisées. Nous avons noté quotidiennement et après observation à la loupe
binoculaire, les mues et Les stades larvaires. Ces larves ont été suivies jusqu'à l'état
d'imago.
2.2.1.3.
Elevage de groupe
Nous avons réalisé 3 lots de 100 larves de stade 1 de Anopheles gambiae s.L.
dans 3 bassines blanches ayant les mêmes caractéristiques que celles décrites
précédemment et contenant chacune 1 litre d'eau bidistillée (fig. lOb). Les larves ont
été nourries une fois par jour avec 150 mg de l'aliment mentionné.
- 34-

---

Les bassines contenant les larves ont été recouvertes d'un morceau de toile
moustiquaire pour éviter des pontes éventuelles d'autres moustiques (LANGERON,
1949). Nous avons procédé à des observations journalières jusqu'à l'obtention
d'anophèles ad ultes.
2.2.1.4. Elevage de nym phes
Nous avons prélevé les nymphes à l'aide d'une pipette aspirante, tous les
jours, dès leur observation dans les bassines d'élevage de larves. Les nymphes ainsi
prélevées ont été placées dans 3 boîtes en plexiglas de 8 cm de diamètre et de 5 cm
de hauteur à moitié rem plies d'eau bidistillée. Chaque boîte a reçu exclusivement les
nymphes d'une bassine déterminée. Ces boîtes ont été par la suite disposées dans
des cages avant]' émergence des adultes.
2.2.1.5.
Elevage des anophèles adultes
Les adultes qui ont émergé des boîtes contenant les nymphes ont été élevés
dans des cages constituées d'un cadre métallique cubique de 40 cm de côté,
recouvertes de toile moustiquaire. Une des faces du cadre ainsi recouvert comporte
une ouverture pourvue d'une manche par laquelle nous avons passé le bras pour
effectuer diverses manipulations à l'intérieur de la cage (fig. 10c).
Une enceinte sombre a été aménagée pour contenir les cages d'élevage. Nous
avons réalisé pour les moustiques adultes deux types d'alimentation:
- Une alimentation de maintien qui était constituée d'eau sucrée à 10 % de
saccharose. Nous avons imbibé de cette solution sucrée un papier filtre DURIEUX et
nous l'avons posé sur un tube Borel que nous avons placé à l'intérieur des cages
d'élevage.
- Une alimentation au sang a été réalisée sur cobaye, une fois toutes les 48h.
Le dos de l'animal a été rasé et nous l'avons placé dans un enclos de contention à
- 35-

---

grandes mailles. Le dos du cobaye, presque dépourvu de poils, était alors à la portée
des moustiques une fois l'enclos introd uit dans la cage d'élevage.
Les pondoirs, de couleur noire, étaient constitués par des boîtes en matière
plastique de 8 cm de diamètre et de 5 cm de hauteur. Nous avons disposé deux
pondoirs contenant chacun 150 ml d'eau bidistillée dans chaque cage d'élevage.
Après la ponte, le contenu des pondoirs a été versé dans les bassines blanches pour
l'incubation.
Pour connaître le nom bre d' œufs susceptibles d'être pond us par une femelle
gravide de Anopheles gtuubiae
s.l. en élevage, nous avons utilisé un dispositif qui
était constitué d'un grand pilulier de 90 ml de contenance, rempli au 1/3 d'eau
bidistillée ; nous y avons plongé une petite tige de bois dont la partie émergée
servait de support de repos à la femelle. Le pilulier a été maintenue fermé par une
toile moustiquaire (fig. 10d).
Pour chaque essai nous avons utilisé 10 femelles gorgées de sang prélevées
après le deuxième repas de sang et réparties individuellement dans les piluliers.
Trois essais ont été réalisés.
2.2.2. Préparation de l'extrait aqueux de Persea americana
Les feuilles de Persea americana
ont été séchées à la température ambiante.
Elles ont été ensuite finement broyées à l'aide d'un mixeur. La poudre végétale
obtenue a servi de produit de base à la préparation de l'extrait aqueux. Nous avons
préparé un mélange composé de 50 g de poudre végétale et de 2 litres d'eau
distillée. Ce mélange a été agité pendant 48h à la température ambiante à l'aide d'un
agitateur magnétique IKAMAG RCT, puis a été filtré sur Büchner avec du papier
filtre WATHMANN 3 mm et évaporé à pression réduite à la température de 50°C à
l'aide d'un évaporateur rotatif BUCHI. L'évaporât obtenu (8 ± 2g) était de couleur
brune et a servi à préparer les différentes concentrations.
- 36 -

---

100
lo..
Fig , 1() ,1 : D is po s iti f d 'él e v a g e indi vidu e l
lob
~.
.
Fig . lOb : D is p os iti f d ' élev age d e g roup(>
Fig . 'l Oc : Di sp os itif d ' Sie v a g e d es Irna c
Fig. IOd : 1 is p os i tif po u r la r éal isat ion d e p ont e ind ividu ell e

---

2.2.3. Méthodologie des bioessais
L'évaluation du pouvoir larvicide de l'extrait aqueux de Persea americana
a
été faite à partir d'une solution-mère à 17 mg/ml. Nous avons utilisé cette solution
pour obtenir une gamme de 10 concentrations: 85 lJ..g/ml, 170 IJ.g/ml, 255 IJ.g/ml,
340 Ilg/ ml, 420 lJ..g/ ml, 510 Ilg/ ml, 590 Ilg/ ml, 680 Ilg/ ml, 760 lJ..g/ ml et 850 Ilg/ ml.
Toutes les solutions (témoins et essais) ont été préparées avec de l'eau
bidistillée. Les bioessais ont été effectués dans des boîtes en plexiglas de 8 cm de
diamètre pour 5 cm de hauteur et 200 ml de contenance.
Nous avons testé les différentes concentrations sur tous les stades larvaires de
Anopheles gambiae s.l. afin d'observer la mortalité et]' évolution des mues en fonction
du temps et de la concentration.
Pour chaque stade et pour chaque concentration nous avons utilisé 100 larves.
Ces larves ont été réparties par lots de 25 dans 100 ml de solution-essai, puis
surveillées quotidiennement pendant 7 jours. Des boîtes témoins ont été réalisées.
Deux essais successifs ont été effectués pour chaque stade et pour chaque
concentration et nous avons enregistré la mortalité larvaire, la mortalité nymphale et
la mortalité à ]' émergence.
Lorsque la mortalité était comprise entre 5 et 20 % dans les témoins, une
correction était effectuée en appliquant la formule d'ABBOTT (ANONYME, 1963).
Lorsque la mortalité était supérieure à 20 %, le test était annulé.
La formule d'ABBOTT est la suivante:
X % - T%
Y% =
x 100
100 - T%
Y%=Pourcentage de mortalité corrigé
X%=Pourcentage de mortalité observé
T%=Pourcentage de mortalité témoin
- 38 -

---

L'analyse et l'exploitation des
résultats
des différents essais ont été
effectuées à l'aide d'un programme PROBIT (FINNEY, 1971) sur ordinateur. Le
probit d'une proportion P est l'abscisse qui correspond à une probabilité p dans
une distribution normale de moyenne 5 et de variance 1.
Ce programme permet la détermination des concentrations létales ainsi que
leurs intervalles de confiance au seuil de 5 % et les X2 qui traduisent l'ajustement
des droites de régression. En effet, pour une population normale d'insectes, la
mortalité due à un insecticide varie en fonction du logarithme de la concentration
ou du temps de contact, et graphiquement on obtient une courbe de Gauss. La
représentation directe des pourcentages de mortalité cumulée donne des courbes
sigmoïdes, difficiles à tracer et à interpréter. On procède alors à un double
changement de variable:
- les doses sont remplacées par leur logarithme décimaux;
- les pourcentages de mortalité sont transformés en leur probit.
On peut alors tracer, pour les points obtenus, une droite ou ligne de régression.
2.2.4.
Méthode d'étude de la stabilité l'extrait aqueux
de Persea ainericana.
La détermination expérimentale de la stabilité s'est effectuée à partir de larves
de stade 4. Nous avons préparé au 1e r jour (JI) 30 boîtes de 100 ml de solution-essai
à la concentration de 850J..tg/ml (dose létale après 24h). Ces boîtes ont été conservées
à la température ambiante et soumises à un éclairement de type nycthéméral.
Ce même jour (JI) nous avons réparti 50 larves dans deux boîtes à raison de
25 larves par boîte. La lecture de la mortalité s'est faite après 24h d'exposition des
larves au produit.
Au 2è m e jour (J2), 2 autres boîtes contenant chacune -100 ml de la solution-
essai âgée de 24h ont été utilisées avec 50 autres larves.
Nous avons procédé de même le 3è m e jour (J3) et les jours suivants avec à
chaque
fois
2
boîtes
contenant chacune
100
ml
de
la
solution-essai
âgés
respectivement de 48h, 72h, 96h et ainsi de suite.
Des boîtes témoins ont été préparées pour les différents jours.
- 39-

---

Lorsqu'à la lecture d'un essai au jour (Jn) nous avons constaté que la mortalité
de la solution-essai était égale à celle de la solution-témoin alors l'activité du produit
a été considérée comme révolue.
2.2.5. Etude morphologique des larves de Anopheles gambiae s.l.
tuées par l'activité de l'extrait aqueux de Persea americana
Les larves et nymphes mortes, ainsi que les adultes issus d'émergences
avortées, ont été observées à la loupe binoculaire et les anomalies morphologiques
ont été recensées et photographiées à l'aide d'une stéréoloupe WILD équipé d'un
dispositif photographique.
2.2.6. Etudes histologique et cytologique des larves soumises à
l'activité de Persea antericana
2.2.6.1. Méthodes histologiques
L'étude histologiq ue a été effectuée sur des larves de stade 4 car leur taille
facilite les prélèvements et les observations. Des larves témoins ont été directement
prélevées et fixées. D'autres larves ont été mises en contact avec l'extrait aqueux de
Persea americana à une concentration de 850 Ilg/ml et des prélèvements ont été
effectués à des temps variables : 30 min., Ih, 2h, 4h, 12h, 16h, 24h. Les larves
prélevées ont été fixées par immersion dans du Bouin alcoolique pendant 48h. Les
pièces fixées ont ensuite été déshydratées dans des bains d'éthanol de dégré
croissant (70°, 90°,100°) puis éclaircies dans du butanol. L'imprégnation s'est
effectuée à l'étuve dans 2 bains de paraffine de 6h chacun. Les pièces ont été incluses
définitivement à la température ambiante également dans de la paraffine. Les
coupes d'une épaisseur de 5 urn
ont été réalisées à l'aide d'un microtome
REICHERT-JUNG
2030.
Ces
coupes,
montées
et
colorées
à
l'AZAN
de
HEIDENHAIN (in MARTOJA et MARTOJA, 1967), ont été observées et photographiées
à l'aide d'un microscope ZEISS équipé d'un dispositif photographique.
- 40-

---

2.2.6.2. Méthodes cytologiques
Les prélèvements ont été effectués comme indiqué précédemment. Les larves
ont été fixées durant 2h dans une solution de glutaraldéhyde à 3 %. Les échantillons
sont rincés pendant une heure dans un tampon cacodylate et post - fixés pendant
une autre heure dans une solution de tétroxyde d'osmium (1 %) dans le même
tampon. Après un rinçage dans le tampon cacodylate, les échantillons ont été
déshydratés progressivement dans des bains d'éthanol (30°, 70°, 95°, 100°). Les 3
premiers bains durent 15 min. chacun, puis 3 x la min. dans l'alcool 100°. Les pièces,
après un passage dans l'oxyde de propylène (2 x 3 min.), ont été imprégnées dans un
mélange résine + oxyde de propylène puis dans la résine seule. L'inclusion s'est faite
dans de l'épon. Des coupes ultrafines réalisées dans les blocs à J'aide d'un
ultramicrotome (REICHERT AUSTRIA) ont été montées sur des grilles, et ont été
contrastées au moyen de l'acétate d'uranyle et du citrate de plomb.
Les
observations et les
micrographies ont été réalisées à
l'aide d'un
microscope électronique à transmission ZEISS 900.
- 41 -

---

Chapitre III .7
RESULTATS BT DISCUSSIONS

---

3.1. Production d e larves de Anopheles gambiae s.l. GILES 1902
3.1.1. Ecl osion des œufs
L'éclosion d es œ u fs d e Anopheles gambiae s.l. a e u lieu ap rès une durée de 24 à
48 h. La température journali ère mo yenne d e l'eau d 'in cubation é ta it de 26 ± O,S°c.
L'humidité relative e t la température d e la salle d 'élevage é taie nt respectivement d e
80 ± 1% et de 27,S ± D,SoC.
Les résultats d e l'éclosion des œufs nous ont permis d 'établir le tableau 1.
Tableau 1 : Pourcentages d 'éclosion observés ex périmen talemen t
chez A nopheles gambiae s.l.
N° des bassines
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Nombre d'œufs
200
200
200
200
200
200
200
200
200
200
au d épart
Nombre d'œufs
158
162
164
164
156
158
160
162
160
156
éclos
Pourcentages
79
81
82
82
78
79
80
81
80
78
d'éclosion
Les pourcentag es d 'éclosion ont varié d e 80 ± 2%.
3.1.2. Développements larvaire et nymphal
3.1.2.1. Elev age individuel de larves
Les résultats d e ce t éle vage sont consignés dans le tableau II.
- 43 -

---

Rappelons que nous sommes partis de la larves de Anopheles gambiae s.1. d e
stade I, réparties individuellement dans la récipients en plexiglas.
Tableau II : Evo lu tion des lar ves àe/vnopheiee gambiae s.l. ob ten ue pa r é levage individuel
~
N°
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
de bo ît e
1
S tade '1
Stade 1
S ta de 2
S ta de 2
Stade3
S tade 3
S ta de4
Sta de 4
Nymphe
Imago
Larve
Il
Stade '1
S ta de2
Sta de 2
Stade 3
Stade3
Stade 4
Sta de 4
Stade 4
morte
III
Stade 1
Stade 1
Stade 2
Stade 2
Stade3
Stade3
Stade 4
Stade 4
Nym ph e
Imago
IV
Sta de 'l
Stade 1
Stade 2
Stade 2
Stade3
Stade3
Stade 4
Stade 4
Nym ph e
Im ago
V
Stade 1
Stade '[
Sta de 2
Sta de 2
Stade 3
Stade3
Sta de 4
Sta de 4
Nymphe
Imago
Larve
VI
Sta de 1
Sta de 1
S tade2
Sta de 2
Stade3
morte
VII
Stade 1
Sta de 1
Sta de2
Stade 2
Stade 3
S la de3
Sta de4
S tade 4
Nym phe
Ima go
Larv e
VIII
Stade 1
Sta de 1
Stade 2
Sta de2
Stade 2
morte
IX
Sta de 1
Stade '1
Stade 2
Stade 2
Stade3
Stade 3
Stade 4
Stade4
Nymphe
Imago
Nymphe
X
Stade '1
Stade 2
Sta de 2
Stade 3
Stade 3
Stade 4
Sta de 4
Nymphe
Nymphe
morte
Les résultats du tableau II nous ont permis d 'établir le schéma général suivant
1
3
10
l1']---JOURS
t
t
t
t
t
t
t
4eMUE
PONTE
ECLOSION
leMUE
2e MUE
3e MUE
EMERGEN CE
NYMP HE
Figure Il : Durée des différents s tad es préimaginaux obtenue par élevage
individuel de A nopheles gambiae s.l.
- 44-

---

La durée du cycle de développement de l'œuf à l'imago a été de 10 à 11 jours.
3.1.2.2. Elevage de groupe
L'élevage de groupe ne permettant pas de suivre avec précision le passage
d'un stade larvaire à un autre, nous avons noté pour chaque lot, le nombre de larves
atteignant l'état de nymphe, le nombre de nymphe devenant imago et le nombre de
moustiques mâles et femelles.
Les résultats sont consignés dans le tableau III:
Tableau III: Evolution des larves de stade 1 de Anopheles gambiae
s.l.
dans 3 lots d'élevage de groupe
Temps
LotI
Lot II
Lot III
Total
Taux
100
100
100
300
1er jour
larves de
larves de
larves de
larves de
100%
stade 1
stade 1
stade 1
stade 1
76
60
67
203
Du 6e au 8e jour
67,66%
nymphes
nymphes
nymphes
nymphes
67
49
59
175
Du ge au io- jour
58,33%
Imagos
imagos
imagos
imagos
Les pourcentages des différents stades (larve, nymphe, imago) obtenus à
partir de cette expérimentation sont exprimés sur la figure 12 :
- 45-

---

%
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
Larve
Nymphe
Imago
Stades
Figure 12 : Evolution des différents stades (larve, nymphe, imago) obtenus à
partir de l'élevage de groupe de Anophcies gambiae s.l..
La durée du cycle de développement dans le cas de l'élevage de masse a été
de Il à 12 jours.
3.1.3. Les adultes
3.1.3.1. Les adultes obtenus
Nous avons obtenu à partir des 300 larves de stade 1 constituant les lots I, II et
Ill, 175 moustiques dont 91 femelles et 84 mâles soit respectivement 52 % et
48 %.
Le sex ratio a été donc de 0,92.
- 46-

---

3.1.3.2. Comportement alimentaire des adultes
L'alimentation de maintien, qui était composée d'une solution de saccharose à
10 %, a servi aussi bien aux moustiques mâles qu'aux moustiques femelles.
Concernant l'alimentation au sang, les résultats suivants ont été observés pour une
température journalière moyenne de 27°C et une humidité relative de 80 ± 1 %.
Tableau IV: Taux de femelles gorgées de sang au cours de différentes
alimentations sanguine dans 3 cages d'élevage de
Anopheles
gambiae s.1.
~e
1
II
III
Alimentation sanguine
1ère alimentation
27,41
26,08
10,44
2ème alimentation
34,54
54,54
48,27
3ème alimentation
33,33
55,55
44,82
4ème alimentation
25,00
53,33
42,85
N.B. : Les valeurs sont exprimées en pourcentage par rapport au nombre
de femelles présentes dans la cage
3.1.3.3. La ponte
Les pontes ont été observées 48 à 72 h après la prise du repas sanguin. Le
nombre d'œufs pondus dans le cas de l'élevage de masse par pondoir se situe dans
l'intervalle de 45 à 835 œufs. Les résultats des pontes individuelles ont été consignés
sur le tableau V.
- 47 -

---

Parmi les femel1es gorgées de sang, prélevées et suivies, 50 à 80 % ont pondu
effectivement après 48 h. Le nombre d'œufs par femelle se situait entre 54 et 143
œufs par ponte.
- 48-

---

TABLEAU V : Résultats des pontes individuelles obtenus sur 3 Essais
ESSAI l
ESSAI II
ESSAIm
~elles
Jour post
gorgées
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
prélèvement
"~
1
1er Jour
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
0
~1
2eme Jour (48h)
143
0
0
121 134
0
109
0
76
0
0
91
0
82
134
0
54
102 103 83
125
0
63
104
0
108 135
78
95
0
rn
rn
rn
tTl
tTl
tTl
tTl
tTl
tTl ·
tTl
tTl
tTl
tTl
rn
rn
tTl
tTl
tTl
rn
Q..
Q..
n
n
Q..
n
n
n
Q..
Q..
n
Q..
Q..
Q..
Q..
n
Q..
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3eme Jour (72h)
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0
91
0
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0
0
0
0
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57
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Les pontes ont lieu généralement 48h après la prise du repas sanguin et l'éclosion des oeufs après 72h ,

---

DISCUSSION ET CONCLUSIONS
L'éclosion des œufs de Anopheles gambiae s.l. s'est produite 24 à 48h après la
ponte. GOLV AN (1983) a indiqué ce même intervalle de temps comme étant celui
après lequel les œufs de Anopheles gambiae éclosent dans les conditions naturelles.
Les résultats des développements larvaire et nymphal obtenus avec les deux
types d'élevage (individuel et de masse) ont donné des valeurs presque similaires
quant à la durée de la vie préimaginale qui est de 11 ± 1 jours pour une température
moyenne de 27°C et une humidité relative voisine de 80 %. Cette durée a été établie
par GILLIES et MEILLON, 1973
in BRENGUES et al., 1979 à 9-11 jours pour une
température de 25°C. ROBERT (1989) a indiqué qu'à la température de 25°C, la phase
préimaginale chez Anopheles gambiae était d'une dizaine de jours. MOUCHET et
CARN EVALE (1991) ont noté que Anopheles gambiae accomplit son cycle préimaginal
en moins de 10 jours dans les mares temporaires ensoleillées où la température de
l'eau dépasse 30°C.
Les différences concernant la durée de la vie préimaginale ont été expliquées
par GOLVAN (1983) qui a noté que plus la température de l'eau se rapproche de
l'optimale (25 à 30°C) pour l'espèce, plus l'évolution larvaire est rapide.
Nous avons obtenu par l'élevage de groupe, 175 moustiques dont 91 femelles
et 84 mâles. Le sex-ratio est de O,92~ 1. BRUMPT (1949) a révélé que dans les élevages
de larves et de nymphes on obtient toujours un pourcentage sensiblement égal de
moustiques mâles et femelles à condition de l'établir sur un nombre important de
larves.
L'examen du tableau N
montre que la première alimentation sanguine a
donné des taux faibles de femelles gorgées de sang (27,41 ; 26,08 et 10,44).
L'alimentation au sang, étant réalisée sur le cobaye, pourrait nécessiter un temps
d'acceptation de l'hôte par les moustiques. Les autres repas de sang (2e, 3e et 4e) ont
donné en général des taux plus élevés.
Les pontes de Anopheles gambiae s.l. ont été observées 48 à 72h après la prise
du repas sanguin. Le nombre de repas de sang pris par les femelles de Anopheles
gambiae s.l. avant]' obtention de pontes est très variable. Un seul repas de sang
n'assure pas nécessairement le développement de l'ovaire qui induit la ponte
(DETINOV A, 1963). Le pourcentage de femelles gorgées de sang qui ont pondu
effectivement après le 2e repas de sang, varie entre 60 et 80 % dans le cas de nos
expérimentations de pontes individuelles. Le nombre d' œufs par femelle était en
- 50-

---

moyelU1e de 98 œufs. ROBERT (1989) a signalé que chez Anopheles gambiae
la
maturation ovarienne donne habituellement 150 œufs.
L'écart observé quant au nombre d'œufs peut être imputable à la température
et à la nutrition; en effet, selon SEGUY (1950), la production des œufs est étroitement
liée à un certain degré de chaleur et à la valeur nutritive des aliments consommés
par les futurs adultes à l'état larvaire.
L'élevage expérimental de Anopheles gambiae s.l. nous a permis d'obtenir en
permanence une production larvaire nécessaire à la réalisation de nos bioessais. Cet
élevage nous a apporté dans le même tem ps une connaissance du cycle de
développement de ce moustique dans nos conditions expérimentales.
3.2. Activité larvicide de l'extrait aqueux de Persea americana sur les
différents stades larvaires de Anophèles gambiae s.l.
3.2.1. Activité dose-réponse de l'extrait aqueux de
Persea americana sur les stades larvaires
L'évolution des pourcentages moyens de survivants des différents stades
larvaires de Anopheles gambiae s.l. exposés à l'extrait aqueux de Persea amertcana
pendant 24h en fonction de la concentration, est traduite par la figure 13.
Nous constatons qu'au stade 1 aucun survivant n'est observé à partir de 510
Jlg/ ml; au stade 2 la concentration de 760 Jlg/ ml a entraîné la mort de la totalité des
larves. Il a fallu 850 Jlg/ ml pour obtenir la mort de toutes les larves de stades 3 et 4.
Nous observons également qu'aux faibles valeurs de concentration (0 à 170
Jlg/ml) les larves des stades 1 et 2 présentent le même taux de survivants .
La sensibilité des larves de Anopheles gambiae s.l. à l'extrait aqueux de Persea
americana, est inversement proportionnelle au stade larvaire.
A la dose de 170 ug/ ml le pourcentage de survivants est le même pour les
stades 1, 2 et 3. Pour la dose de 340 ug/ ml , ce pourcentage est le même pour les
stades 2 et 3 .
- 51 -

---

Le nombre de survivants
des stades larvaires en fonction de l'exposition
montrent que les concentrations létales diminuent avec l'augmentation de la durée
du traitement (voir annexe A). En effet, pour le stade I, la concentration létale est de
510 Ilg!ml pour une durée d'exposition de 24 h, alors qu'elle est de 255 Ilg!ml pour
96 h (4 jours) d'exposition. TI en est de même pour le stade 2 : 760 Ilg! ml pour 24 h
d'exposition et 420 Ilg! ml pour 4 jours.
- 52 -

---

100
90 i\\
,/.
80
\\"
-.
\\ ...~ ' ~
70
- - . - - Stade 1
-c:: 60
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-
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\\
'
- - 0 - - Stade 2
\\
Œ
50
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VJ
QJ
"0
\\
'\\
- - . - - Stade 3
0 _
~
40
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30
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20
10
~ .~~~- -
~
0
- -----1------------• - ~
.
Cl
o
85
170
255
340
420
510
590
680
760
850
1000
Concentration en }Jg/mI
Fig . 13:
Evolution des pourcentages moyens de survivants pour les
différents stades larvaires de An oph cles gamb iae
s.I. exposés h
des concentrations croissantes de l'extrait aqueux de
Persea americana pendant 24h.

---

3.2.2.
Détermination des concentrations létales.
La détermination des concentrations létales (CL), effectuée par l'analyse
Pro bit a montré que l'hypothèse de linéarité nécessaire pour l'obtention des
concentrations létales se vérifie pour tous les stades larvaires de Anopheles gambiae
s.1.. La droite de régression Probit : f (log concentration) obtenue pour les différents
stades larvaires est représentée sur la figure 14.
Les
valeurs de CL obtenues pour chaque stade sont consignées dans le
tableau VI:
Tableau VI : Valeurs des concentrations létales pour chaque stade larvaire
de Anopheles gambiae s.1. soumis à l'activité de l'extrait aqueux de
Persea americana
~ Stade1 Stade2 Stade3 Stade4
CL en ug/ml
CL5D
79
73
144,09
317,61
CL9D
467,6
485,58
593,05
897,06
CL 95
772,9
828,35
885,82
1204,2
La comparaison des valeurs de concentration létale montre que la sensibilité
des larves à l'extrait aqueux de Persea americana est inversement proportionnelle au
stade larvaire.
Les intervalles de confiance des différentes CL au seuil de 5 %, les valeurs de
X2 et les caractéristiques des droites de régression figurent à l'annexe B.
- 54 -

---

98
•
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7
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1
X STADE 2
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1O · ~
10.1
1
10
DOSAGE (mg/l)
Figure 14 : Evaluation en laboratoire de l'activité de l'extrai t aqueux de
Persca aniericnna sur les différents stades larvaires de Anophele:
gll 1.'l i1i o (' s.\\.

---

3.2.3. Développement des stades larvaires de Anopheles gambiae s.l.
soumis à des solutions de concentrations croissantes de
l'extrait aqueux de Persea americana
L'évolution des larves de stade 1 a donné les résultats exprimés sur la figure
15.
Nous constatons que les larves témoins passent au stade 2 après 24h, au stade
3 après 72h, au stade 4 après 144h. Après 192h (8 jours) nous obtenons des nymphes.
Les imagos sont obtenus après 216h (9 jours). Les larves traitées à 85 !-tg!ml
atteignent le stade 2 après 48h d'exposition.
Après 144h d'exposition, elles
demeurent au stade 2. A 170 !-tg!ml les larves traitées passent au stade 2 après 96h
d'exposition, y demeurent jusqu'à 144h de traitement puis meurent.
De 255 à 850 !-tg!ml, les larves de stade 1 traitées ne subissent aucune mue
avant de mourir à des périodes variables selon les concentrations. Aucune larve de
stade 1 traitée n'a donné d'imago. Seules les témoins donnent des imagos dont le
nombre varie entre 20 et 21, cela à partir de 25 larves au début des expérimentations.
Au niveau du stade 2 (figure 16), les larves exposées à des concentrations
allant de 85 !-tg!ml à 340 !-tg!ml ont su bi des retards de croissance par rapport aux
témoins. Pour les concentrations allant de 420 !-tg!ml à 850 !-tg!ml les larves traitées
n'ont pas dépassé le stade 2 (fig. 15) . Le nombre moyen de moustique obtenu sur 25
larves de stade 2 en fonction des solutions de concentration croissante de Persea
americana sont consignés dans le tableau VII :
Tableau VII : Nombre moyens de moustiques obtenu après exposition des larves
de stade 2 de Anopheles gambiae s.l. à des solutions de
concentration croissante de l'extrait aqueux de Persea americana.
Concentration
0
85
170
255
340
420
510
590
680
760
850
en ng/ml
Nombre moyen de
22
3
1
1
l
0
0
0
0
0
0
moustique obtenu
- 56-

---

l:!:J ~ ~ ~ ~ ~ ~ ~ ~ ~ ~ [cl
g/ml
OH
24H.
DDDDD
48H.
DDDDDDD
72H.
DDDDDDD
96H.
DDDDDDDD
120H.
• D D D D D D D D
I44HIII.
DDDDDDDD
168HII D D D D D D D D D D
I92HD D D D D D D D D D D
210H. D D D D D D D D D D
Stade I
• Stade2
Il Stade 3
• Stade4
D Nymphe
• Adulte
D Individus morts
Fig. 15: Evolution des mues des larves de stade 1 de Anopheles gambiae s.l.
traitées à différentes concentrations de l'extrait aqueux de
Persea americana en fonction du temps.

---

l!J ~ l.!22J 125511 340114201 ~ 15901168011760118501 [cl
•
u g/ml
Oh.
•
DD
2 4 h . .
• • • •
DDDD
4 8 h . . .
12hllllll
DDDD
DDDDDD
96h • • • •
DIiIiIiIiDDDDDD
120h
.DD • • DDDDDD
144h
DIIDDDDDD
168h • • •
DDDDDDD
192h • • • •
DDDDDD
216h • • • • •
~
Stade 2
ml
Stade 3
~
Stade 4
D
Nymphe
. .
Il
Imago
D Individus
morts
Fig. 16 : Evolution des larves de stade 2 de Anopheles
gambiae s.l. exposées à des solutions de
concentration cro issan te de l'extrait aqueux de
Persea americana en fonction du temps.

---

Aucun imago n'est obtenu à partir de 420 J!g/ml.
L'évolution des larves de stade 3 a donné les résultats suivants (fig. 17) : les
larves témoins et celles traitées de 85 J!g/ ml à 420 J!g/ ml ont évolué de manière
identique dans le temps. Les nymphes
ont été obtenues après 96h et les imagos
après 120h. A la concentration de 510 J!g/ml nous avons observé à partir de 96h un
retard de croissance par rapport aux concentrations précédentes. Aucun adulte n'a
été obtenu à partir de 590 J!g/ml. Les nombres moyens d'imago obtenus sur 25
larves de stade 3 en fonction des concentrations figurent sur le tableau VIII:
Tableau VIII: Nombre moyens de moustiques obtenus après traitement des
larves de stade 3 de Anopheles gambiae s.l. avec des solutions
de concentration croissante de l'extrait aqueux de Persea americana.
Concentration
0
85
170
255 340
420 510 590
680 760 850
en ng/ml
Nombre moyen de
21
5
2
1
1
1
0
0
0
0
0
moustique obtenu
Enfin, l'évolution des larves de stade 4 traitées à différentes concentrations de
l'extrait aqueux de Persea americana, a donné les résultats suivants : après 24h, les
larves témoins et traitées de 85 à 760 J!g/ ml sont passées au stade nymphal. A 850
J!g/mlla mortalité est totale (fig. 18).
Aucun imago n'a été observé à partir de 680 J!g/ ml. Les nombres moyens
d'adulte obtenus à partir de 25 larves de stade 4 en fonction des concentrations sont
consignés dans le tableau IX :
Tableau IX: Nombre moyens de moustiques obtenus après traitement des
larves de stade 4 de Anopheles gambiae s.l. avec des solutions
de concentration croissante de l'extrait aqueux de Persea americana.
Concentration
0
85
170
255 340 420 510 590
680 760
850
en ug/ml
Nombre moyen de
21
5
4
4
2
2
1
1
0
0
0
moustique obtenu
- 59-

---

l!:J ~ ~ 125511340114201 ~ 159011 68011 76011 8501 [cl
)l g/ml
O h • • • • • • • • • • •
D
24h • • • • • • • • • •
DD
48 h • • • • • • • • •
DD
72h • • • • • • • • •
D D D D D D • • • D D
96 h
DDDDD
120h • • • • • •
DDDDD
144h • • • • • •
DDDD
168h • • • • • • •
m Stade 3
§
Stad e 4
0
Nymph e
. .
Il
Im ago
D Individus
mor ts
Fig. 17 : Evolution des larves de stade 3 de Anophe/es
gambiae s .I. exposées à des solutions de
concentration croissante de l'extrait aqueux de
Persea americana en fonction du temps.

---

L!:J ~ 117011255113401142011510115901168011760118501 [cl
Oh ===========pg/ml
24h DDDDDDDDDDD
DDD
48h • • • • • • • •
§
Stade 4
[J
Nymph e
. .
Il
Imago
D Individus
morts
Fig. 18 : Evolution des larves de stade 4 de Anopheles
gambiae s.1. exposées à des solutions de
concentration croissante de l'extrait aqueux de
Persea americana en fonction du temps.

---

3.2.4. Etude de la stabilité de l'extrait aqueux de Persea americana
sur les larves de stade 4 de Anopheles gambiae s.l.
La stabilité expérimentale de l'extrait aqueux de Persea americana pour la
concentration de 850 Ilg/ ml sur les larves de stade 4 de /vnopheles gambiae s.l. a été
de 5 jours (120h). Les différents lots témoins ont donné une mortalité égale à 2 larves
sur 25 après 24h. Au 6e jour, les mortalités lues après 24h sont égales aussi bien
chez les larves exposées à Persea americana que chez les larves témoins.
DISCUSSION ET CONCLUSIONS
L'analyse de la figure 13 et des tableaux de l'annexe A montre que tous les
stades larvaires de Anopheles gambiae s.l. sont sensibles à l'extrait aqueux de Persea
americana . Cette sensibilité augmente avec la concentration, par contre, elle est
inversement proportionnelle au stade larvaire. Ainsi, après 24h d'exposition, les
concentrations de 510 et 760 Ilg/ ml ont provoqué respectivement la mort de la
totalité des larves de stade 1 et 2 alors qu'il a fallu pour cette même durée
d'exposition une solution à 850 Ilg/ml de l'extrait aqueux de Persea americana pour
obtenir 100% de mortalité chez les larves de stades 3 et 4.
Les pourcentages de survivants identiques pour les stades 1 et 2 après 24 h
d'exposition à une solution à 170 Ilg/ml et ceux des stades 2 et 3 à 340 Ilg/ml (fig.13)
montrent que pour une durée d'exposition et une concentration données, les stades
larvaires de Anopheies gambiae
s.l. peuvent réagir de la même manière avant de
donner des pourcentages de survivants différents. Cela traduirait une certaine
chronologie dans les possibilités d'action de la toxine présente dans l'extrait aqueux
de Persea americana .
L'évolution des larves de Anophetes gambiae s.l. dépend d'une part de la
concentration de l'extrait, d'autre part du stade larvaire et du temps de contact
larve-insecticide. D'une manière générale, nous avons noté un ralentissement ou un
arrêt de développement des lots de larves traitées par rapport aux lots de larves
témoins. Ce ralentissement ou cet arrêt de la croissance est d'autant plus grand que
la concentration de la solution d'exposition est plus élevée et que le stade larvaire est
- 62 -

---

plus jeune. Ainsi, au niveau des larves de stade 1 nous avons remarqué un arrêt total
du développement larvaire à partir de 255 Ilg/ ml.
Nous avons observé des prolongations de la durée de la vie larvaire: il a fallu
144 h (6 jours) pour que les larves témoins de stade 2 atteignent l'état d'imago. Les
larves de stade 2 exposées à la concentration de 85 Ilg/ml ont nécessité 168 h (7
jours) pour parvenir au stade imaginaI; celles exposées à 340 Ilg/ ml sont devenues
imago après 216 h (9 jours).
L'extrait aqueux de Persea americana exerce une action létale, mais aux faibles
doses on observe une prolongation de la durée des stades larvaires. Cette action
observée sur le développement des larves de moustique à partir d'extraits végétaux
a été étudiée par ATIRI et PRASAD (1980); ZEBITZ (1986); MWANGI et al. (1988) qui
ont obtenu des résultats presque similaires respectivement avec: des extraits d'huile
de Neem ; des extraits d'amende de graine de Neem ; et une fraction extraite du
fruit de Melia oolkensii (Meliaceae).
La comparaison des droites de régression (Fig. 13), révèle un comportement
presque équivalent des larves de stade 1 et 2 de /snopheles gambiae s.l. vis-à-vis de
l'extrait aqueux de Persea americana. Par contre, il apparaît que la sensibilité est plus
nette pour le stade 3 par rapport au stade 4. Les valeurs des concentrations létales
consignées dans le
tableau VI attestent ces
comparaisons.
Les
valeurs
des
concentrations létales, ainsi que celle de la stabilité de l'extrait aqueux de Persea
americana pourraient être améliorées. En effet, l'extrait utilisé pour les tests est un
extrait total contenant plusieurs molécules qui ne concourent sûrement pas toutes à
l'action larvicide recherchée. Nous pensons qu'un fractionnement de cet extrait total
nous préciserait mieux la nature des molécules actives et améliorerait les valeurs des
concentrations létales et peut-être de la stabilité.
3.3. Etude morphologique des larves de Anophèles gambiae s.l. tuées par
l'activité de l'extrait aqueux de Persea americana.
Les larves mortes sous l'effet de l'activité de Persea americana, sont soit
assemblées ou isolées à la surface des solutions-essais, soit posées isolément au fond
des boîtes contenant ces solutions.
Les larves mortes ont généralement le corps recourbé et leur colonne
alimentaire apparaît par transparence très sombre (fig. 19a). Certaines larves ont la
tête qui, sans s'en détacher, se sépare très nettement du reste du corps (fig. 19b).
- 63-

---

Les larves de stade 4 meurent parfois au début de la nymphose: certaines
n'arrivent pas à s'extirper de l'exuvie larvaire qui reste alors attachée, soit à
l'abdomen, soit au céphalothorax (fig.19c) ; d'autres larves réussissent la nymphose
puis meurent au stade nymphal. Les nymphes mortes présentent un corps déroulé et
des pièces buccales profondément modifiées (fig. 20a).
Nous avons également observé des adultes morts à l'émergence ; ainsi,
certains adultes sont capables de libérer leur partie antérieure et leur abdomen, mais
leurs pattes restent en partie prisonnières de l'exuvie nymphale (fig. 20b) ; d'autres
adultes réussissent à s'extirper de l'exuvie nym phale, mais les pièces buccales et les
pattes frêles restent collées au corps (fig. 20c).
- 64-

---

Figure 19 [a-cl:
Morphologie des larves de Anopheles gambiae s.L mortes
du fait de l'activité de Persea americana
Fig. 19a :
Larve morte à corps recourbé
ca : co lonne alimentaire
Fig. 19b:
Larve morte présentant la tête qui se sépare du reste du corps.
sp: niv eau de la séparati on
ca : colo n ne alimentaire
Fig. 19c :
Larve morte pendant la nymphose.
ex : ex uvie rattach ée a u Céphalo tho rax .
- 6. -

---

190
19b
19c
66 ·

---

Figure 20 [a-cl:
Morphologie de la nymphe et des imagos émergents
de Anophèles gambiae s.l. morts du fait de l'activité de
Persea americana.
Fig . 20a :
Nymphe morte présentant un corps déroulé.
pb : pièc es bu ccales.
Fig . 20b :
Emergence incomplète d'un imago avec les pattes (p)
rattachées à l'exuvie nymphale (ex).
Fig . 20c :
Imago avec pièces buccales (pb) et pattes (p) frêles restant
collées au corps.

---

200
p
20c
68-

---

DISCUSSION ET CONCLUSIONS
Les anomalies morphologiques observées sur les larves, nymphes et adultes
émergents morts sous l'effet de l'extrait aqueux de Persea americana présentent des
similitudes avec celles observées par de nombreux auteurs ayant travaillé sur des
composés inhibiteurs de croissance. C'est notamment le cas de AWAD et al. (1984)
qui ont travaillé sur l'action de la cyromazine (N-Cyclopropyl-1,3,5-triazine-2A,6-
triamine) sur les larves de Culex quinquefasciaius. C'est également le cas de V ASUKI et
RAJAVEL (1992) qui ont mis en évidence l'action de l'hexaflumuron (N-(((3,5-
dichloro-4
(l,l,2,2-tetrafJuoroethoxy)
phenyl)
amino)
carbonyl)
2,6-
difluorobenzamide) sur Culex quinquefasciatus , Aedes aegypti et Anophetes siephensi.
Ce constat pourrait nous donner une indication du mode d'action de l'extrait
aqueux de Persea americana. En effet selon les premiers auteurs cités, la cyromazine
affecte
la
balance
hormonale
qui
contrôle
le
développement
de
l'insecte.
L'hexaflumuron est selon VASUKI et RAJAVEL (1992) un poison de l'estomac qui agit
après ingestion.
FOURNIER (1988) a indiqué que du point de vue fonctionnel on distingue des
insecticides actifs:
- après ingestion, ceux-ci agissent au niveau du tube digestif;
- par contact, absorbés par la cuticule;
- par inhalation et diffusant dans l'hémolymphe (fumigants gazeux).
Nous avons donc procédé à des investigations histologique et cytologique
pour pouvoir conclure ou émettre des hypothèses sur le mode d'action de l'extrait
aqueux de Persea americana.
- 69 -

---

3.4. Etudes histologique et cytologique
3.4.1. Etude histologique
3.4.1.1. Histologie des larves témoins
L'organisation générale d 'une portion du tube digestif d'une larve témoin de
stade 4 de Anopheles gambiae s .l. est donnée par la figure 21 .
Un aperçu des cellules de cette portion est consigné sur la figure 22.
Nous limiterons la présentation de l'histologie à trois régions de l'intestin
moyen (mésentéron) des larves de stade 4 : les parties antérieure, intermédiaire et
postérieure (fig.22). L'intestin moyen est en effet le siège majeur de IIabsorption
(WIGGLESWORTH ,1942 In WATERHOUSE et al., 1958; KARCH,1983 )
Ces trois parties sont constituées de tissus épithéliaux unistratifiés. Leur
description se fera suivant les indications générales de MOURIQUAND (1975).
- Les cellules de la partie antérieure du mésentéron sont cubiques (1,07 x 1,07
um). le noyau est toujours en position centrale. La région apicale des cellules montre
un fin plateau strié (fig . 25a).
- Dans la partie intermédiaire du mésentéron les cellules sont pavimenteuses
(cellules plus larges (1,8 urn) que hautes (0,7 umj). Le noyau est toujours central. Les
cellules constitutives sont pourvues dans leur partie apicale d'une bordure en brosse
(fig. 24a).
- Les cellules de la partie postérieure du mésentéron sont prismatiques
( hauteur (1,2 um) ; largeur (0,5 umj) . La partie apicale des cellules est constituée
d'un plateau strié plus large que ceux des deux types cellulaires précédents. Le
no yau est toujours en position centrale (fig. 23a) .
3.4.1.2. Histologie des larves soumises à l'activité
de Persea americana
L'étude des modifications histologiques observées au cours des différentes
étapes du processus entraînant la mort des larves de Anopheles gambiae s.l. nous a
permis de voir que seul l'intestin moyen a subi de profonds changements.
- 70-

---

I nt e stin ant éri eu r
Cae ca gas t riq ues
I nt e stin moyen
(m ésen t éron)
n
Tube de ~Ia lpi gh i
~j-~~~}_---------------------------l n te st i n pos té rieu r .
Q. 4 ]rnm
Figure 21
Organisation générale d'une portion du tube digestif d 'une larve de
moustique.
- 7L -

---

\\-{-----".rl'1\\t---
Pha ryn x
TETE
__"--""",",-- ~~~~S~C::- -------- Oesop hage
ffl~l~~~~~--\\\\---:---~ Ce11ul e du Cardi a
~!Hl."'fnw----t------ Invagination oe sophagienne
THORA X
~~~_~
Cel l u le du Caec um ga striq ue
~~i__--S::..:....-
~ Cellul e de l a partie
a nté r ie u re du mésen té ron
r--.----------- Membrane péri troph ique
j I f - - - - ' ' - ' , f - - - - - - - Fl ux a l i me n ta i r e
~y.~~-_f--------- Cel l ule de la parti e
ABDOMEN
i nt erméd i aire du més ent érop
~~H---4r.-------- Cel l ule de l a partie
post éri eure du més e nt éron
Il éon.
+-----t---'---- - -~
/
\\
/
\\.
0 .6 mm
\\.
/
"- ...
1
Figure 22 : Organisation générale des cellules du tube digestif d'une larve de
stade 4 de Anopheles
gambtfle s.l.
- 7'1. -

---

Ainsi, au niveau des tissus de larves traitées, la première modification
concerne le flux alimentaire qui présente des discontinuités par endroit. L'évolution
morphologique de l'intoxication par l'effet de l'extrait aqueux de Persea americana
présente une certaine chronologie. En effet, les premières cellules à être atteintes
sont celles de la partie postérieure de l'intestin moyen, qui déjà après 30 min.
s'hypertrophient. L'aspect du tissu correspond à celui du témoin grossi.
Après lh d'exposition, nous constatons que certaines cellules de la partie
postérieure du mésentéron se lysent et rejettent leur matériel cytoplasmique.
C'est seulement après 2h d'exposition que les cellules des parties antérieure et
intermédiaire du mésentéron présentent à leur tour une hypertrophie. Les cellules
de la région postérieure présentent pour ce même temps, une lyse apicale et leur
matériel cytoplasmique s'accumule dans la lumière du mésentéron entre la
membrane péritrophique et l'épithélium intestinal (fig. 23b).
Les observations faites après 4h de traitement montrent des cellules de la
partie postérieure du mésentéron présentant de nombreuses plages de lyse
intercellulaire (fig. 23c). Les cellules des zones intermédiaire et antérieure présentent
également des lyses intercellulaires et par endroit un début de désorganisation
cellulaire (fig. 24b et 25b).
Après 10h d'exposition les cellules de la partie postérieure du mésenteron
n'ont plus de forme propre suite à la désorganisation cellulaire. Nous notons une
dégradation très importante du tissu. Cependant, quelques noyaux sont encore
visibles. La lyse des cellules des portions intermédiaire et antérieure est
très
significative. On ne distingue plus nettement les formes cellulaires.
La dégénérescence cellulaire continue jusqu'à la mort des larves qui se
produit après un intervalle de temps variant entre 12 et 16h d'exposition. Les
observations faites après 16h d'exposition montrent les trois types cellulaires
totalement dégénérés (fig. 23d ; 24c et 25c).
- 73-

---

Figure 23 [a - d] : Histologie de la partie postérieure de l'intestin moyen de larve
de stade 4 de Anopheles gambiae s.l,
Coloration: Azan de Heiden Hain.
Grossissement: x 1000
Fig. 23a : Coupe longitudinale de la partie postérieure de l'intestin moyen
de larve témoin.
ca : co lonne alimentaire ; mp : membran e péritrophique ;
ps : plat eau strié; cp : ce llu les de la part ie postéri eure ;
mb : m embrane basale ; N : noyau; tm : tissu muscul air e.
Fig. 23b : Coupe longitudinale de la partie postérieure de l'intestin moyen
de larve après 2h d'exposition à l'extrait aqueux de Persea
americana.
la : lyse a p ica le ; sb : séparation à la bas e d es ce llu les.
mb : membrane basale ; ca : colonne alimentaire; N: n oyau
Fig. 23c : Coupe longitudinale de la partie postérieure de l'intestin moyen
de larve après 4h d'exposition à l'extrait aqueux de Persea
americana.
pl : pl a ges de lyse;
mb: membrane basale;
ca: colonne a lime n ta ire
Fig. 23d : Coupe longitudinale de la partie postérieure de l'intestin moyen
de larve après 16h de traitement à l'e xtrait aqueu x de Persea
americana.
cd : cellu les dét ruites;
ca : co lo nne a li me ntai re.

---

·75"

---

Figure 24 [a - cl : Histologie de la partie intermédiaire de l'intestin moyen
de larve de stade 4 de Anopheles gambiae s.l.
Coloration: Azan de Heiden Hain.
Grossissement: x 1000
Fig. 24a : Coupe longitudinale de la partie intermédiaire de l'intestin
moyen de larve témoin.
ca : colo nne alim entaire; m p : membran e p éri trophique ;
ps : plateau s trié; ci : cellules de la partie int ermédiaire ;
mb : m embrane basal e ; N : no yau.
Fig. 24b : Coupe longitudinale de la partie intermédiaire de l'intestin
moyen de larve après 4h d'exposition à l'extrait aqueux de
Persea americana.
ec: espace int er cellulair e ; la : lys e apicale;
mp: membrane p éritropluque: ca: colo nn e alimentaire; N: noyau.
Fig. 24c : Coupe longitudinale de la partie intermédiaire de l'intestin
moyen de larve après 16h d'exposition à l'extrait aqueux de
Persea americana.
cd : cellules d étruites ; rca : rupture de la colonne alim entaire.
ca : co lo nne al imentaire; tm : tissu musculaire.
-76-

---

77 -

---

Figure 25 [a - cl : Histologie de la partie antérieure de l'intestin moyen de larve
de stade 4 de Anopheles gambiae s.l.
Coloration: Azan de Heiden Hain.
Grossissement: x 1000
Fig. 25a : Coupe longitudinale de la partie antérieure de l'intestin moyen
de larve témoin.
cn : cellules de la partie antérieure; ept : espace péri trophique ; ps : plateau strié
mb : membrane basale; N : noyau ; pei : première cellule de la partie intermédiaire.
Fig. 25b : Coupe longitudinale de la partie antérieure de l'intestin moyen
de larve après 4h d'exposition à l'extrait aqueux de
Persea americana.
ec : espace intercellulaire; tm : tissu musculaire.
pl : plages de lyse; N : noyau; ca: colonne alimentaire.
Fig. 25c : Coupe longitudinale de la partie antérieure de l'intestin moyen
de larve après 16h d 'exposition à l'extrait aqueux de
Persea americana.
cd : cellules détruites; ca: colonne alimentaire.

---

-79 -

---

3.4.2. Etude cytologique
3.4.2.1. Cytologie des larves témoins
La partie antérieure de l'intestin moyen des larves témoins de Anopheles
gambiae s.l. est formée d'une couche de cellules jointives. La surface apicale de ces
cellules présente des microvillosités (fig. 27a). En dessous de ces microvillosités,
nous observons de nombreuses mitochondries de différentes formes . Le noyau
volumineux, est en position centrale et est entouré d'un important réseau de saccules
de réticulum endoplasmique granulaire, de mitochondries et de ribosomes.
La membrane basale de ces cellules présente de nombreuses interdigitations
(fig. 28a).
Les cellules de la partie intermédiaire du mésentéron sont également
pourvues de microvillosités. Le noyau des cellules est en position centrale et
présente dans sa périphérie un important réseau de réticulum endoplasmique
granulaire et des mitochondries.
La partie postérieure de l'intestin moyen présente des cellules avec des
microvillosités plus compactes et plus larges que celles des deux autres types
cellulaires. Le noyau est toujours central et présente un nucléoplasme avec une
chromatine plus ou moins dispersée et un nucléole. A la périphérie du noyau, nous
remarquons aussi la présence du réseau de réticulum endoplasmique granulaire, de
ribosomes libres et de nombreuses mitochondries. La membrane basale présente des
interdigitations entre lesquelles nous observons quelques mitochondries.
3.4.2.2. Cytopathologie des larves traitées
La cytopathologie à été mise en évidence par l'analyse des organites des
cellules de la zone antérieure de l'intestin moyen parce que cette zone est d'une part
très facile à repérer et d'autre part les phénomènes cytologiques y sont assez lents
par rapport aux deux autres segments.
Les premiers organites qui subissent des modifications sont les mitochondries
et les réseaux du réticulum endoplasmique granulaire.
En effet, après 30 min. d'exposition des larves à l'extrait aqueux de Persea
americana, les mitochondries présentent les pathologies suivantes:
- 80-

---

- gonflement intense avec transformation en grosses vacuoles;
- raréfaction et parfois disparition des crê tes;
- matrice anormalement claire et d'aspect floconneux
Les réseaux de réticulum endoplasmique granulaire se regroupent en
lamelles concentriques en divers endroits du hyaloplasme (fig. 26b).
Après 2h d'exposition, la majorité des mitochondries a un volume très
diminué; les crêtes ne sont plus visibles et la matrice est en général très dense.
Les microvillosités des cellules présentent également des anomalies. Ainsi,
après lh de traitement, les microvillosités ne sont plus rectilignes; nous observons
en effet par endroit la fusion de certaines digitations (fig . 27b).
Les microvillosités ne sont presque plus visibles après Th d'exposition
(fig . 27c).
Le dernier organite présentant une pathologie est le noyau qui, après 2h
d'exposition ne présente plus d'enveloppe nucléaire (fig. 28b).
- 81 -

---

Figure 26 [a - cl: Modifications ultrastructurales des mitochondries et des
réticulum endoplasmique granulaire des cellules de la portion
antérieure de l'intestin moyen de Anopheles gambiae s.1.
Fig. 26a : Vue d'ensemble d'une partie du hyaloplasme d'une cellule
témoin de la portion antérieure de l'intestin moyen.
M: mitochondrie ; REG: réticulum endoplasmique gran u laire;
Ri : rib osomes.
Grossissement: x 33000
Fig. 26b: Vue d'ensemble d'une partie du hyaloplasme d'une cellule de
la portion antérieure de l'intestin mo yen exposée pendant
30 min. à l'extrait aqueux de Persea americana
M : mit ochondrie
REG : réticulum en do p las mi q ue
Les réticulum e nd o plasmi q ue gran u laire(REG) se di sposent en lamelles co ncen triq ues.
Grossissement : x 30000
Fig . 26c : Vue d'ensemble d'une partie du hyaloplasme d'une cellu le de
la portion antérieure de l'intestin moyen traitée pendant 2h à
l'extrait aqueu x de Persea americana
M : mit ochondrie
REG: réticulum endoplasmique
Grossissement: x 30000

---

---

Figure 27 [a - cl: Modifications ultrastructurales des microvillosités des
cellules de la portion antérieure de l'intestin moyen de larve
de Anopheles gambiae s.l
Fig. 27a : Ultrastructure des microvillosités d'une cellule de la portion
antérieure de l'intestin moyen de larve de Anopheles gambiae s.l
mv: micr ovill osités; ca : colonne alimentaire; gl : gouttelett es lip idiq ues ; glx : glyco ca lyx ;
1: lumièr e de l'int estin.
Grossissement : x 19000
Fig. 27b : Ultrastructure des microvillosités d'une cellule de la portion
antérieure de l'intestin moyen de larve de Anopheles gambiae s.l
exposée pendant Ih à l'extrait aqueux de Persea americana
bt: barre te rminale; mv : microvillo sités ; 1: lumièr e de l'int estin.
Certaines mi crovill osités(mv) fusionnent.
Grossissement: x 19000
Fig. 27c : Ultrastructure des microvillosités d'une cellule de la portion
antérieure de l'intestin moyen de larve de Anopheles gambiae s.l
exposée pendant 2h à l'extrait aqueux de Persea americana
mv : mi crov illosités .
Grossissement: x 12100
- 84 -

---

-85-

---

Figure 28 [a - b1: Modifications ultrastructurales du noyau des cellules de
la portion antérieure de l'intestin moyen de larve de
Anophèles gambiae s.l.
Fig . 28a : Ultrastructure du noyau d'une cellule de la portion antérieure de
l'intestin moyen de larve de Anopheles gambiae s.l.
e n: envelo p pe nucl éair e; N : noy au ; n : nucléole; ba : lame basale.
id : inte rd igita tio ns de la membrane basal e
Grossissement : x 8000
Fig. 28b : Ultrastructure du noyau d'une cellule de la portion antérieure de
l'intestin moyen de larve de Anopheles gambiae s.l. traitée pendant
2h avec l'extrait aqueux de Persea americana
N : noyau;
: absence de l'envelo p pe nucléaire ;
REG : réticulum e ndo p lasmiq ue granulaire dégén ér é.
Grossissement: x 30000
- 86-

---

---

DISCUSSION ET CONCLUSIONS
L'intestin moyen des larves de /snopheles gambiae s.l a subi les modifications
histologiques les plus significatives suite au traitement des larves par l'extrait
aqueux de Persea americana. L'intestin moyen est, selon RACCAUD (1980), la partie
réellement "digestive" du tube digestif chez les Insectes en général. En effet, il
secrète les enzymes digestifs et intervient dans les phénomènes d'absorption. Ce
constat a également été fait par HAN (1987) chez la reine de Termite supérieur,
Cubiiermes fungifaber
où au cours de la physogastrie il y a une croissance
considérable de l'intestin moyen et une augmentation extraordinaire de la surface
d'absorption de l'épithélium intestinal permettant l'assimilation permanente et
rapide de l'aliment élaboré.
L'étude des modifications histopathologiques de l'intestin moyen des larves
de stade 4 de Anop1zeles gambiae s.l . soumises à l'activité de l'extrait aqueux de Persea
americana,montre que la pathologie évolue par étape. En effet, les premières cellules
à être endommagées sont celles de la partie postérieure du mésentéron. Ce constat
traduit le fait que cette région est le site majeur de l'absorption.
WIGGLESWORTH( 1942) in W ATERHOUSE et al. (1958) a montré que si des
larves affamées de moustique sont nourries avec du fructose et du glucose ou avec
de l'amidon, un dépôt massif de glycogène apparaît après quelques heures à
l'intérieur des cellules de la partie postérieure de l'intestin moyen indiquant que
c'est le lieu où l'absorption est la plus importante.
KARCH et Coz (1983) ont étudié l'histopathologie des larves de Culex pipiens
soumises à l'activité larvicide de Bacillus sphaericus ; ils ont également constaté que
les premières cellules qui subissent des transformations morphologiques sont celles
de la partie postérieure de l'intestin moyen.
Les symptômes de l'intoxication gagnent par la suite les cellules des portions
intermédiaire et antérieure du mésentéron.
Le schéma histopathologique est le même pour les trois types cellulaires: il se
produit d'abord une hypertrophie cellulaire, ensuite une lyse qui entraîne le rejet du
matériel cytoplasmique, enfin la dégénérescence totale des cellules.
L'étude cytologique nous a permis de préciser que les cellules de l'intestin
moyen sont pourvues de microvillosités. Ces microvillosités sont de grande taille et
sont plus compactes et plus larges au niveau des cellules de la partie postérieure du
- 88 -

---

mésentéron. Cela explique le fait que cette région soit le site majeur de l'absorption
des substances digestives car les microvillosités accroissent considérablement la
surface d'absorption des cellules (PORTER et BONNEVILLE, 1973) et donc un échange
plus important s'effectue.
La cytopathologie étudiée sur les cellules antérieures du mésentéron a montré
que les mitochondries subissent divers types de modification:
- gonflement intense avec transformation en grosses vacuoles;
- raréfaction et parfois disparition des crêtes;
- matrice anormalement claire et d'aspect floconneux.
Ces pathologies ont été mentionnées par DE ROBERTI5 et al. (1974) comme
étant des formes de dégénérescence de cet organite et comme l'un des indicateurs les
plus sensibles de blessure cellulaire.
MALLET(1977) a noté que ces anomalies témoignent d'un trouble des
mouvements hydriques; les
mitochondries selon cet auteur se
gonflent par
imbibition.
THERET et al
(1983) expliquent ces pathologies mitochondriales par une
entrée énorme d'eau. Cette entrée d'eau est à l'origine de la dilatation de la chambre
interne des mitochondries qui repousse les crêtes elles-mêmes raréfiées. TI s'agit
selon ce dernier auteur d'un trouble de la perméabilité de la membrane des
mitochondries.
Après 2h d'exposition, les anomalies observées au niveau des mitochondries
et qui sont:
- un volume très diminué des mitochondries;
- des crêtes non visibles;
- une matrice généralement dense,
correspondraient à une rétraction des mitochondries qui selon MALLET (1977) est une
forme de dégénérescence de cet organite. Toutes les fonctions mitochondriales
devraient donc s'al térer puis cesser; il s'agi t selon SAVEL, 1970 de :
-la production, l'accumulation et la tranformation de l'énergie dans la cellule
- la concentration de certaines substances notamment les ions Na", K+ et Ca 2+
qui sont capables de s'accumuler sélectivement dans les mitochondries.
Le regroupement en lamelles concentriques du reticulum endoplasmique
serait une tentative de déto xication de la cellule par cet organite. Sa dégénérescence
- 89-

---

observée après 2 h de traitement, traduirait une incapacité pour le réticulum
endoplasmique, à assurer sa fonction de détoxication et dans le même temps l'arrêt
de
l'ensemble
des
rôles
dévolus
à
cet
organite.
En
effet,
MOURIER
et
GENDRAULT(1984) ont mentionné que les membranes du réticulum endoplasmique
pouvaient procéder à la détoxication dans la cellule de diverses substances exogènes
(déchets industriels , médicaments , additifs alimentaires , insecticides) ; ces
substances sont métabolisées au niveau de cet organite et transformées en molécules
non toxiques.
L'absorption cellulaire va être perturbée par la disparition complète des
microvillosités observée après 2h de traitement.
Les modifications au niveau du noyau ne sont pas visibles avant 2h
d'exposition à l'extrait; mais après ce délai, l'absence de l'enveloppe nucléaire
suggère que le contrôle des échanges entre le nucléoplasme et le hyaloplasme n'est
probablement plus réalisé.
Après l'exposition des larves de Anopheles gambiae s.l. à l'extrait aqueux de
Persea Americana, il s'est donc produit des altérations physiologiques de divers
organites cellulaires au niveau des cellules de l'intestin moyen . Ces altérations ont
provoqué des modifications tissulaires qui ont engendrées soit des retards de
croissance, soit des effets létaux directs.
- 90 -

---

CONCLUSION GBNBRALB
RESUME

---

La production des larves de Anopheles ganibiae
s.1. GILLES, 1902 par la
réalisation d'un élevage nous a permis, en même temps que nous obtenons du
matériel biologique pour nos bioessais, de préciser la durée des différents stades de
développement de ce moustique et nous a éclairé sur certains paramètres de sa
reproduction tels que: la ponte, le pourcentage d'éclosion, le sex-ratio etc.
Nous avons également pu vérifier que nos conditions expérimentales
offraient à Anopheles
gambiae
s.1.GILLES, 1902, la possibilité d'assurer un cycle
complet de développement.
L'évaluation en laboratoire de l'activité larvicide de l'extrait aqueux de Persea
americana MILLER, 1768 sur les différents stades larvaires de Anopheles gambiae s.1. a
révélé que tous les stades sont sensibles à cet extrait. Cette sensibilité, inversement
proportionnelle au stade larvaire, s'est montrée d'autant plus grande que la
concentration est plus élevée. En effet, après 24h d'exposition, les concentrations de
510 et 760 ~.lg/ml ont entraîné respectivement 100% de mortalité chez les larves des
stades 1 et 2 alors qu'il fallait pour ce même temps d'exposition, une concentration
de 850 Ilg/ ml pour n'obtenir aucun survivant pour les stades 3 et 4.
Les résultats indiquent que l'évolution des larves dépend d'une part de la
concentration des solution-essais d'autre part du stade larvaire et de la durée de
l'exposition. Ainsi, nous avons pu observer avec des doses sublétales un retard dans
le développement larvaire : les larves témoins de stade 2 ont atteint l'état adulte
après 144h ; celles exposées aux concentrations de 85 /l.g/ ml et 340 Ilg/ ml ont
nécessité respectivement 168h et 216h pour atteindre ce même état. Pour des
concentrations de 255 à 850 /l.g/ ml les larves de stade 1 traitées ne su bissent aucune
mue et meurent .Nous avons également constaté que pour certaines concentrations,
aucune mue n'est possible. C'est le cas des concentrations de 255 à 850 Ilg/ ml avec
les larves de stade 1 .
L'extrait aqueux de Persea
amertama est donc toxique pour les larves de
Anopheles gambiae s.l.. Cet extrait engendre des effets létaux directs et agit aux doses
sublétales comme un inhibiteur du développement larvaire.
Les anomalies morphologiques des larves, des nymphes et des adultes
émergents induits par l'activité de l'extrait aqueux, présentent des similitudes avec
celles observées après exposition de larves de moustique à certains composés
inhibiteurs de croissance (AWAD et al., 1984 ; V ASUKI et RAJAVEL, 1992),et avec un
agent microbien Bacillus ihuringiensis (LARCET-THIERY et al 1984). Ces similitudes
- 92 -

---

nous ont permis d'émettre des hypothèses quant au mode d'action de l'extrait
aq ueux de Persea americana à savoir:
- L'extrait constituerait un poison du système digestif et agirait par contact
et/ ou par ingestion.
- L'action de cet extrait pourrait s'exercer sur la balance hormonale qui
contrôle le développement de l'insecte;
Nous avons
pu vérifier
la première hypothèse grâce
aux études
histologique et cytologique qui nous ont révélé que les cellules de l'intestin moyen
subissent des transformations morphologiques significatives suite au traitement des
larves par l'extrait aqueux de Persea americana. Les modifications histologique et
cytologique traduisent la possibilité d'absorption de la substance toxique de l'extrait
par les cellules de l'intestin moyen.
L'avènement des insecticides de synthèse avait ralenti les recherches sur les
produits naturels d'origine végétale. De nos jours, les problèmes de résistance et des
résidus toxiques de ces produits de synthèse amènent une nouvelle orientation de la
recherche vers les substances naturelles. Ce constat a conduit PHTLOGENE (1991) à
affirmer que la lutte contre les insectes entre dans une nouvelle phase puisque cette
approche "botanique"
va
fournir
des
moyens en
meilleure
harmonie avec
l'environnement; les composés naturels et leurs dérivés devraient pouvoir servir de
base pour la mise au point de nouvelles molécules non toxiques pour les organismes
non-visés, biodégradables et moins susceptibles de provoquer la résistance des
espèces cibles.
Les résultats exposés dans le présent travail, nous amène à croire que
l'extrait aqueux de Persea americana de par son action larvicide sur Anopheles gambiae
s.l., doit s'inscrire en bonne place parmi les composés naturels à explorer.
Nous envisageons entreprendre les investigations nécessaires pour aboutir à
partir de cet extrait à la détermination d'une molécule active. Mais avant, la
- 93-

---

possibilité d'une utilisation locale de l'extrait aqueux de Persea americana
sous sa
forme actuelle doit être examinée.
- 94 -

---

BIBLIOGRAPHIE .
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---

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LISTE DES FIGURES

---

Figure 1 : Œuf de Anopheles gan/bine s.1.
Figure 2: Larve de Anopheles gantbiae s.1.
Figure 3 : Tête de la larve de Anopheles gambiae
(GRJEBINE,1966).
Figure 4: Anatomie d'une larve mâle de Anopheles ganünae
(BRUMPT, 1949).
A: Appareil digestif et génital
B : Appareil respiratoire
Figure 5: Nymphe de Anopheles gambiae s.1.
Figure 6: Morphologie externe d'un adulte femelle de Anopheles gambine s.1.
Figure 7 : Cycle biologique des Anopheles adultes
(MOUCHET etCARNEVALE, 1991).
Figure 8 : Cycle évolutif des Plasmodiums
Figure 9 : Tige feuillée de Persea aniericana
(ADJANOHOUN et al., 1985).
Figure 10 : Quelques dispositifs d'élevage de Anopheles gambiae s.1.
Figure 11 : Durée des différents stades préimaginaux obtenu par élevage
individuel de larves de Anopheles gambiae s.1.
- 109 -

---

Figure 12 : Evolution des différents stades (larve, nymphe, imago) obtenus à
partir de l'élevage de groupe de Anopheles gambiae s.1.
Figure 13 : Evolution des pourcentages moyens de survivants pour les différents
stades larvaires de Anopheles gambiae s.1. exposés à des
concentrations croissantes de l'extrait aqueux de Persea autericana
pendant 24h.
Figure 14: Evaluation en laboratoire de l'activité de l'extrait aqueux de
Persea americana sur les différents stades larvaires de Anopheles
gambiae s.l.
Figure 15 : Evolution des larves de stade 1 de Anopheles gambiae s.1.
exposées à des solutions de concentrations croissantes de l'extrait
aqueux de Persea americana en fonction du temps.
Figure 16 : Evolution des larves de stade 2 de Anopheles gambiae s.1.
exposées à des solutions de concentrations croissantes de l'extrait
aqueux de Persea ameriama en fonction du temps.
Figure 17 : Evolution des larves de stade 3 de Anopheles gambiae s.1.
exposées à des solutions de concentrations croissantes de l'extrait
aqueux de Persea americana en fonction du temps.
Figure 18 : Evolution des larves de stade 4 de Anopheles gambiae s.1.
exposées à des solutions de concentrations croissantes de l'extrait
aqueux de Persea americana en fonction du temps.
Figure 19: Morphologie des larves de Anopheles gambiae s.l. mortes du fait de
l'activité de l'extrait aq ueux de Persea tunericana.
- 110 -

---

Figure 20: Morphologie de nymphes et d'adultes émergents de Anopheles
gambiae s.1. du fait de l'activité de J'extrait aqueux de
Persea americana.
Figure 21 : Organisation générale d'une portion du tube digestif d'une larve de
moustique.
Figure 22: Organisation générale des cellules du tube digestif d'une larve de
stade 4 de Anophe/es gambiae s.1.
Figure 23: Histologie de la partie postérieure de l'intestin moyen de larve de
stade 4 de Anophelee gambiae s.l.
Figure 24: Histologie de la partie intermédiaire de l'intestin moyen de larve de
stade 4 de Anapheles gambiae s.1.
Figure 25 : Histologie de la partie antérieure de l'intestin moyen de larve de
stade 4 de Anopheles gantbiae s.l.
Figure 26 : Modifications ultrastrueturales des mitochondries et des réticulum
endoplasmique granulaire des cellules de la portion antérieure de
l'intestin moyen de larves de Anopheles ganibiae s.l.
Figure 27 : Modifications ultrastructurales des microvi11osités des cellules de la
portion antérieure de l'intestin moyen de larve
de Anoptieles gambiae s.L
Figure 28 : Modifications ultrastrueturales du noyau des cellules de la portion
antérieure de l'intestin moyen de larve de Anopneles gambiae s.l.
- 111 -

---

LISTE DES TABLEAUX

---

Tableau I : Pourcentages d'écJosion observés expérimentalement chez Anopheles
gambiae s.l.
Tableau II: Evolution des larves de Anopheles gambiae s.l. obtenue par l'élevage
individuel.
Tableau III: Evolution des larves de Anopheles gamhiae s.l dans trois lots
d'élevage de masse.
Tableau N : Taux de femelles gorgées de sang au cours de différentes
alimentations sanguines dans trois cages d'élevage
de Anopheles gantbiae s.l.
Tableau V: Résultats des pontes individuelles chez Anopheles gmnbiae s.1
obtenus sur trois essais.
Tableau VI: Valeurs des concentrations létales pour chaque stade larvaire
de Anopheies gambiae s.l soumis à l'activité de l'extrait aqueux de
Persea americana.
Tableau VII: Nombre moyen de moustique obtenu après exposition des larves de
stade 2 de Anopheles gambiae s.l à des solutions de concentration
croissante de l'extrait aqueux de Persea americana.
Tableau VIII: Nombre moyen de moustique obtenu après exposition des larves
de stade 3 de Anopheles garnbiae s.1 à des solutions de concentration
croissante de l'extrait aqueux de Persea americana.
Tableau IX: Nombre moyen de moustique obtenu après exposition des larves de
stade 4 de Anopheles gambiae s.1 à des solutions de concentration
croissante de l'extrait aqueux de Persea americana.
- 113 -

---

LISTE DES ANNEXES

---

ANNEXE A: Pourcentages moyens de survivant obtenus à partir de larve de
différents stades de Anopheles ganlbiae s.l. exposés à des
concentrations croissantes de l'extrait aqueux de Persea americana.
en fonction de la d urée de l'exposition.
ANNEXE B : Caractéristiques des droites de régression obtenues par
l'Analyse-Probit
ANNEXE C : Evaluation en laboratoire après 24 h d'exposition de l'activité
insecticide de l'extrait aqueux de Persea americana. sur les larves de
stade (l, 2, 3 et 4) de Anopheles ganlbiae s.l..
(% de mortalité corrigés par la formule d'ABBOTT)
- 115-

---

---

ANNEXE A
Pourcentages moyens de survivant obtenu à partir de larve
de différents stades d'Anopheles gambiae s.1. exposés à
des concentrations croissantes de l'extrait aqueux de
Persea americana en fonction de la durée de traitement.
Al : Pourcentages moyens de survivant sur 100 larves de stade 1
d'Anopheles gambiae s.1. exposées à des concentrations
croissantes de l'extrait aqueux de Persea americana en
fonction de la durée de traitement.
~
Durée du
0
85
170
255
:340
420
510
590
680
760
850
traitement / i
0
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
1
92
40
:32
24
12
8
0
0
0
0
0
2
88
:38
16
4
0
0
0
0
0
0
0
:3
84
:38
8
4
0
0
0
0
0
0
0
4
84
:32
8
0
0
0
0
0
0
0
0
5
84
28
8
0
0
0
0
0
0
0
0
6
84
24
8
0
0
0
0
0
0
0
0
8.2. : Pourcentages moyens de survivants sur 100 larves de stade 2
de Anopheles gambiae s.l.exposées à des concentrations
croissantes de l'extrait aqueux de Persea americana en
fonction de la durée de traitement.
~
Durée du
0
85
170
255
:340
420
510
590
680
760
850
traitement / i
0
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
1
92
40
:32
16
16
12
8
8
4
0
0
2
92
28
20
8
8
4
4
0
0
0
0
:3
92
20
16
8
8
4
4
0
0
0
0
4
92
16
12
4
8
0
0
0
0
0
0
5
92
12
8
4
4
0
0
0
0
0
0
lc] = concentration
J =Jour

---

ANNEXE A (suite)
Pourcentages moyens de survivants obtenus à partir de
larves de différents stades d'Anopheles gambiae s.1.
traitées à des concentrations croissantes de l'extrait
aqueux de Persea americana en fonction de la durée de
traitement.
A3 : Pourcentages moyens de survivants sur 100 larves de stade 3
de Anopheles gambiae s.l. traitées à des concentrations
croissantes de l'extrait aqueux de Persea americana en
fonction de la durée de traitement.
~
Durée du
0
85
170
255
:340
420
510
590
680
760
850
traitement 1i
0
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
1
92
68
32
32
16
20
12
12
8
4
0
2
92
48
28
28
12
16
12
12
8
0
0
3
92
44
24
20
12
16
8
8
8
0
0
4
88
40
20
20
12
16
8
8
4
0
0
A4 : Pourcentages moyens de survivants sur 100 larves de stade 4
de Anopheles gambiae s.l. traitées à des concentrations
croissantes de l'extrait aqueux de Persea americana en
fonction de la durée de traitement.
~
Durée du
0
85
170
255
340
420
510
590
680
760
850
traitement 1i
0
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
100
1
88
88
68
60
44
24
28
20
16
12
0
lcJ = concentration
J =Jour

---

ANNEXE B
Caractéristiques des droites de régression obtenues par l'analyse-Probit
BI : STADE 1 Anophèles gambiae s.l.
Extrait végétal: Persea americana.
% mortalité du témoin: 0 (0/1 00).
Mortalité
CI-I12
n
Dose
Probit
Total traité
Morts
Morts attendus
corri zée (%)
contribution
1
0,0850
56.5
5,163832
100,000
56.520
51,94
0,8414
2
0,1700
65.2
5,390553
100,000
65,210
70.88
1,5580
3
0,2550
73,9
5,640248
100.000
73,910
77.42
0.7038
4
0.3400
86,9
6,124097
\\00.000
86,950
85.35
0,2059
5
0.4200
91,3
6,359688
100,000
91.300
88,57
0,7338
6
0,5100
100,0
. >
100,000
100.000
91,06
.>:
Transformation Log de la dose
itérations
-
1 2
P ( cm 2 = 4,0430 d.d.l. = 3 ) = 1-0,7431
Les données sont bien représentées par une droite.
Droite de regression : y = A + pente " ( X - M)
A = 5,64487 (Ecart-type: 0,06308) - unité Probit-
Pente = 1,66513 (Ecart-type: 0,25629 )
M = -0,71258 unité en dose'" LOG( 10) ct 0,1938 unité de la dose.
Variance de la CL 50 = 4,988494 E-03 unité en dose LOG(IO).
Niveau de
Mortalité %
CL
Intervalle
confiance
1
0,00318
0.95
0.00053
<
CL
<
0,00835
2
0,00464
0,95
0.00091
<
CL
<
0.01117
3
0,00589
0,95
0.00128
<
CL
<
0,01344
4
0,00706
0,95
0.00166
<
CL
<
0,01544
5
0.00817
0.95
0,00204
<:
CL
<
0.01729
10
0,01350
0.95
0,00419
<
CL
<
0,02551
20
0,02482
0,95
0.00996
<
CL
<
0,04092
30
0.03850
0,95
0,01857
<
CL
<
0,05768
40
0,05601
0,95
0,03152
<
CL
<
0,07755
50
0,07946
0,95
0,05137
<
CL
<
0,10275
60
0,11273
0.95
0,08278
<
CL
<
0.13769
70
0,16400
0.95
0,13363
<
CL
<
0.19462
80
0,25438
0,95
0.2138
<
CL
<
0,31964
90
0,46761
0,95
0,36235
<
CL
<
0,72022
95
0.77299
0,95
0,54213
<
CL
<
1.45519
96
0,89486
0,95
0.60849
~
CL
<
1,78936
97
1.07129
0.95
0.70083
<
CL
<
2,30857
98
1,36078
0,95
0.84491
<
CL
<
3,24170
99
1,98380
0.95
1.13294
<
CL
<
5.54211

---

ANNEXE B (SUITE 1)
Caractèristiqucs des droites de regression obtenues par l'analyse-Prohit
132: STADE 2 Anopheles gambiae s.1.
Extrait végétal: Persea americana.
% mortalité du témoin: 0 (011 00).
Mortalité
CHl2
n
Dose
Probit
Total traité
Morts
Morts attendus
corrigée (%)
contribution
1
0,0850
56,5
5,163832
100,000
56,52
53,81
0,2947
2
0.1700
65,2
5,390553
100,000
65,21
71,48
1,9272
3
0,2550
82,6
5,938393
100,000
82,60
77,58
1,4472
4
0,3400
82,6
5,938393
100,000
82,60
85,06
0,4781
5
0,4200
86,9
6,124097
100,000
86,95
88,16
0,1403
6
0,5100
91,3
6,359688
100,000
91,30
90,58
0,0612
7
0,5900
91,3
6,359688
100,000
91,30
92,14
0,0967
8
0,6800
95,7
6,711819
100,000
95,65
93,46
0,7847
9
0,7600
100,0
»>
100,000
100,00
94,37
»>
Transformation Log de la dose
itérations
-
1 2 3
P ( CH] 2 = 5,2301
d.d.1. ~ 6 ) = 1-0,4853
Les données sont bien représentées par une droite.
Droite de regression : y = A + pente * ( X - M )
A = 5,85502 ( Ecart-type: 0,05415 ) - unité Probit -
Pente = 1,56706 (Ecart-type: 0.18100)
M = -0,58604 unité en dose * LOG( 10) et 0,2594 unité de la dose,
Variance de la CL 50 = 5,16561 E-03 unité en dose LOG( 10).
Niveau de
Mortalité %
CL
Intervalle
confiance
1
0,00242
0,95
0,00061
<
CL
<
0,00580
2
0,00361
0,95
0,00102
<
CL
<
0,00805
3
0,00465
0,95
0,00141
<
CL
<
0,00992
4
0,00564
0,95
0,00181
<
CL
<
0,01160
5
0,00658
0,95
0,00221
<
CL
<
0,01317
10
0,01123
0,95
0,00440
<
CL
<
0,02041
20
0,02145
0.95
0,01011
<
CL
<
0,03473
30
0,03419
0,95
0,01840
<
CL
<
0,05103
40
0,05093
0,95
0,03061
<
CL
<
0,07102
50
0,07385
0.95
0,04909
<
CL
<
0,09696
60
0,10709
0.95
0,07829
<.
CL
<
0,13310
70
0,15949
0,95
0,12743
<
CL
<
0,18936
80
0,25428
0,95
0,21636
<
CL
<
0,29820
90
0,48558
0,95
0,40337
<
CL
<
0,62564
95
0,82835
0,95
0,64025
<
CL
<
1,21539
96
0,96776
0,95
0,73009
<
CL
<
1,47953
97
1,17170
0,95
0,85704
<
CL
<
1,88620
98
1,51076
0,95
1,05917
<
CL
<
2,60824
99
2,25502
0,95
1,47580
<
CL
<
4,35556

---

ANNEXE B (SUITE 2)
Caractéristiques des droites de regression obtenues par l'analyse-Prohit
83 : STADE 3 Anopheles gambiae s.l.
Extrait végétal: Persea americana.
% mortalité du témoin: 0 (0/100).
Mortalité
CH12
n
Dose
Probit
Total traité
Morts
Morts attendus
corrigée (%)
contribution
1
0.0850
26,1
4,359445
100,000
26,08
31,62
1,4203
2
0,1700
65.2
5,390553
100,000
65,21
55,95
3,4801
3
0,2550
65,2
5,390553
100,000
65.21
65,67
0,0095
4
0,3400
82,6
5.938393
100,000
82,60
78,16
1,1548
5
0,4200
78,3
5,780789
100,000
78,26
83,38
1,8876
6
0,5100
86,9
6.124097
100,000
86,95
87,39
0,0176
7
0.5900
86.9
6.124097
100.000
86,95
89,92
0,9737
8
0,6800
91.3
6,359688
100,000
91.30
92,01
0,0683
9
0,7600
95,7
6,711819
100,000
95,65
93,40
0,8200
10
0,8500
100.0
»>
100,000
100.00
94,61
»>
Transformation Log de la dose
itérations
-
1 2
P (CHI2 = 9,8318
d.d.l. = 7) = 1-0,8017
Les données sont bien représentées par une droite.
Droite dc regression : y = A + pente * ( X - M )
A = 5,63724 ( Ecart-type: 0,04954 ) - unité Probit-
Penle = 2,08597 ( Ecart-type: 0,16539 )
M = -0.53587 unité en dose * LOG(l 0) ct 0,2912 unité dc la dose.
Variance de la CL 50 = 1,15056 E-03 unité en dose LOG( 10).
Niveau de
Mortalité %
CL
Intervalle
confiance
1
0,01105
0,95
0.00598
<
CL
<
0,01735
2
0,01492
0,95
0.00853
<
CL
<
0,02254
3
0,01806
0,95
0,01068
<
CL
<
0,02661
4
0,02085
0,95
0.01265
<
CL
<
0,03016
5
0,02344
0,95
0,01452
<
CL
<
0,03338
10
0,03501
0,95
0,02329
<
CL
<
0,04737
20
0,05692
0,95
0,04122
<
CL
<
0,07247
30
0,08080
0,95
0,06210
<
CL
<
0,09866
40
0,10899
0,95
0,08790
<
CL
<
0,12871
50
0,14409
0,95
0,12113
<
CL
<
0,16553
60
0.19050
0.95
0.16586
<
CL
<
0,21424
70
0,25695
0.95
0,22936
<
CL
<
0,28607
80
0.36478
0,95
0.32716
<:
CL
<
0,41130
90
0,59305
0.95
0,51587
<
CL
<
0,70629
95
0,88582
0,95
0,73956
<
CL
<
1,12123
96
0,99562
0,95
0,82034
<
CL
<
1,28440
97
1.14943
0,95
0.93135
<
CL
<
1,51862
98
1,39125
0,95
1.10180
<
CL
<
1,89855
99
1,87969
0,95
1.43439
<
CL
<
2,70213

---

ANNEXE B (SUITE 3 ET FIN)
Caractéristiques tics droites tic regression obtenues par l'analyse-Problt
84 : STADE 4 Anopheles gambiae s.\\.
Extrait végétal: Persea americana.
% mortalité du témoin: 0 (0/1 00).
Mortalité
CHI 2
n
Dose
Probit
Total traité
Morts
Morts attendus
corrigée (%)
contribution
1
0.0850
0,0
»>
100.000
0,00
5,18
»>
2
0,1700
22,7
4,252142
100,000
22,72
22,02
0,0286
3
0,2550
31,8
4,527403
100,000
31.81
33,52
0,1318
4
0,3400
50,0
5,000000
100.000
50,00
53.35
0.4516
5
0.4200
72,7
5,604016
100,000
72,72
63,49
3,6730
6
0,5100
68,2
5.472316
100,000
68.18
72,06
0,7473
7
0,5900
77,3
5,747525
100.000
77,27
77,77
0,0145
8
0,6800
81,8
5.908040
100,000
81,81
82.63
0,0472
9
0,7600
86,4
6,096683
100,000
86,36
85.93
0,0154
10
0,8500
100,0
»>
100,000
100,00
88.79
»>
Transformation Log de la dose
itérations
- - 1 2
P (CHI 2 = 5,1094 d.d.\\. = 6) = 1-0.4701
Les données sont bien représentées par une droite.
Droite de regression : y = A + pente * ( X - M )
A = 5,28197 ( Ecart-type: 0,04824 ) - unité Probit -
Pente = 2,84241 ( Ecart-type: 0,23032 )
M = -0,39891 unité en dose * LOG( 10) et 0,3991 unité de la dose.
Variance de la CL 50 = 3,526259 E-04 unité en dose LOG(IO).
Niveau de
Mortalité o~
CL
Intervalle
confiance
1
0,04823
0.95
0,03206
<
CL
<
0,06501
2
0,06014
0,95
0,04165
<
CL
<
0,07873
3
0,06919
0,95
0,04916
<
CL
<
0,08892
4
0,07688
0.95
0,05569
<
CL
<
0.09745
5
0.08377
0.95
0.06163
<
CL
<
0,10499
10
0,11245
0,95
0,08725
<
CL
<
0,13570
20
0,16064
0,95
0,13268
<
CL
<
0,18552
30
0,20775
0.95
0.17903
<
CL
<
0,23305
40
0,25876
0.95
0.23036
<
CL
<
0,28421
50
0,31761
0.95
0.28966
<:
CL
<
0.34414
60
0,38983
0.95
0.36044
<
CL
<
0,42111
70
0,48556
0.95
0.44871
<
CL
<
0,53081
80
0,62795
0.95
0.57076
<
CL
<
0,70732
90
0,89706
0.95
0.78591
<
CL
<
1,06788
95
1,20402
0,95
1,01841
<:
CL
<
1,50788
96
1,31203
0.95
1,09780
<
CL
<
1,66798
97
1.45790
0,95
1.20370
<
CL
<
1.88859
98
1,67719
0,95
1,36012
<
CL
<
2,22817
99
2.09164
0.95
1,64823
<
CL
<
2,89263

---

ANNEXE C
Evaluation en laboratoire après 24 H de traitement de l'activité
insecticide de l'extrait aqueux de Persea americana sur les larves de
stade (1,2,3 et 4) de Anopheles gambiae s.l.
(% de mortalité corrigés par la formule d'ABBÜTT).
~ 0 85 170 255 340 420 510 590 680 760 850
Stades
Stade 1
0
56,52 65,2]
n,91
86,95 91,30
100
100
]00
100
100
Stade 2
0
56,52 65,21
82,60 82,60 S6,95
91,30 91,30 95,65
100
100
Stade 3
0
26,08 65,21
65,21
82,60 7S,26 86,95 86,95 91,30 95,65
lOO
Stade 4
0
0
22,72 31,S]
50,00 72,00 72,72 68,1S 77,27 86,36
100
[cl = concentration

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