n° d'ordre 10
UNIVERSITÉ CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR
FACULTÉ DES SCIENCES ET TECHNIQUES
THESE
Présentée par
Karamoko DIARRA
Docteur de 3ème Cycle, Maître-Assistant
Pour obtenir le grade de
Docteur ct 'Etat ès Sciences Naturelles
RECHERCHES SUR LA FAUNE
MICROSPORIDIENNE DES ARTHROPODES
D'EAU DOUCE DU SENEGAL
Soutenue le16 Janvier 1998 devant la commission d'examen:
Président:
M"
Bernard
MARCHAND
Professeur,Université Paris VI
Membres:
~ Georges
BOUIX
Professeur. Université Montpellier II
Samba
DIAlLO
Professeur, UCAD, Dakar
Ousmane
FAYE
Maitre de Conférences, UCAD. Dakar
Omar
NDIR
Professeur, UCAD, Dakar
Louis Joseph
PANGUI
Professeur, EISMV, Dakar
BhenSikina
TOGUEBAYE
Professeur, UCAD, Dakar
.
~,

---

Il
AVANT PROPOS
.. CONSEil ;;C~IN ET MALGACHE'
POUR l'ENSEiGNEMENT SUPERIEUR
. C. A. M. E. S. -
OUAGADOUGOU
l,A..rri.v..ée .;.2-5.~G:r,·2001·.....'
: Enregistre sous n 1·9·2. 3-i.8·"
....................._"-'.'",-"" -_ .. - .. - =c~~_"""'~_
A
la Mémoire de mon père et de ma soeur Ténin
A
ma mère
A
mon épouse Marianne, pour tous les Sacrifices consentis et pour son
Soutien Affectif, mes enfants Baba et Anna
A
ma Famille, mes frères et soeurs, mes Amis
Au
Peuple sénégalais

---

Aucun travail ne s'accomplit dans la solitude: c'est donc très sincèrement que je
remercie tous ceux qui m'ont encouragé et aidé au cours de la réalisation de ce mémoire.
Monsieur le Professeur Bhen Sikina TOGUEBAYE a guidé mes premiers pas de
chercheur. Il n'a jamais cessé par la suite de me prodiguer soutien et encouragements. Il a
soigneusement suivi l'évolution de mon travail et m'a patiemment aidé dans la rédaction de ce
mémoire. Qu'il trouve ici la marque de ma profonde reconnaissance. Je souhaite vivement
continuer à bénéficier de ses critiques comme de ses conseils.
Monsieur le Professeur Bernard MARCHAND, vous m'avez fait le très grand honneur
de venir présider mon jury. Il m'est particulièrement agréable aujourd'hui de vous exprimer
ma profonde gratitude et mon respectueux attachement. Je vous prie d'accepter mes sincères
remerciements.
Monsieur
le Professeur
Georges BOUIX,
malgré vos multiples occupations
internationales vous avez accepté de venir à Dakar pour juger ce travail. Je vous exprime
toute ma reconnaissance et vous remercie pour l'attention prêtée aux recherches en
Protistologie.
Monsieur le Professeur Samba DIAlLO, vous m'avezfait l'honneur de vous intéresser
à mes travaux et de venir participer à mon jury. Je vous en suis reconnaissant et vous exprime
toute ma gratitude.
Monsieur le Professeur Jean Louis PANGUI, je suis très sensible à votre présence au
jury et vous prie de croire à l'expression de mon profond respect.
Monsieur le Professeur Omar NDIR,. j'éprouve une joie immense à vous compter
parmi les membres de mon jury.
J'exprime une profonde gratitude au Dr. Ousmane FAYE, Maître de Conférences au
Département de Biologie Animale, pour avoir accepté de juger ce présent travail et aidé à la
détermination des Culicidae.
Le Docteur Han Sun Heat, du Laboratoire de Invertébrés terrestres de l'IFAN Ch. A.
Diop a aidé à la détermination des Arthropodes d'eau douce. Qu'il en soit remercié.
Le Docteur Ngor FAYE, Maître-Assistant au Département de Biologie Animale a lu le
manuscrit et prodigué des corrections et conseils pertinents. Qu'il en soit vivement remercié.
Sans la participation du personnel technique du Département de Biologie Animale, ce
travail n'aurait pas aboutit. Je pense en particulier Doudou NGOM, Emmanuel COLY,
Christian CHAUVE, Edouard COLY, Mamadou NDAO, Michel SARR, Daouda DIOUF,
Mohammed MBENGUE. Je n'oublie pas Madame Rokhaya DIOUF/SENGHOR, secrétaire.
Le soutien de mes collègues chercheurs m'a été précieux. Je pense particulièrement à
A1M. Ngor FAYE, Aziz NIANG, Jacques Ngor DIOUF et Cheikhna DIEBAKHATE.
Il m'est agréable d'exprimer toute ma gratitude aux autorités universitaires et aux
collègues enseignants de la Faculté des Sciences et Techniques.

---

- 1
Il
SOMMAIRE
Pages
INTRODUCTION
1
PREMIERE PARTIE:
CADRE BIOGEOGRAPffiQUE, MATERIEL ET METHODE
.4
CHAPITRE 1: LE CADRE BIOGEOGRAPillOUE
5
1 . PRESENTATION GENERALE DU SENEGAL
5
II. PRESENTATION DE LA ZONE D'ETUDE
7
.
_ .. -
.
.
-
.. -
-
CHAPITRE II: METI-IODOLOGIE
11
1. RECOLTE ET DETERMINATION DES ARTHROPODES D'EAU DOUCE
ll
II . PRELEVEMENT ET MISE EN EVIDENCE
DES MICROSPORIDIES
11
ID . TECHNIQUES illSTOLOGIQUES ET CYTOLOGIQUES
12
IV . ELEVAGE DES MOUSTIQUES
13
CHAPITRE ID: LISTE DES ESPECES D'ARTI-IROPODES EXAMINEES
15
A / CLASSE DES INSECTES
15
1. ORDRE DES COLEOPTERES
15
II. ORDRE DES DIPTERES
16
ID . ORDRE DES EPHEMEROPTERES
18
IV . ORDRE DES HETEROPTERES
18
V. ORDRE DES ODONATES
19
B / CLASSE DES CRUSTACES
20
VI..ORDRE DES CLADOCÈRES
20
VII . ORDRE DES CYCLOPOÏDES
21
VIII . ORDRE DES OSTRACODES
21
DEUXIEME PARTIE: ETUDE DES MICROSPORIDIES
23
CHAPITRE 1: GENERALITES SUR LES MICROSPORIDIES
24
1 . CLASSIFICATION DES MICROSPORIDIES
25
II . LES GRANDES LIGNES DU CYCLE DE DEVELOPPEMENT DES
MICROSPORIDIES
37

---

'fi
fi . ACTIONS PATHOGENES DES MICROSPORIDIES CHEZ LES
ARTIIROPODES
43
IV . IMPORTANCE ECONOMIQUE DES MICROSPORIDIES
D'ARTIIROPODES
46
V . IMPORTANCE MEDICALE DES MICROSPORIDIES
.47
VI . LUTTE CONTRE LES MICROSPORIDIES
.48
CHAPITRE II: CYCLE BIOLOGIQUE ET ULTRASTRUCTURE DES
ESPECES TROUVEES
50
1 . ESPECES MONOMORPlllQUES
50
......
-
-"
__
....
...
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-
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1 ° ) Espèces dont le cycle se déroule entièrement au contact direct du
cytoplasme de la cellule hôte
_
50
AI OBSERVATIONS
50
- Nosema stenocypris
52
- Nosema omaniae
53
B 1DISCUSSION
54
2°) Espèces dont la mérogonie se déroule au contact direct
dv." :
cytoplasme de la cellule hôte et la sporogonie dans une vacuole
sporophore
56
A 1 OBSERVATIONS
56
- Vavraia culicis
58
B 1DISCUSSION
60
II. ESPECES POLYMORPlllQUES
61
A 1 OBSERVATIONS
61
- Amblyospora tritaeniorhynchi
64
- Amb/yospora senega/ensis
66
- Amb/yospora dakarensis
68
B 1DISCUSSION
71
fi . DISCUSSION GENERALE
74
CHAPITRE ID: HISTOPATHOLOGIE
76
1. OBSERVATIONS
76
1°) Actions pathogènes des Amblyospora spp
76
1°) Actions pathogènes de Vavraia cu/icis
76
3°) Actions pathogènes des Nosema spp
79
II. DISCUSSIONS
82

---

ID
CHAPITRE IV: DYNAMIQUE DES POPULATIONS
DE QUELQUES MICROSPORIDIES ETUDIEES
86
1 . IN1'RODUCnON
86
II. RESULTATS
86
1°) R'
.,
d
1
d
.
d I A
,
. épartrtion es arves e moustiques ans e gïtes prospectes
86
2°) R'
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'do
0
0
0
A
.
épartrtion es rmcrospon les par gïte
89
3°) Nature des gîtes hébergeant des moustiques microsporidiosés
92
4°). Evolution saisonnière d'Amblyospora tritaeniorhynchi
95
5°) Evolution saisonnière de Vavraia culicis chez
)e_s !~~.~'4nopheles gambiae
::.:
:
~.....2i. __
ID . DISCUSSION
95
RESUME ET CONCLUSIONS GENERALES
97
BmLIOGRAPHIE
,.l 0 1
ANNEXES
128

---

INTRODUCTION

---

1
INTRODUCTION
En zone soudano-sahélienne 10 ordres d'insectes sont primitivement (Odonates,
Ephémèroptères,
Plécoptères)
ou
secondairement
(Névroptères,
Hémiptères,
Trichoptères, Lépidoptères, Coléoptères, Diptères) adaptés au milieu dulcicole. Certains
groupes (Trichoptères, Odonates, Ephémèroptères, Plécoptères, la majorité
des
Nématocères) possèdent des phases préimaginales (larvaires et nymphales) entièrement
aquatiques. D'autres (Sisyridae) possèdent des larves aquatiques et des nymphes
arboricoles terrestres. D'autres encore (Coléoptères) ont des espèces aquatiques tantaux
stades larvaires qu'imaginaux. Enfin certains ordres sont subaquatiques ou simplement
hygrophiles. C'est le cas de nombreux Diptères Brachycères, Ceratopogonidae,
Hémiptères Veliidae, Hygrometridae etc. Cette variabilité dans l'adaptation au milieu
aquatique se retrouve également chez les Crustacés (4 Classes) et chez les Arachnides
(10 ordres) (Durand et Levêque, 1980, 1981~ Beaumont et Cassier, 1983).
Quelques Culicidae (Anopheles funestus, A. gambiae s.l. , Aedes aegypti) sont
vecteurs de plusieurs maladies (paludisme, Filariose de Bancroft, Fièvre jaune) dont
certaines sévissent en zone soudano-sahélienne alors que d'autres (Culex fatigans,
Mansonia africana et M. uniformis) provoquent quelques nuisances en zone urbaine.
L'éclosion massive des larves d'une petite espèce du genre Tanytarsus (Chironomidae)
est responsable au Soudan de cas d'allergies et d'asthmes. Les Taons (Tabanidae),
quand ils sont abondants, occasionnent par leurs piqûres une nuisance sérieuse pour les
animaux domestiques: ils sont responsables de la dispersion mécaniques des agents
pathogènes (Bactéries, Trypanosomes etc ..) alors qu'en pathologie humaine, des espèces
du genre Chrysops sont responsables de la filariose à loa-loa confinée en région
forestière.
Chez les Ceratopogonidae (minuscules insectes Diptères), le genre
Culicoides est le vecteur de la filariose à Dipetalonema perstans en Afrique de l'ouest
tandis que Simulium damnosum (Simuliidae) est le vecteur unique de l'onchocercose
humaine.
Dans les eaux stagnantes, les Cladocères (Crustacés) jouent un rôle dans la
nutrition des poissons (Amoros, 1973). Les Copépodes du genre Macrocyclops
(espèces carnivores) attaquent les alevins de poissons. Les Chironomes constituent à
l'état larvaire, une importante source de nourriture pour les poissons vivant sur le fond.

---

2
L'importance des Corixidae (Hétéroptères) en pisciculture (et même en aviculture) est
grande: certaines espèces forment parfois d'énormes "bancs" qui constituent une bonne
part de la nourriture des Poissons. En revanche, les destructions opérées par certains
groupes d'Hétéroptères (Notonectidae et Belostomidae) dans les populations d'alevins
peuvent atteindre des proportions considérables: ces punaises volent bien et peuvent
envahir les piscicultures. Chez les Arachnides aquatiques, les Dolomèdes vont sur l'eau
et se nourrissent d'alevins.
Chez
les
Ephémèroptères,
certaines
petites
espèces
d'Afrique
centrale
(Tricorythidae, Caenidae) forment des nuées si denses qu'elles sont récoltées et séchées
en galette. don! ,la. consommation apporte aux habitants un important supplément de
protéines. Chez les Hétéroptères, les oeufs des adultes de diverses espèces sont
consommés par l'homme dans certaines régions du globe et constituent (dans une
moindre mesure) un apport de nourriture.
C'est compte tenu des divers intérêts que présentent ces Arthropodes que nous
nous sommes intéressés à l'étude de leur microsporidiofaune.
Les Microsporidies sont des Protozoaires parasites intracellulaires obligatoires.
Elles exercent sur leurs hôtes des actions complexes, souvent pathogènes au point d'être
mortelles. Elles déterminent souvent, chez leurs hôtes Arthropodes, l'hypertrophie de la
cellule qu'elles parasitent ainsi que des lésions nécrotiques (Toguebaye et Marchand,
1984 a; Toguebaye, 1986)
Au Sénégal, mis à part nos travaux, aucune donnée n'est disponible sur la faune
microsporidienne des Arthropodes d'eau douce. Une prospection initiale sur les
Culicidae (Diarra, 1990) nous avait permis de mettre en évidence des Microsporidies
. appartenant aux genres Amblyospora, Vavraia et au groupe Microsporidium. Ce travail
avait été précédé par celui de Toguebaye et Marchand (1985) qui avaient décrit
Amblyospora culicis parasite du moustique Culex quinquefasciatus.
Chez les Arthropodes d'eau douce, la prévalence de l'infection microsporidienne
dans la nature est faible (souvent, elle est inférieure à 10/0). Cependant, si la densité de
la population larvaire (notamment chez les Culicidae) augmente, favorisant la
transmission, des épidémies peuvent survenir. Les Microsporidies peuvent donc jouer, à
cause de leur pouvoir pathogène, un grand rôle dans la dynamique des populations.

---

3
Chez les Culicidae, elles présentent un intérêt certain en lutte biologique (Andreadis,
1990).
L'existence
d'une faune
microsporidienne extrêmement
variée
chez
les
Arthropodes d'eau douce (Canning, 1957; Reynolds, 1970; Vàvra et Undeen, 1970;
Maurand et al. , 1972; Loubès et Akbarieh, 1977; Sprague, 1977; Larsson, 1981a et b,
1988 a et b, 1993, 1994 a; Milner et Mayer, 1982; Batson, 1982; Issi, 1986; Voronin,
1989; Canning, 1990; Sprague et al. , 1992, Larsson et al. , 1993; Andreadis, 1994), les
perspectives intéressantes de lutte biologique chez les Culicidae offertes par ces
entomopathogènes et l'insuffisance des données sur ces parasites au Sénégal, ont été les
éléments,quinous ç>I~t.m~tiy_~ po~rréaliser cette é.~<Je._ .. .
..
_
Le présent mémoire comprend deux grandes parties:
- la première partie est consacrée au cadre biogéographique, aux techniques
d'étude et aux arthropdes-hôtes.
- la deuxième partie est consacrée aux généralités sur les Microsporidies et à nos
résultats personnels.

---

"'
PREMIERE PARTIE:
,
CADRE BIOGEOGRAPHIQUE,
MATÉRIEL ET MÉTHODE

---

5
CHAPITRE 1
LE CADRE BIOGÉOGRAPIDQUE
1. PRÉSENTATION GÉNÉRALE DU SÉNÉGAL
Le Sénégal est le pays le plus à l'ouest du continent Africain. TI s'étend sur une
2
superficie d'environ 201 500 km . TI porte le nom d'un grand fleuve (1700 km) qui le
sépare de la République Islamique de Mauritanie au nord et de la République du Mali à
l'est. TI est limité au sud par les Républiques de Guinée et de Guinée Bissau, et à l'Ouest
, par l'Océan Atlantique (Fig. 1).
Le Sénégal est un pays plat. Les reliefs dépassant 100 mètres sont, au sud-est, les
contreforts de la chaîne montagneuse du Fouta-Djallon à la frontière avec la République
de Guinée et d'autre part, tout à l'ouest, les massifs volcaniques de la Presqu'île du Cap-
Vert.
Malgré la faiblesse du relief, le climat n'est pas uniforme. Une façade maritime de
plus de 500 km à l'extrême ouest du territoire entraîne des différences climatiques entre
la zone côtière et les régions de l'intérieur alors que l'étalement en latitude entraîne une
diminution des précipitations du sud au nord.
Le pays est placé sous les effets conjugués de l'alizé mantune, de l'alizé
continental (Harmattan) et de la mousson. Ces masses d'air déterminent un climat
tropical soudanien qui, du sud de la Mauritanie à la Guinée, est caractérisé par
l'alternance d'une saison pluvieuse et d'une saison sèche. La saison des pluies, ou
hivernage, dure de juin ou juillet à octobre ou novembre et la saison sèche de novembre
ou décembre à mai ou juin. Cette dernière est subdivisée en une période fraîche et
humide (de décembre à février) et une période chaude et sèche où on enregistre les
maxima thermiques (de mars à mai).
L'existence d'une bande côtière, et la répartition inégale des pluies au cours de
l'hivernage permettent de distinguer au Sénégal, trois zones bioclimatiques: une zone
sahélienne, une zone soudanienne et une zone côtière.

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Fig. 1: Situation géographique du Sénégal.

---

7
La zone côtière bénéficie, de par le voisinage de la mer et l'influence des alizés
maritimes, de conditions particulièrement adoucies: diminution des maxima et des écarts
thermiques, degré hygrométrique plus élevé. Dans cette zone, règne un climat "littoral"
ou subcanarien sur une bande de quelques dizaines de kilomètres de large.
La zone sahélienne est caractérisée par 9 à 10 mois de saison sèche, 1 à 2 mois
de saison de pluies et 1 mois intermédiaire. Les températures moyennes mensuelles sont
élevées, avoisinant 32°C à Podor et 34°C à Matam.
La zone soudano-sahélienne est caractérisée par 3 à 4 mois de précipitations
faibles et irrégulières, 6 à 8 mois de saison sèche rigoureuse et 1 à 2 mois
intermédiaires. La température moyenne mensuelle varie de 26 à 32 "C avec 5 à 10°C
d'amplitude thermique journalière.
.
La zone soudano-guinéenne est caractérisée par 4 à 6 mois de précipitations
régulières avec une température moyenne mensuelle de 24 à 28°C et les écarts
journaliers sont beaucoup plus accentués en saison sèche, en décembre et en janvier
notamment.
II. PRÉSENTATION DE LA ZONE D'ÉTUDE
Notre étude s'est déroulée dans la Presqu'île du Cap-Vert (zone côtière) dont la
carte topographique permet de distinguer 3 unités: une partie orientale élevée, une partie
occidentale formant la tête et une partie intermédiaire formant le col (Gueye, 1979)
La première unité (tête de la Presqu'île) sur laquelle est construite Dakar-ville
présente des nappes libres aquifères infrabasaltiques à 10 et 20 m de profondeur. Elle
est élevée et comprend 2 systèmes volcaniques (système des mamelles et système de
Dakar). La deuxième unité, sur laquelle est construite Hann, Pikine et Thiaroye, est
sableuse. La marge entre la nappe phréatique et le niveau du sol est faible. La troisième
unité est constituée par la formation marno-calcaire sur laquelle sont construits Rufisque
et Bargny (Fig. 2).

---

- Pente longue
Pente courte
Lacs et Marais
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VU/II Il Marnes et Calcaires
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Figure 2: Présentation de la zone d'étude.

---

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Fig. 3: Localisation des gîtes prospectés dans Dakar-ville et sa banlieue

---

10
Au niveau des première et troisième unités, l'imperméabilité des couches
supérieures conduit à la multiplication de flaques d'eau temporaires nuisibles en saison
d'hivernage: ce sont des gîtes à larves de moustiques (Anopheles, Culex, Aedes)
vecteurs de maladies, notamment le paludisme.
Au niveau du col, se trouve la zone des "niayes" (dépressions interdunaires). Les
dunes y sont orientées de direction nord-est / sud-ouest. A l'intérieur des interdunes et
selon certains chenaux qui recoupent les alignements dunaires, la nappe phréatique
affleure. La présence quasi permanente de l'eau autorise également l'installation de lacs
et de mares temporaires, dont l'évolution de la superficie, de la biologie, et de la
dynamique de la faune et de la flore d'eau douce sont étroitement liées à la pluviométrie.
Sur les sols exondés, on trouve une végétation de type soudano-guinéenne avec des
espèces caractéristiques: Cocos nucifera (cocotier), Elaeis guineensis (palmier à huile)
etc. On trouve de nombreuses espèces arbustives et herbeuses au niveau des rives des
mares, et d'hydrophytes (nénuphars, lentilles d'eau etc. ) dans l'eau (Seck, 1970).
Nos prospections ont eu comme cadre géographique cette zone marécageuse,
favorable au développement quasi permanent d'une faune d'eau douce, notamment les
Arthropodes extrêmement variée (Durand et Lévêque, 1981). Nous avons également
prospecté les gîtes à moustiques (instables) liés à l'activité humaine et qui sont localisés
dans Dakar-ville. Ce sont au total 52 gîtes qui ont été prospectés (Fig. 3)

---

Il
CHAPITRE II
MÉTHODOLOGIE
1 • RÉCOLTE ET DÉTERNIINATION DES ARTHROPODES D'EAU DOUCE
~Récolte
L'emploi du filet troubleau constitue le procédé le plus simple et le plus rapide
pour récolter les insectes aquatiques. On promène devant soi la poche du filet troubleau, .
en luifaisant .décrire des zigzags, afin de créer des remous dans lesquels se perdent les
insectes. TI suffit ensuite de récupérer à la pipette les différentes espèces rencontrées et
de les isoler, avant de procéder à leur dissection pour la recherche des parasites. Pour la
capture des fouisseurs, nous avons dû recourir à des pelles, dragues etc ... Le tri
s'effectue ensuite par extraction manuelle à la pince, sous loupe binoculaire
éventuellement pour repérer les larves ou par tamisage (maille de 50 à 80/100 de mm
selon les cas) ou encore par flottaison (solution de sucre à saturation, par exemple). Les
crustacés d'eau douce sont récoltés dans les eaux claires et isolés à l'aide d'une pipette.
~ Conservation
Des spécimens sont isolés et traités pour la détermination. La conservation des
échantillons se fait dans l'alcool 70° (ou 95°), dans de l'alcool glycérinée, dans l'eau
formolée à 4%, dans du Lactophénol etc. Les Arthropodes sont ensuite éclaircis et
disséqués avant d'être montés entre lame et lamelle dans du baume du Canada pour
détermination.
II • PRÉLÈVEMENT ET MISE EN ÉVIDENCE DES MICROSPORIDIES
La recherche des Microsporidies s'est faite par dissection des larves vivantes. Des
frottis frais ont été réalisés et observés au microscope photonique à l'objectif
x 40. Les spores des Microsporidies apparaissent réfringentes. Elles ont été mesurées à
l'aide d'un micromètre oculaire.

---

12
III. TECHNIQUES HISTOLOGIQUES ET CYTOLOGIQUES
1°) Coloration des frottis
Pour mettre en évidence les stades de développement des Microsporidies, nous
avons utilisé le MGG (coffret RAL 555) qui permet une coloration rapide.
La lame séchée à l'air libre est passée dans trois solutions différentes:
- Solution 1 : méthanol contenant de l'héxaméthyle pararosaniline pendant 1 mn,
pmsI1l}.çage;__
. _ __ __
- Solution II : 0,08 g d'éosine en solution aqueuse tamponnée à pH 7 pendant 1
mn 30, puis rinçage;
- Solution ID: 0,12 g bleu de méthylène en solution aqueuse tamponée à pH 7
pendant 2mn, puis rinçage.
Après le 3ème rinçage, la préparation est séchée puis observée. Cette technique
nous a donné de très bon résultats.
2°) Coloration des coupes à la paraffme
Des fragments de tissus hôtes parasités par la Microsporidie sont fixés au
Carnoy. Les pièces sont ensuite déshydratées puis incluses dans du Paraplast à 60°C.
Des coupes sériées de 5 à 7 um d'épaisseur sont réalisées à l'aide d'un microtome à
paraffine et collées sur lames. Après déparaffinage au toluène et hydratation, les coupes
sont colorées à l'Azan de Heindeinhein.
Nous avons utilisé cette technique pour mettre en évidence les lésions
occasionnées par les Microsporidies. Cette technique provient de Martoja et Martoja-
Pierson (1967) et Hazard et al. , (1981).

---

13
3°) Coloration des coupes semi-fmes
Les procédés de fixation et d'inclusion sont identiques à ceux utilisés en
microscopie électronique à transmission (voir ci-dessous). Le matériel est coupé à
l'ultramicrotome, ramassé à l'aide d'une comète, étalé sur lame et coloré au bleu de
Toluidine ou au Paragon.
~ Microscopie électronique à transmission
Pour l'étude ultrastructurale, les fragments de larves parasitées ont été fixés 12 à
~4 h dans du glutaraldéhyde à 2,5 % dans le tampon cacodylate de sodium 0,1 M à pH
7,2, puis post-fixés 1h par le tétroxide d'osmium à 1 % dans le même tampon. ils ont été
ensuite déshydratés par l'éthanol 100 % et l'oxyde de propylène, avant d'être inclus dans
l'Epon. Les coupes ultrafines ont été réalisées à l'ultra-microtome puis contrastées par
l'acétate d'uranyle et le citrate de Plomb. Elles ont été ensuite observées au microscope
électronique mOL 100 CX II.
IV . ÉLEVAGE DES MOUSTIQUES
~ Culex quinquefasciatus
Nous
avons réussit
à maîtriser le cycle
de
développement
de Culex
quinquefasciatus au Laboratoire. Au cours de l'expérimentation, des larves (obtenues à
partir de l'éclosion d'oeufs regroupés en nacelles) ont été placées dans des gobelets
contenant de l'eau distillée mélangée avec un aliment à rat. Cette eau d'élevage est
changée chaque jour. Les larves ont pu poursuivre leur développement jusqu'au stade
nymphal. Les nymphes sont isolées dans des cages où a lieu l'émergence des imagos.
Les imagos sont dans un premier temps nourris avec de l'eau sucrée. Les femelles sont
ensuite gorgées sur appât humain ou sur rat. La ponte intervient au bout de 72h à 96 h.
Nous avons obtenu plusieurs générations avec ces oeufs. La température ambiante
variait entre 27 "C et 29 "C et l'humidité entre 55 % et 750/0.

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14
2°) Culex tritaeniorhvnchus
Les larves de Culex tritaeniorhynchus récoltées ont été élevées dans les mêmes
conditions que pour C. quinquefasciatus. Elles ont donné des nymphes puis des adultes.
Les femelles gorgées ont pondues des oeufs regroupés en nacelles qui n'ont pu éclore,
malgré plusieurs tentatives.

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CHAPITRE III
LISTE DES ESPÈCES D'ARTHROPODES EXAMINÉES
35 espèces d'Arthropodes ont été examinées au cours de notre étude (larves et
adultes).
Elles appartiennent
aux
classes des Insectes
(Coléoptères, Diptères,
Ephémèroptères, Hétéroptères, Odonates) et des Crustacés (Cladocères, Cyclopoïdes,
Ostracodes). Nous présentons ci-dessous la liste des espèces dont au moins 30 individus
ont été disséqués.
A 1CLASSE DES INSECTES
1 . ORDRE DES COLÉOPTÈRES
1 0 ) Famille des Dyticidae
1 - Hydrocanthus micans Wehncke
Lieux de récolte: Zone marécageuse des "niayes" près du croisement de
Cambérène et à "Yarakh" (Gîtes n014 , 3 et 51). Parc zoologique de
Haon (Gîte n° 1).
Nombre d'individus examinés: 30
2 - Hydrocanthus mocquerysi Régimbart
Lieu de récolte: Zone marécageuse des "niayes" au niveau de la station
d'épurations des eaux de Cambérène (Gîte n052).
Nombre d'individus examinés: 40
3 - Hydrovatus aristidis Leprieur
Lieu de récolte: Zone marécageuse des "niayes" au niveau de la station
d'épuration des eaux de Cambérène (Gîte n052).
Nombre d'individus examinés: 30
4 - Hydrovatus compactus Sharp
Lieu de récolte: Zone marécageuse des "niayes" au niveau de la station
d'épuration des eaux de Cambérène (Gîte n052).
Nombre d'individus examinés: 31

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16
II. ORDRE DES DIPTÈRES
2 0 ) Famille des Chironomidae
5 - Chironomus bel/us Goet.
Lieux de récolte: Zone marécageuse des "niayes" (Gîtes n051, 52) et
Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes n04 et 7).
Nombre d'individus examinés: 150
6 - Chironomus chloronotus Kieff.
- . .....
'
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-
" .
-
-. -- ~ ---
Lieux de récolte: Zone marécageuse des "niayes" (Gîtes n051, 52) et
Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes n04 et 7).
Nombre d'individus examinés: 54
7 - Chironomus palastus Kieff
Lieux de récolte: Zone marécageuse des "niayes" (Gîtes n051, 52) et
Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes n04 et 7).
Nombre d'individus examinés: 180
3 0 ) Famille des Culicidae
8 - Aedes aegypti Linné
Lieux de récolte: Dakar-ville (Gîte n024) et Bassins du Département de
Biologie animale (Gîtes n° 4 et 7).
Nombre d'individus examinés: 450
9 - Anopheles gambiae Giles
Lieux de récolte: Dakar-ville (Gîtes n° 2, 4, 6, 7, 8, 10, 12, 19,21,26,
30,35,43,44,46,47) et zone marécageuse des "niayes" (Gîtes n° 9,
13, 18,20).
Nombre d'individus examinés: 1016
Taux de parasitisme: 2,06 % (21/1016).

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17
10 - Culex decens Théobald
Lieux de récolte: Dakar-ville (Gîtes n° 2, 4, 7, 19,21,28,31, et 47).
Nombre d'individus examinés: 304
Taux de parasitisme: 2,63 % (8/304)
Il - Culex tigripes Granpré
Lieux de récolte: Dakar-ville (Gîtes n° 1,2,4,6,7,15,16,17,21,26,
33, 39,46,47,48,49 et 50).
Nombre d'individus examinés: 301
Taux de parasitisme: 10 % (30/301)
~
12 - Culex thalassius Théobald
Lieu de récolte: Zone marécageuse des "niayes" (Gîte n014)
Nombre d'individus examinés: 789
Taux de parasitisme: 3,04 % (24/789)
13 - Culex tritaeniohynchus Giles
Lieux de récolte: Parc zoologique de Hann (Gîte n01) et zone
marécageuse des "niayes" (Gîte n° 14).
Nombre d'individus examinés: 3500
Taux de parasitisme: 7 % (237/3500)
14 - Culex striatipes Edwards
Lieux de récolte: Dakar-ville (Usine des Eaux) (Gîte n° 2).
Nombre d'individus examinés: 66
Taux de parasitisme: 3,03 % (2/66).
15 - Culex quinquefasciatus Say
Lieux de récolte: Dakar-ville (Gîtes n° 1,4,6, 7, 8,9, Il, 15, 16, 17,
18,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,40,42,43,45,46,47,48,49,
et 50).
Nombre d'individus examinés: 1517
Taux de parasitisme: 10 % (156/1517)

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18
III . ORDRE DES EPHÉMÈROPTÈRES
4 0 ) Famille des Caenidae
16 - Caenodes sp.
Lieu de récolte: Parc zoologique de Hann (Gîte n° 1).
Nombre d'individus examinés: 75
5 0 ) Famille des Ephemeridae
17 - Eatonica sp.
Lieu de récolte: parc zoologique de Hann (Gîte n" 1).
Nombre d'individus examinés: 90
IV . ORDRE DES HÉTÉROPTÈRES
6 0 ) Famille des Belostomidae
18 - Hydrocyrius nanus Mont.
Lieux de récolte: Parc zoologique de Hann (Gîte n° 1) et zones
marécageuses des "niayes" et de "Yarakh" (Gîtes n° 51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 30
7 0 ) Famille des Gerridae
19 - Limnogonus hypoleucus Gerst.
Lieux de récolte: Parc zoologique de Hann (Gîte n° 1) et
zones marécageuses des "niayes" et de "Yarakh" (Gîtes n° 51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 51
20 - Naboandelus bergeuini Bergr.
Lieux de récolte: Parc zoologique de Hann (Gîte n° 1) et
zones marécageuses des "niayes" et de "Yarakh" (Gîtes n° 51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 45

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19
8 0 ) Famille des Hebridae
21 - Hebrus sp.
Lieu de récolte: Parc zoologique de Haon (Gîte n" 1).
Nombre d'individus examinés: 47
9 0 ) Famille des Nepidae
22 - Laccotrephes brachialis Gerst.
Lieux de récolte: Parc zoologique de Haon (Gîte n" 1) et
zones marécageuses des "mayes" et de "Yarakh" (Gîtes n? 51 et 52) ..
Nombre d'individus examinés: 31
10 0 ) Famille des Omaniidae
23 - Omania coleoptrata Horv.
Lieux de récolte: Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes
n° 4 et 7).
Nombre d'individus examinés: 48
Taux du parasitisme: 13/48 (27 %).
v . ORDRE DES ODONATES
Il 0 Famille des Aeschnidae
24 - Hemianax ephippiger (Burmeister)
Lieux de récolte: Parc zoologique de Haon (Gîte n? 1) et
zones marécageuses des "mayes" et de "Yarakh" (Gîtes n° 51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 50
12 0 ) Famille des Coenagrionidae
25 - Ceriagrion suave Ris
Lieu de récolte: Parc zoologique de Haon (Gîte n? 1) et
zones marécageuses des "mayes" et de "Yarakh" (Gîtes n° 51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 41

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26 - Pseudagrion sub/acteam (Karsch)
Lieux de récolte: Parc zoologique de Haon (Gîte n° 1) et
zones marécageuses des "niayes" et de "Yarakh" (Gîtes n° 51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 45
13 0 ) Famille des Libellulidae
27 - Orthetrum trinacria (Selys)
Lieux de récolte: Parc zoologique de Haon (Gîte n° 1) et
. __~~()J,l~~)l!ar~c~geuses des "niayes" et de "Yarakh" (Gîtes n° 51 et 52)..
Nombre d'individus examinés: 45
28 - Urothemis assignata (Selys)
Lieux de récolte: Parc zoologique de Haon (Gîte n° 1) et
zones marécageuses des "niayes" et de "Yarakh" (Gîtes n° 51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 45
ft.! CLASSE DES CRUSTACES
VI.•ORDRE DES CLADOCÈRES
14 0 ) Famille des Daphnidae
29 - Bosmina /ongirostris (Müller)
Lieux de récolte: Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes
n° 4 et 7)
Nombre d'individus examinés: 150
30 - Daphnia sp.
Lieu de récolte: Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes n"
4 et 7)
Nombre d'individus examinés: 47

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21
VII . ORDRE DES CYCLOPOÏDES
15 0 ) Famille des Cyclopidae
31 - Macrocyclops albidus JUT.
Lieux de récolte: Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes
n° 4 et 7) et zones marécageuses des "niayes" et de "Yarakh" (Gîtes n?
51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 250
32 - Mesocyclops sp
Lieux de récolte: Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes
n° 4 et 7) et zones marécageuses des "niayes" et de "Yarakh" (Gîtes n°
51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 500
33 - Metacyclops sp.
Lieux de récolte: Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes
n° 4 et 7) et zones marécageuses des "niayes" et de "Yarakh" (Gîtes n°
51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 120
VIII . ORDRE DES OSTRACODES
16 0 ) Famille des Cyprididae
34 - Eucypris elongata Spandl
Lieux de récolte: Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes
n° 4 et 7) et zones marécageuses des "niayes" et de "Yarakh" (Gîtes n°
51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 500

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22
35 - Stenocypris major Sars
Lieux de récolte: Bassins du Département de Biologie Animale (Gîtes
n" 4 et 7) et zones marécageuses des "mayes" et de "Yarakh" (Gîtes n°
51 et 52).
Nombre d'individus examinés: 125
Taux de parasitisme: 21,6 % (25/125)
De ces 35 espèces examinées, 9 seulement hébergent des Microsporidies. Ce
sont: Anopheles gambiae, Culex decens, C. striatipes, C. thalassius, C. tigripes, C.
tritaeniorhynchus, C. quinquefasciatus, Omania coleoptrata et Stenocypris major.

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23
"
DEUXIEME PARTIE:
ÉTUDE DES
MICROSPORIDIES

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24
CHAPITRE 1
GENERALITES SUR LES MICROSPORIDIES
Les Microsporidies sont des protozoaires parasites intracellulaires obligatoires.
Elles montrent une régression structurale en relation avec le parasitisme, en particulier
l'absence de mitochondries. Elles parasitent aussi bien les Vertébrés (Canning et Lom,
1986; Faye, 1992; Faye et al. , 1991, 1996) que les Invertébrés, particulièrement les
Arthropodes (Weiser, 1961; Toguebaye, 1986; Toguebaye et Marchand, 1985; Diarra,
1990; Diarra et Toguebaye, 1990, 1991, 1992, 1993, 1994 a et b, 1995, 1996, 1997a, b,
et c). Selon Larsson (1988 b), la moitié des espèces répertoriées est constituée de
parasites d'insectes.
Leur cycle de développement comprend 2 phases: une phase de multiplication
végétative et une phase de sporulation au cours de laquelle a lieu l'élaboration des
spores. Elles sont généralement asexuées mais certaines sont sexuées. Chez les espèces
sexuées, la fécondation se déroule avant la mérogonie (phase végétative) et la méiose se
produit au début de la sporogonie (phase de sporulation) (Loubès, 1979; Toguebaye et
Marchand, 1985; Diarra et Toguebaye, 1992, 1994 b, 1997 b).
Les Microsporidies constituent un groupe relativement ancien: la première
microsporidie
signalée est Nosema bombycis Nâegeli,
1857. Aujourd'hui,
les
Microsporidies constituent un groupe à part entière dans le Règne animal. ils
appartiennent au Phylum Microspora Sprague,
1977 et constituent l'un des 7
embranchements regroupés dans le sous-règne des Protozoaires (Levine et al. , 1980).
De très nombreuses Microsporidies ont été décrites. Leur détermination a été et
reste fondamentalement basée sur les caractères sporaux et les modalités de la
sporogonie. Les critères retenus sont notamment:
- la forme et la taille des spores;
- la structure des spores;
- les modalités de la division du sporonte;
- le nombre de sporoblastes ou de spores produits au cours de la sporogonie;
- la présence ou l'absence de vacuole sporophore;

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25
- la présence ou l'absence de méiose;
- l'hôte et le site d'infestation.
Des techniques génétiques (Hazard et al. , 1979) et d'analyses biochimiques
(Street et Briggs, 1982 a et b; Street et Henry, 1985) ont été utilisées pour distinguer les
Microsporidies mais les résultats obtenus, bien que prometteurs, ne sont jusqu'à présent
pas utilisés.
Jusqu'au milieu de ce siècle, les connaissances sur les Microsporidies étaient
fragmentaires et superficielles: les systèmes taxonomiques anciens (Stempell, 1909;
Leger et Hesse, 1922; Kudo, 1924) étaient uniquement basées sur la morphologie. Avec
l'application de techniques modernes à l'étude de ce groupe (microscopie électronique,
cytochimie etc.), ces systèmes taxonomiques ont été successivement modifiés par Tuzet
et al. (1971), Sprague (1977, 1982), Weiser (1977), Issi (1986), Larsson (1986 a) et
Canning (1990), qui proposèrent les premières classifications modernes. Mais les
systèmes ont continué à subir des aménagements. Leurs faiblesses résident surtout dans
l'utilisation de caractères taxonomiques trop proches pour séparer les genres. C'est le
cas de la séparation des genres Pleistophora et Vavraia (Toguebaye, 1993) et des
genres Septata et Encephalitozoon (Cali et al. , 1996).
En utilisant les différentes phases nucléaires et leurs implications dans les cycles
chromosomiques comme caractères taxonomiques fondamentaux, Sprague et al. (1992),
ont proposé une nouvelle classification.
1 . CLASSIFICATION DES MICROSPORIDIES
1°) Le système de Sprague et al. , 1992
Pour Sprague et al. (1992), il s'agit seulement de réviser les caractères qui avaient
été utilisés dans les classifications antérieures afin de bien distinguer les groupes
taxonomiques supérieures au rang de la famille (Super-famille, Ordre, Classe,
Embranchement) des autres.
L'ensemble de Microsporidies constitue le Phylum MICROSPORA Sprague,
1969 avec deux classes: Dihaplophasea et Haplophasea.

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26
118 genres y ont été répertoriés en plus des "taxa incertae sedis" regroupant
provisoirement les familles établis à partir de genres mal définis ainsi que les genres
auxquels on n'a pu assigner une famille.
Embranchement des MICROSPORA Sprague, 1969
Classe 1. DllIAPLOPHASEA Sprague et al. , 1992. Ce sont des microsporidies
dont les noyaux haploïdes, [c'est à dire à n chromosomes selon Hazard et Brookbank
(1984), et Sprague et al. (1992)] sont généralement plus ou moins intimement associés
en diplocaryon pendant une partie de leur cycle de développement et libres pendant
l'~~1!~:.J:.r~ r,~<:i!!cJi.o.ll:_chrom~~omique (passage de 2 n chromosomes à II: chromosomes)
peut se faire par simple méiose ou par séparation des noyaux du diplokaryon
(dissociation nucléaire).
Ordre 1. MEIODIHAPLOPHASIDA Sprague et al. , 1992. ils regroupe
les espèces dont le passage du noyau de 2n chromosomes à n chromosomes se fait par
méiose. Cette méiose (qui se déroule vraisemblablement chez tous les genres regroupés
dans cet ordre) s'effectue pendant la sporogonie octosporée et donne des méiospores
(ou octospores) uninucléées. Certaines espèces sont hétérosporées (polymorphisme
sporale). Chez ces espèces, la méiose n'intervient qu'une fois pendant le cycle de
développement.
Superfamille 1. THELOHANIOIDEA Hazard & Oldacre, 1975. Un
seul type de spores a été observé: on parle d'espèces monomorphiques. Chez les
espèces qui ne sont pas uninucléées, la morphologie sporale et l'histopathologie sont
variables.
Famille 1. THELOHANllDAE Hazard & Oldacre, 1975. On
note la présence d'une vacuole octosporoblastique plus ou moins fragile durant la
sporogonie. Le plasmode sporogonial, la forme et le détail morphologique des spores,
sont variables.
Genres: Agmasoma, Bohuslavia
Chapmanium, Cryptosporina
Heterosporis, Hyalinocysta
Inodosporus, Napamichum

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27
Neoperezia, Nudispora
Ormieresia, Orthothelohania
Resiomera, Spherospora
Spiroglugea, Systenostrema
Thelohania, Toxoglugea
Famille 2. DUBOSCQIIDAE Sprague, 1977. L'élaboration de
la vacuole sporophore se fait avant la fin de la division mérogonique: le plasmode
mérogonial s'entoure d'une enveloppe. La vacuole sporophore peut contenir 8 spores ou
généralement des multiples de 8 spores.
Genres: Agglomerata, Duboscqia
Mitoplistophora, Pegmatheca
Polydispyrenia, Pulcispora,
Trichoduboscqia
Famille 3. JANACEKIIDAE Vedmed, Krylova & Issi, 1991.
La vacuole sporophore se divise au cours de la sporogonie pour donner des spores
contenues chacune dans une enveloppe individuelle.
Genre: Janacekia
Famille 4. PEREZIIDAE Loubès et al. , 1977. il n'y a pas de
vacuole sporophore. Le plasmode sporogonial est moniliforme.
Genres: Ameson, Perezia
Famille 5. STRIATOSPORIDAE Issi & Voronin, 1986. Les
spores sont cylindriques et courtes. Le filament polaire est mince, court et non spiralé.
On note la présence d'une vacuole sporophore, probablement élaborée par le sporonte
au cours de la sporogonie.
Genres: Helmichia, Striatospora
Famille 6. CYLINDROSPORIDAE Issi & Voronin, 1986.
Les spores sont cylindriques et longues. Le filament polaire est court, non spiralé et
extrêmement évasé à la base. On note la présence d'une vacuole sporophore,
probablement élaborée par le sporonte au cours de la sporogonie.
Genre: Cylindrospora

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28
Superfamille 2. BURENELLOIDEA Jouvenaz & Hazard, 1978.
Deux types de spores sont observés, les méiospores et les spores binucléées.
Famille 1. BURENELLIDAE Jouvenaz & Hazard, 1978.
Deux séquences sporogoniques ont été observées. Une séquence de type "Thelohania"
aboutissant à la formation de 8 spores contenues dans une vacuole sporophore et une
séquence de type "Nosema" aboutissant à la formation de spores libres et binucléées.
Genres: Burenella, Evlachovaia
Pilosporella, Vairimorpha
._0.
'." _..
. _Superfam~e 3. AMBLYOSPOROIDEAWeiser, 1977. Troistypes
de spores incluant les méiospores sont observés.
Famille
1. AMBLYOSPORIDAE
Weiser,
1977.
Trois
séquences sporogoniques ont été observées. Une séquence de type "Thelohanio", à
sporogonie octosporée accompagnée d'une méiose, aboutissant à la formation de 8
spores contenues dans une vacuole sporophore. Une autre séquence de type "Nosema" ,
diplocaryotiques et disporée, aboutissant à la formation de spores binucléées et libres.
Une troisième séquence, qui se déroule chez un hôte intermédiaire infecté par les
octospores, aboutissant à la formation de spores uninucléées, lancéolées et haploïdes.
Genres: Amblypospora, Crystulospora
Parathelohania, Tricomia
Ordre 2. DISSOCIODIHAPLOPHASIDA Sprague et al. , 1992. ils
regroupe les espèces dont le passage du noyau de 2n chromosomes à n chromosomes se
fait par séparation des noyaux du diplokaryon aboutissant à la formation de stades de
développement à noyaux libres. ils sont monomorphiques ou polymorphiques.
Superfamille 1. NOSEMATOIDEA Labbé, 1899. Elles regroupe
les Microsporidies monomorphiques à spores binucléées. Dans la cellule hôte, les 2
noyaux du sporoplasme se séparent pour donner des gamètes uninucléés. Ces derniers,
après une courte période, vont subir une plasmogamie avant l'association de leurs

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29
noyaux en diplokaryon. La pathologie, les modalités de la sporogonie et la morphologie
sporale sont variables.
Famille 1. NOSEMATIDAE Labbé, 1899. Tous les stades de
développement sont en contact direct
avec le hyaloplasme de la cellule hôte.
Généralement, les xénomes ne sont pas apparents. Ce sont des Microsporidies
disporées à spores plus ou moins réniformes ou ovoïdes
Genres: Hirsutospora, lssia, Nosema
Famille 2. ICHTHYOSPORIDIIDAE Sprague et al. , 1992.
T91J~Ll~.§__~~de~_ dedéveloppement sont en contact direct avec.. le hyaloplasme .d~_Jé!
cellule hôte. Durant la sporogonie , on observe 2 divisions nucléaires aboutissant à 2
réductions successives de la taille des noyaux.
Genre: lchthyosporidium
Famille 3. CAUDOSPORIDAE Weiser, 1958. La vacuole
sporophore est présente ou non au cours de la sporogonie mais est très fragile voire
éphémère. Les sporontes produisent 8 à 16 spores. L'exospore est ornementée ou non.
Genres: Caudospora, Octosporea
Ringueletium, Weiseria
Famille 4. PSEUDOPLEISTOPHORIDAE Sprague, 1977. La
mérogonie est absente. La vacuole sporophore contient un très grand nombre de spores
ovoïdes.
Genres: Pseudopleistophora, Steinhausia
Famille 5. MRAZEKIIDAE Léger & Hesse, 1922. La
sporogonie se fait à l'intérieur du hyaloplasme de la cellule hôte. TI y a présence de
xénomes visibles, distincts en fonction des genres. Ce sont des espèces disporées à
spores bacilliformes, avec ou sans queue construite avec du matériel exosporique. Le
polaroplaste est assez bien développé. Le filament polaire est réduit au manubrium,
avec ou sans partie spiralée. Les noyaux des spores sont allongés ou globuleux, parfois
de tailles différentes, disposés en parallèle le long de la spore.
Genres: Bacillidium, Hrabyeia, Jirovecia,
Mrazekia, Rectispora

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30
Superfamille 2. CULICOSPOROIDEA Weiser, 1977. Ce sont des
Microsporidies hétérosporées à noyaux binucléés et uninucléés. Les noyaux uninucléés
sont différents des méiospores. Les noyaux du sporoplasme binucléé se séparent dans la
cellule hôte pour donner, pendant la plus grande partie du cycle de développement, des
stades à noyaux isolés.
Famille
1.
CULICOSPORIDAE
Weiser,
1977.
Deux
séquences sporogoniques ont été observées. Une séquence sporogonique de type
"Nosema", disporée, aboutissant à la formation de spores binucléées et libres. Elle est
suivie immédiatement, après
une dissociation nucléaire, d'une
autre
séquence
~pq[QgQmql.1_~~l>o.utissan!.à un. .nombre variable (1 à 8) de spores__..uninucléées,
lancéolées, et contenues chacune dans une vacuole. Lorsqu'elles sont présentes, les
méiospores sont vestigiales.
Genres: Culicospora, Edhazardia
Famille 2. CULICOSPORELLIDAE Becnel & Fukuda, 1991.
Trois séquences sporogoniques ont été observées: une séquence de type "Thelohania",
octosporoblastique, accompagnée d'une méiose et aboutissant à la formation de spores
uninucléées (0 à 8) contenues dans une vacuole. Une autre séquence sporogonique de
type "Nosema", disporée, aboutissant à la formation de spores binucléées et libres; une
troisième séquence sporogonique, diplocaryotique et multisporée, aboutissant à la
formation de 6 à 20 spores binucléées, lancéolées et libres.
Genre: Culicosporella
Famille 3. GOLBERGIIDAE Issi,
1986.
Ce sont des
Microsporidies hétérosporées. Deux séquences sporogoniques s'y développent de
manière concurrentielle. La première séquence, de type "Nosema", disporée et
diplocaryotique aboutit à la formation de spores binucléées et libres. La deuxième
séquence (la principale), précédée d'une dissociation nucléaire, aboutit à la formation
d'un nombre variable (généralement 8) de spores uninucléées, lancéolées à paroi mince.
Un certain nombre de spores binucléées, subsphériques à paroi mince, ont été observées
(chez uniquement Hazardia millerïy, après une association nucléaire. Le cycle de
développement se déroule entièrement à l'intérieur de larve de moustique hôte.
(Définition de la famille uniquement basée sur H. milleri).

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31
Genres: Golbergia, Hazardia
Famille 4. SPRAGUEIDAE Weissenberg, 1976. Deux types
de spores sont formés. Les stades de développement sont en contact direct avec le
hyaloplasme de la cellule hôte. TI y a formation de xénomes bien distincts. La
Microsporidie se développe en colonie dans des zones spécifiques de la cellule hôte,
formant dans un premier temps des spores uninucléées, puis plus tard des spores
binucléées au centre de la colonie. Les cellules infectées sont hypertrophiées
Genre: Spraguea
, .
..~_ ~.._..
Snperfamille 3.. OVAVESICULOIDEA Sprague et al. L1?9_2_._Ç~
sont des Microsporidies monomorphiques à spores uninucléées. La dissociation
nucléaire intervient au début de la sporogonie.
Famille 1. OVAVESICULIDAE Sprague et al. , 1992. TI y a
présence d'une vacuole sporophore dont la paroi est constituée de deux couches
d'origine
incertaine, au cours de la sporogonie. Après la dissociation nucléaire, 4
divisions nucléaires aboutissent à la formation d'un plasmode sporogonial contenant 32
noyaux; ce plasmode se divise pour donner 32 sporoblastes.
Genre: Ovavesicula
Famille 2. TETRAMICRIDAE Matthews & Matthews, 1980.
Les diplocaryons sont étroitement associés. La sporogonie est disporoblastique ou
indéterminée. Les stades de développement sont à l'intérieur d'une vacuole plus ou
moins fragile, étroitement associée au réticulum endoplasmique de la cellule hôte. Les
xénomes sont caractéristiques pour chaque genre.
Genres: Microgemma, Tetramicra
Classe 2. HAPLOPHASEA Sprague et al. , 1992. Tous les stades de
développement possèdent des noyaux libres supposés à n chromosomes (haploïdes).
Ordre 1. GLUGEIDA Issi, 1986. Les stades de développement précédant
la sporogonie se multiplient. Les spores sont généralement plus ou moins ovoïdes ou
piriformes. Le polaroplaste est bien développé. La pathologie et la sporogonie sont
variables.

---

32
Famille 1. GLUGEIDAE Thélohan, 1892. Le parasite est
isolé du cytoplasme de la cellule hôte par une structure d'origine parasitaire qui devient
une mince vacuole sporophore au cours de la sporogonie polysporoblastique
(disporoblastique ?). TI Ya formation d'un xénome caractéristique pour chaque genre.
Genres: Glugea, Loma
Famille 2. PLEISTOPHORIDAE Doflein, 1901. L'enveloppe
est élaborée, en grande partie voire entièrement par la cellule hôte, et isole le méronte
du hyaloplasme. Cette enveloppe ne se décolle du parasite qu'au début de la sporogonie
et devient une vacuole polysporoblastique. TI n'y a pas de xénomes.
Genres: Pleistophora, Vavraia
-"-._..-- ..... .... -_ ... ..-_.-
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-
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Famille 3. ENCEPHALITOZOONIDAE Voronin, 1989.
Tous les stades développement sont entourés d'une membrane élaborée par l'hôte. La
sporogonie est disporoblastique.
Genres: Encephalitozoon, Endoreticulatus
Famille 4. ABELSPORIDAE Azevedo, 1987. La mérogonie
se déroule en contact direct avec le hyaloplasme de la cellule hôte; la sporogonie a lieu
à l'intérieur d'une vacuole élaborée par l'hôte.
Genre: Abelspora
Famille 5. TUZETIIDAE Sprague in Loubès & Maurand,
1976. La mérogonie se déroule à l'intérieur du hyaloplasme de la cellule hôte.
L'enveloppe est élaborée par le sporonte qui se fragmente pour donner 1 (généralement)
ou 2 spores contenues chacune dans une vacuole.
Genres: Berwaldia, Lanatospora
Nelliemelba, Tuzetia
Famille 6. MICROFILIDAE Sprague et al. , 1992. Les stades
de développement sont en contact direct avec le cytoplasme de la cellule hôte. Elle se
distingue des autres familles de l'ordre par l'existence d'une sporogonie tétrasporée, un
filament polaire réduit au manubrium, des spores présentant une symétrie bilatérale
particulière.
Genre: Microfilum

---

33
Famille 7. UNIKARYONIDAE Sprague, 1977. Les stades de
développement sont en contact direct avec le cytoplasme de la cellule hôte. La
sporogonie est disporée ou avec des plasmodes sporogoniaux moniliformes que l'on
suppose subissant une division binaire ou multiple.
Genres: Oligosporidium, Orthosomella
Unikaryon
Ordre 2. CHYTRIDIOPSIDA Weiser, 1974. TI n'y a pas de stades
précédant la sporogonie. Cette dernière est variable. Les spores sont généralement
subsphériques. Le polaroplaste au sens strict n'existe pas ou est extrêmement réduit. Ce
sont surtout des parasites de l'épithélium intestinal.
~
.. _ _ .
_
Famille 1. CHYTRIDIOPSIDAE Sprague et al. , 1972. Les
stades de développement sont à l'intérieur d'une mince ou d'une épaisse enveloppe
d'origine indéterminée (d'origine hôte ?). La sporogonie polysporée aboutit à la
formation de spores subsphériques. TI n'y a pas de polaroplaste. La gaine du filament
cytoplasmique porte des ornementations alvéolaires.
Genres: Chytridioides, Chytridiopsis, Nolleria
Famille 2. BUXTEHUDIIDAE Larsson, 1980. Les stades de
développement sont à l'intérieur d'une vacuole élaborée par la cellule hôte. Une division
multiple par vacuolisation intervient au cours de la sporogonie polysporée. La
sporogenèse est précoce. Les spores sont subsphériques. TI n'y a pas de polaroplaste. La
gaine du filament cytoplasmique est ornementée avec des stries spiralées.
Genres: Buxtehudea, Jiroveciana
Famille 3. ENTEROCYTOZOONIDAE Cali & Owen, 1990.
Les stades de développement sont en contact direct avec le cytoplasme de la cellule
hôte. La sporogenèse est précoce; les organites internes des spores se développent avant
la division du plasmode sporogonial. La sporogonie polysporoblastique se fait par une
invagination de la membrane plasmique du plasmode sporogonial pour donner une paroi
qui entoure les organites sporaux précocement formés.
Genre: Enterocytozoon

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37
Larsson et Gëtz (1996), après avoir transféré Mrazekia brevicauda dans le genre
Bacillidium (Larsson, 1994 b), le transfèrent à nouveau dans le genre Jirovecia.
Faye et al. (1996),
créent le genre Neonosemoides et la famille des
Neonosemoidiidae.
Hollister et al. (1996) créent le genre Trachipleistophora avec comme espèce-
type T. hominis qui est une Microsporidie humaine.
Les Microsporidies constituent un groupe extrêmement complexe et leur
systématique est encore loin d'être stabilisée. Beaucoup d'anciens genres attendent d'être
redécrits par des techniques de microscopie électronique.
II. LES GRANDES LIGNES DU CYCLE DE DÉVELOPPEMENT DES
MICROSPORIDIES
Le cycle de développement des Microsporidies débute par l'inoculation du
sporoplasme (germe infectieux) dans la cellule-hôte et se termine par la formation des
spores.
1°) Éclosion des spores et libération du sporoplasme
Chez les Microsporidies, les modalités d'éclosion de la spore et d'inoculation du
sporoplasme ont été observées aussi bien en milieu extracellulaire qu'en milieu
intracellulaire.
En milieu extracellulaire (lumière intestinale par exemple), les spores ingérées
libèrent leur filament polaire qui est injecté dans les cellules. Le sporoplasme est ensuite
introduit dans la cellule hôte par l'intermédiaire du filament polaire évaginé. Ce dernier
n'est pas déstabilisé. il se retourne en doigt de gant, réalisant un tube creux par lequel le
sporoplasme quitte la spore et gagne la cellule hôte. De nombreux auteurs, utilisant des
techniques biochimiques et cytochimiques associées à la microscopie photonique et
électronique, s'accordent sur cette modalité (Lom, 1972; Weidner, 1972, 1976, 1982~
Canning et Madhavi, 1977; Undeen, 1978, 1983; Berrebi, 1979; Weidner et Byrd,
1982~ Weidner et al. , 1984).

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38
Des cas d'éclosions intracellulaires ont été décrits par Toguebaye et Marchand
(1987) et Faye (1992) respectivement chez Nosema couilloudi et Microfilum lutjani.
Chez Nosema couilloudi, le filament polaire est déstabilisé au contact des enzymes du
cytoplasme de la cellule hôte et dégénère. Le sporoplasme est directement libéré dans le
cytoplasme de la cellule hôte. Chez Microfilum lutjani, le filament polaire s'évagine en
doigt de gant, délimitant un canal d'émergence dans lequel on observe très nettement
l'écoulement du sporoplasme.
2°) Mérontes et mérogonie
Les mérontes sont issus de la transformation des sporoplasmes extrasporaux.
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Leur ultrastructure est identique à celle des sporoplasmes mais ils s'en distingueraient
selon Canning (1990), par le fait que les sporoplasmes sont entourés de la gaine
caractéristique observée par Weidner et Trager (1973).
La membrane plasmique est généralement de type unitaire et dépourvue
d'ornementations. Mais chez certaines espèces, elle peut présenter du côté externe des
formations plus ou moins complexes. C'est le cas par exemple de Nosema algerae dont
la membrane plasmique est recouverte d'une fine couche de matériel opaque aux
électrons et présente des microtubules (Canning et Sinden, 1973).
Au cours de la mérogonie (et de la sporogonie), le noyau se divise mais
l'enveloppe nucléaire demeure intacte. L'appareil mitotique est constitué de deux centres
cinétiques intracytoplasmiques reliés par des fuseaux achromatiques intranucléaires. La
structure des centres cinétiques varie selon les espèces. ils peuvent être constitués de
deux plaques cytoplasmiques denses aux électrons accolées à la face externe ou interne
[et parfois entre les deux membranes de l'enveloppe nucléaire] de l'enveloppe nucléaire
qu'ils dépriment (Youssef et Hammond, 1971; Sprague et Vernick, 1974; Desportes,
1976; Loubès et Maurand, 1976; Larsson, 1980; Toguebaye et Marchand, 1984 a et b).
Les centres cinétiques peuvent être associés soit à des vésicules membranaires opaques
aux électrons localisées dans le cytoplasme et situées directement sur la face opaque de
l'enveloppe nucléaire (Desportes, 1976; Loubès et Maurand, 1976; Vàvra, 1977) soit à
une masse ovoïde opaque aux électrons accolée aux vésicules (Vàvra, 1977), soit à
plusieurs vésicules entourées d'une double membrane localisées au niveau des pôles

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39
(Youssef et Hammond, 1971; Desportes, 1976; Vivares et Sprague, 1979; Larsson,
1980).
Une cytodiérèse aboutissant à la formation de deux mérontes fils peut intervenir à
la :fin de chaque caryocinèse. Beaucoup plus fréquemment, on assiste à une division
répétée du noyau aboutissant à la formation d'un plasmode plurinucléé qui se fragmente
en plusieurs mérontes fils ( Vâvra, 1976 a et b). Les divisions mérogoniques aboutissent
à la formation de mérontes uninucléés (c'est le cas d'Encephalitozoon cuniculi), sauf si
le sporoplasme donnant le mérontes est binucléé. Dans ce cas, tous les stades du cycle
de développement peuvent être binucléé comme c'est le cas de certaines Nosema
(Ç~pin.1L~t.s.ip~ep.,197~; V~V!a, 197~ a et b; Toguebaye et Marchat;!d2.J984_ çJ:J:,~
membrane plasmique est généralement en contact direct avec le cytoplasme de la cellule
hôte. Cependant, chez certaines espèces (Glugea anomala par exemple), elle est
entourée d'une paroi opaque aux électrons qui disparaît en début de sporogonie
(Canning et Lom, 1986) alors que chez d'autres espèces comme par exemple
Pleistophora typicalis, cette paroi persiste au cours de la sporogonie et va donner la
vacuole sporophore (Canning et Hazard, 1982).
Le cytoplasme des jeunes mérontes contient un appareil de Golgi simple, un peu
de réticulum endoplasmique et des ribosomes. Les noyaux sont de petite taille et
opaques
au
microscope
photonique.
Perkins
(1991),
distingue
deux
stades
mérogoniques: "les stades micronucléés" et "les stades macronucléés". Les derniers,
plus âgés, se distinguent des autres par leur noyau plus important, un appareil de Golgi
plus complexe et un réticulum endoplasmique plus dense.
Certaines Microsporidies ont un cycle de développement présentant une
alternance de phases monocaryotique et diplocaryotique (Loubès, 1979; Becnel et al. ,
1987). Chez ces espèces, les spores libèrent dans le cytoplasme des cellules hôtes des
sporoplasmes binucléés ou uninucléés qui vont donner des mérontes.
3°) Sporontes et sporogonie
Les sporontes sont issus de la transformation de certains mérontes dont la
membrane plasmique se recouvre d'une ou plusieurs membranes ou d'une paroi opaque
aux électrons et dont le cytoplasme, observé au microscope photonique devient
hétérogène. Les observations ultrastructurales ont permis de distinguer les mérontes des

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40
jeunes sporontes (ou des présporontes) (Vâvra, 1976 a et b; Toguebaye, 1986). Les
rôles et positions des membranes ou des parois sont importants en systématique
puisqu'ils sont utilisés comme critères taxonomiques permettant de distinguer les
différents groupes appartenant à l'Embranchement des Microsporidies (Levine et al. ,
1980).
Chez certaines espèces de Microsporidies (pansporoblastiques), la sporogonie se
fait
à
l'intérieur
d'une
vacuole
sporophore
tandis
que
chez
d'autres
(apansporoblastiques), elle se fait au contact direct du cytoplasme de la cellule hôte.
__.__çp.~~.J~~._Q.~!P9r9b'_a~tiq~es (V'avraia, Tuzetia etc.) _l~ vacuole__ SpO!0j>4Q!:~
contient le sporonte. L'espace entre la paroi du sporonte et la vacuole sporophore peut
être colonisé par du matériel granulaire, des fibres, des tubules et du matériel
membranaire spiralé. Ces structures peuvent être associées aux parois des spores à la fin
de la sporogonie comme cela a été observé par de nombreux auteurs (Liu et
a/. , 1971; Overstreet et Weidner, 1974; Larsson, 1980; Vavra et Barker, 1980; Becnel
et al. , 1986).
A l'intérieur de la vacuole sporophore, le sporonte peut se recouvrir d'une
deuxième paroi et l'ancienne paroi, externe, devient alors la paroi du sporoblaste puis de
la spore mature (Desportes, 1976; Larsson, 1980). Au cours de la sporogonie, le
plasmode sporogonial multinucléé peut se diviser en rosette pour donner des
sporoblastes puis des spores (Batson, 1982).
La méiose a été observée chez un grand nombre d'espèces pansporoblastiques
(Loubès, 1979; Hazard et Brookbank, 1984; Becnel et al. , 1987). Elle intervient entre
la mérogonie et la sporogonie, généralement chez les jeunes sporontes où on assiste à
l'apparition de complexes synaptonématiques (Loubès, 1979; Becnel et al. , 1987) ou à
une modification de la teneur en A.D.N. comme l'ont démontrée Hazard et Brookbank
(1984).
Si la présence de complexes synaptonématiques atteste de l'existence d'une
sexualité chez les Microsporidies, le moment du cycle où se déroule la fécondation fait
l'objet d'interprétations diverses. Pour de nombreux auteurs (Kudo, 1924; Canning et
Sinden, 1973; Ohshima, 1973; Weiser, 1977; Hazard et al. , 1984; Hazard et
Brookbank, 1984; Becnel et al. , 1986, 1987), la fécondation se ferait par autogamie.

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41
Pour eux, le zygote est le résultat d'une caryogamie qui interviendrait entre les deux
noyaux constituant le diplocaryon d'un méronte. Pour Toguebaye et Marchand (1986 a),
Diarra et Toguebaye (1992), la fécondation est de type isogame. Les méiospores
éclosent et libèrent leurs sporoplasmes qui se transforment en gamontes uninucléés. Le
noyau de ce gamonte subit des mitoses simples pour donner naissance à un gamonte
plurinucléé qui se fragment en gamètes uninucléés. Ces derniers s'apparient deux à
deux, subissent une plasmogamie puis une caryogamie aboutissant à la formation d'un
zygote. Le noyau du zygote va subir une division simple pour donner un méronte à un
diplocaryon. Pour Andreadis et Hall (1979), Hazard et al. (1979), la fécondation
s'effectuerait chez un deuxième hôte par fusion des gamètes haploïdes.
Chez les Microsporidies apansporoblastiques, la sporogonie se fait au contact du
cytoplasme de la cellule hôte. En l'absence de vacuole sporophore, le début de la
sporogonie est marqué par l'apparition d'une paroi opaque aux électrons. Les modalités
de division du sporonte permettent de distinguer les genres. La sporogonie est
disporoblastique par exemple chez Nosema, lchthyosporidium et Mrazekia, ou bien
polysporoblastique par exemple chez Golbergia. Chez certains genres (Culicospora et
Orthosoma), un nombre variable de sporoblastes peut être produit par le sporonte. La
méiose a été décrite chez Ameson et Perezia (Vivares et Sprague, 1979; Lange, 1994).
~ Sporoblastes et spores
Les jeunes sporoblastes se caractérisent par un cytoplasme beaucoup plus riche
en réticulum endoplasmique que celui des sporontes. Leur paroi correspond à celle des
sporontes et présente, au microscope électronique, un contour irrégulier.
L'organisation et la genèse des spores des Microsporidies ont fait l'objet de très
nombreuses études (Vàvra, 1965; Coste-Mathiez et Manier, 1968; Sprague et Vernick,
1968; Szôllôsi, 1971; Vinckier et al. , 1971; Youssef et Hammond, 1971; Lom, 1972;
Milner, 1972; Weidner, 1972; Canning et Sinden, 1973; Maurand, 1973; Canning et
Nicholas, 1974; Gôtz, 1974; Colley et al. , 1975; Desportes, 1976; Loubès et Maurand,
1976; Vàvra, 1976 a et b; Loubès et Akbarieh, 1977; Andreadis et Hall, 1979; Berrebi,

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42
1978, 1979~ Vivares et Sprague, 1979~ Milner et Mayer, 1982~ Toguebaye et Bouix,
1983~ Toguebaye, 1986~ Toguebaye et Marchand, 1986 b).
La maturation des sporoblastes s'accompagne d'une synthèse des différents
organites de la future spore (qui parfois commence au stade sporonte). Le filament
polaire provient (au moins en partie) de l'accumulation de petites vésicules golgiennes.
Sa morphogenèse a été presque entièrement décrite par Vinckier (1975) chez
Nosemoides vivien (Canning, 1990). Chez cette espèce, le disque d'ancrage se
développe à partir des vésicules localisées entre le noyau et les vésicules golgiennes.
Les vésicules golgiennes fusionnent pour former un axe central et une couche
périphérique, Ledisque d'ancrage migre ensuite dans la partieantérieure de la .~P~~~
tandis que le noyau et les vésicules golgiennes se déplacent vers la partie postérieure. A
la fin de la sporogenèse et après que le filament polaire ait été entièrement formé, les
vésicules golgiennes peuvent fusionner pour donner la vacuole postérieure (qui est
absente chez certaines espèces). Le polaroplaste, qui joue un rôle dans l'extrusion du
filament polaire, s'organise en série de sacs aplatis et de vésicules autour du manubrium.
La sporogenèse se termine par l'élaboration d'une endospore chitineuse et d'une
exospore.
Les spores matures ont une taille qui varie de 1 um de diamètre chez
Chytridiopsis aquaticus (forme sphérique) à 20 um de long chez Mrazekia argoisi
(forme cylindrique). La plupart sont ovoïdes ou ellipsoïdales mais on note une grande
diversité des formes qui a été utilisée pour distinguer les genres. Les spores sont
organisées suivant le même modèle: on y distingue le sporoplasme (ou germe infectieux)
entouré d'une membrane plasmique, l'appareil d'extrusion (constitué du filament polaire
et de ses annexes, du polaroplaste et de la vacuole postérieure) et l'enveloppe sporale
(constituée de l'endospore et de l'exospore). Chez les Mrazekiidae et les Microfilidae, le
filament polaire est manubriuoïde. Chez les Chytridiopsidae, les Burkeidae et les
Buxtehudeidae, le polaroplaste est absent.
50} Le polymorphisme
Chez les Microsporidies polymorphiques, une même espèce peut avoir plusieurs
séquences sporogoniques aboutissant à la formation de spores morphologiquement
différentes. C'est le cas chez les Parathelohania, Amblyospora, Vairimorpha et
Burenella. Chez les Amblyospora de moustiques par exemple, il y a 3 séquences

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43
sporogoniques. La première séquence de type "Nosema" se déroule dans les oenocytes
des mâles et femelles et aboutit à la formation de spores binucléées, haploïdes à paroi
mince et en contact direct avec le cytoplasme de la cellule hôte. La deuxième séquence
se déroule dans les tissus adipeux des larves des deux sexes et donne des spores
uninucléées, haploïdes à paroi épaisse contenues dans une vacuole sporophore. La 3ème
séquence se déroule chez des copépodes considérés comme hôtes intermédiaires chez
lesquels la sporogonie aboutit à des spores haploïdes uninucléées à paroi mince de type
"Pyrotheca" contenues chacune dans une vacuole sporophore (Andreadis et Hall, 1979;
Andreadis, 1983; Hazard et Brookbank, 1984; Andreadis, 1985; Sweeney et al. , 1985,
1988; Becnel, 1986, 1992).
Dans d'autres cas de dimorphisme, les deux séquences sporogoniques aboutissent
à la formation de spores libres. Chez les Spraguea, une séquence est de type Nosema
alors que l'autre est de type Nosemoides, c'est à dire multinucléée avec des noyaux
libres (Loubès et al. , 1979). Chez Nosema helminthorum, hyperparasite de cestode, les
deux séquences sporogoniques aboutissent à la formation de spores binucléées et
uninucléées (Canning et Gunn, 1984).
III. ACTIONS PATHOGÈNES DES MICROSPORIDIES CHEZ LES
ARTHROPODES
Les actions pathogènes ont été étudiées aussi bien chez les Insectes, les Crustacés
que chez les Arachnides (Chapman et al. , 1969; Maurand et al. , 1972; Maurand, 1973;
Hazard et Oldacre, 1975; Coste-Mathiez et Tuzet, 1977; Lipa, 1977; Loubes et
Akbarieh, 1977; Sprague, 1977; Larsson, 1980, 1988 a, 1993, 1994 a, 1996; Toguebaye
et Marchand, 1984 a, b et c; Voronin, 1986, 1989; Dickson et Barr, 1990; Larsson et al.
, 1993, 1996; Bylèn et Larsson, 1994 a et b, 1996).
Ces actions pathogènes provoquées par les Microsporidies chez leurs hôtes sont
de plusieurs types.

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44
r.l Modification de l'aspect de leurs hôtes
Ces modifications sont fréquentes chez les Insectes et les Crustacés et aident
parfois à un diagnostic rapide d'une microsporidiose. Citons quelques exemples.
Toguebaye et Marchand (1986) ont signalé chez les Insectes, que les larves de
Culex quinquefasciatus infectées par Amblyospora culicis prennent une coloration
blanchâtre alors que Vavra et Undeen (1981) ont observé, aux U.S.A., chez des
Simulies parasitées, un gigantisme larvaire.
. .... Streetet Sprague (1~~4) notent chez les Crustacés, que Pleistophora lintoni _e_~!.
responsable de la coloration blanchâtre de l'abdomen de Palaemonetes pugio.
2°) Troubles du comportement de leurs hôtes
Ces troubles se manifestent surtout chez les individus sévèrement parasités. Ils
sont aussi fréquents chez les Insectes que chez les Crustacés.
Kettle et Piper (1988) signalent par exemple que les larves de Culex sitiens
(Insectes) infectées par Amblyospora pinensis perdent leur mobilité et viennent de
moins en moins respirer à la surface.
Chez les Crustacés, Green (1974) note que Simocephalus vetulus et Daphnia
pulex infectés par Thelohania acuta perdent leur mobilité et s'enfouissent dans la vase.
~ Destruction des tissus de leurs hôtes
Chez les Insectes, la lyse des tissus entraîne une réduction de la longévité des
individus parasités (Lipa et Bartkowski, 1981; Toguebaye, 1981; Toguebaye et Bouix,
1982). De telles actions ont été également signalées par Vâvra et Undeen (1970) chez
Anopheles stephensi infecté par Nosema algerae et par Darwish et Canning (1991)
chez Culex pipiens infecté par Amblyospora sp.
Chez les Crustacés, Avery et Undeen (1990) signalent que Parathelohania
anophelis provoque une infestation généralisée chez Microcyclops varicans.

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45
~ Influence sur la reproduction de leurs hôtes
Chez les Insectes, Tanabe et Tamashiro (1967) signalent que Nosema
trichoplusiae provoque une baisse de la fécondité et de la fertilité des oeufs chez
Trichoplusia ni (Lépidoptères) alors que Gaugler et Brooks (1975) signalent que
Nosema heliothidis entraîne quant à elle, une diminution de la fécondité des femelles
ainsi que des potentialités d'accouplement des mâles et des femelles d'Heliothis zea
(Lépidoptères).
Chez les Crustacés, Maurand et al. (1971) signalent que la Microsporidie Tuzetia
inji~q_détI1ÙtJes_Qvaires.de_Macrocyclopsfuscus et entraîne .la stérilisation deson
hôte.
~ Influence sur la croissance de leurs hôtes
La Microsporidie sécréterait des substances hormonales qui ralentissent ou
empêchent la nymphose. Dans la littérature, plusieurs auteurs rapportent une action des
Microsporidies sur la croissance de leurs hôtes.
Fisher et Sanbom (1964) signalent que l'injection de Nosema whitei provoque
chez les larves de Tribolium castaneum (Insectes), une augmentation du nombre des
mues et un blocage de la nymphose. Maurand et Bouix (1969) ont mis en évidence,
dans le cycle de Thelohania fibrata, parasite des larves de Simulium, la sécrétion de
sulfomucopolysaccharides qu'ils pensent être une hormone juvénilisante. Coste-Mathiez
et Tuzet (1977) signalent que 500/0 des larves de Chironomus thumi infectées par
Pleistophora jiroveci ne
se métamorphosent plus. L'étude biométrique de la
microsporidiose expérimentale à Nosema
manierae
chez
Heliothis
armigera
(Lépidoptère, Noctuidae) montre que la Microsporidie provoque un retard dans la
croissance des larves ainsi que des nymphes dont elle entraîne la mort (Toguebaye,
1981; Toguebaye et Bouix, 1983).
Chez les Crustacés, Larsson et al. (1996) signalent que Glugoides intestinalis,
parasite de Daphnia magna et D. pulex, entraîne la réduction de la croissance et de la
fécondité de ses hôtes.

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46
6°) Action féminisante
Bulnheim et Vàvra (1968), signalent l'action féminisante d'Octosporea effeminans
(Microsporidie) chez Gammarus duebeni (Crustacé) dont tous les oeufs infectés
donnent des femelles.
IV • IMPORTANCE ÉCONOMIQUE DES MICROSPORIDIES
D'ARTHROPODES
Dans
la
littérature, plusieurs
auteurs
signalent
l'action
pathogène
des
~~.~Q§P_~ti4i_~s._~!I~zJ~s Arthropodes déprédateurs des cultures ou ayant ~.~ importance
en apiculture. Pour ces raisons, les Microsporidies sont considérées, soit comme de
véritables pesticides biologiques qu'il faut produire en masse en vue de leur utilisation
en lutte biologique, soit comme responsables de beaucoup d'épidémies dans les élevages
et doivent donc être éradiquées.
1°) Importance en agriculture
Dans la littérature, on signale plusieurs essais de lutte biologique contre les
Orthoptères et les Lépidoptères.
Chez les Orthoptères, l'action de Nosema locustae a été évaluée sur plusieurs
hôtes (Henry, 1972; Johnson, 1989). Des essais de traitement sur une large échelle par
hélicoptère ont été effectués au Mali par van der Paauw et al. (1990). Mais les résultats,
non significatifs, ne confirment pas, selon les auteurs, ceux obtenus en Amérique du
Nord.
Chez les Lépidoptères, Lewis et Lynch (1978) ont utilisé des suspensions de
spores de Nosema pyrausta contre les populations d'Ostrinia nubilalis dans les champs
de maïs aux U.S.A. La technique d'application utilisée fut la pulvérisation à l'aide
d'appareil à dos. En 1974, ils ont appliqué sur les feuilles de plants de maïs infestés par
O. nubilalis, la dose de 22,5 x 107 spores/plante. lis ont obtenu cette année là une
réduction de population de chenille de 48,1 % par plante et un taux d'infestation de
chenille de 62 %. En 1975, l'application de la dose de 24,3 x 107 spores/plante a réduit
de 43,8 % les populations de chenilles.

---

47
2°) Importance en apiculture
Dans les ruchers, les nosémoses à Nosema apis sont très connues (Farrar, 1947;
Cantwell et Shimanuki, 1969; Fries et al. , 1984). Farrar (1974) rapporte par exemple
que la nosémose réduit la productivité des ouvrières d'Apis mellifera (Abeilles) et
abrège leur vie, entraînant, dans les infestations graves, une réduction de la production
du miel de 15 à 50 kilogrammes.
v . MPORTANCE MÉDICALE DES MICROSPORIDIES
___ I°l. Lutte biologique contre les moustiques vecteurs
Plusieurs essais de lutte biologique contre les moustiques vecteurs de maladies
ont été rapportés.
Nosema algerae par exemple a été utilisée avec succès contre des populations
d'Anopheles albimanus dans le canal de Panama par Anthony et al. (1978). Ces auteurs
ont obtenu un taux d'infestation variant de 77 % à 86 %. Andreadis (1990) a évalué
l'importance en lutte biologique des Microsporidies polymorphiques notamment les
Amblyospora de moustiques. Maier et al. (1994) ont montré au laboratoire (Allemagne)
que Nosema algerae provoque une forte mortalité des larves, des nymphes et des
adultes des Anopheles spp.; elle réduit la capacité à se reproduire des femelles
survivantes et empêche le développement des sporozoïtes du Plasmodium (lorsque les
femelles sont infectées). Après une étude sur le terrain, près de Ngaoundéré (Cameroun)
ils ont montré que Nosema algerae pouvait être utilisé avec succès dans les gîtes
permanents contenant des Anopheles spp.
2°) Actions des Microsporidies sur le développement des Plasmodium
Nosema algerae réduit la capacité des Anopheles à transmettre les Plasmodium,
en augmentant la mortalité des larves et des adultes, en réduisant la fécondité et la
longévité des femelles adultes, et en perturbant le développement des Plasmodium
(Anthony et al. , 1972; Savage et al. , 1972; Gajanana et al. , 1979; Geetha Bai et al. ,
1979). Par exemple, Margos et al. (1992) en évaluant au laboratoire l'action de Nosema
algerae sur le développement de Plasmodium falciparum chez Anopheles stephensi,
ont obtenu une réduction moyenne des oocystes de 69 0/0, une baisse du nombre de

---

48
sporozoïtes chez les moustiques infectés ainsi qu'une mortalité importante due à la
nosémose. Schenker et al. (1992) en évaluant au laboratoire l'action de Nosema algerae
sur le développement de Plasmodium yoelii nigeriensis ont obtenu une réduction
moyenne du nombre d'oocystes variant de 70 % à 84,68 %.
3°) Affections microsporidiennes chez l'homme
Certaines Microsporidies sont responsables de plusieurs infections chez les sujets
immuno-déprimés. Plusieurs pathologies ont été observés aussi bien chez les sujets
immuno-déprimés séropositifs (Vlli/SIDA) que chez les sujets séronégatifs.
Chez les séronégatifs, Encephalitozoon cuniculi (Bergquist et al. , 1984;
Matsubayashi et al. , 1959) attaque le foie, les reins et le système nerveux central tandis
que Nosema connori (Margileth et al. , 1973; Sprague, 1974) provoque des diarrhées,
des
vomissements,
des
troubles respiratoires
aigus
et
une perte
de
poids.
Microsporidium ceylonensis (Ashton et Wirasinha, 1973; Canning et Lom, 1986), M
africanum (Canning et Lom, 1986; Pinnolis et al. , 1981) et Vittaforma cornae (Nosema
cornum) (Davis et al. , 1990; Shadduck et al. , 1990; Silveira et Canning, 1995)
attaquent la cornée des yeux. Pleistophora sp.
(Ledford et al. ,
1985) et
Trachipleistophora hominis (Hollister et al. , 1996) attaquent respectivement le muscle
et la cornée des yeux.
Chez séropositifs, Enterocytozoon bieneusi (Desportes et al. , 1985; Lucas et al.
, 1989; Orenstein et al. , 1990) parasite l'intestin (particulièrement les entérocytes) et est
responsables de diarrhées chroniques en Afrique, en Europe et aux U. S. A.
VI . LUTTE CONTRE LES MICROSPORIDIES
Pour protéger les élevages d'Insectes et de Crustacés ayant une importance
économique,
mais
également traiter les
microsporidioses
humaines,
plusieurs
médicaments ont été utilisés contres les Microsporidies.

---

49
1°) Lutte contre les Microsporidies d'Invertébrés
Toguebaye et Bouix (1982) ont testé deux antimicrosporidiens, la fumagilline et
le bénomyl, contre la microsporidiose à Nosema manierae chez Heliothis armigera
(Lépidoptère). Ces deux produits ont provoqué une baisse de la mortalité chez les larves
infestées, mais utilisés à fortes doses, ils deviennent nocifs pour l'hôte. La fumagilline
(Katznelson et Jamieson, 1952), le bénomyl (Hsiao et Hsiao, 1973) et l'itraconazole (Liu
et Myrick, 1989) ont été utilisés pour lutter contre Nosema apis dans les ruchers et les
Microsporidies des charançons tandis que le buquinolate a été utilisé pour réduire
l'infection microsporidienne chez les crabes (Crustacés). Le toltrazuril a été utilisé pour
. ..tr.ai!er le~L~CroSI?qQ4i.9se~çh~z.les Insectes .CMe4lJ?0!D._et ar_._l.9_88}.. ..
.
.
2°) Traitement des microsporidioses humaines
Plusieurs médicaments ont été utilisés pour traiter les microsporidioses chez les
patients infectés par le Vllf. L'itraconazole a été utilisé avec succès contre une
microsporidiose due à Encephalitozoon hellem, parasite de la cornée (Yee et al. ,
1991). La métronidazole, l'itraconazole, l'octréodile, la primaquine, la lomotil, la
sulfasalanine et la lopéramide ont été utilisées (avec des résultats variables) contre
Enterocytozoon bieneusi, responsable de diarrhées chroniques et de perte de poids.
Eeftinck-Schattenkerk et al. (1991) ont obtenu une réduction, voir une disparition des
diarrhées dues à Enterocytozoon bieneusi chez 10 des 13 patients traités avec la
métronidazole. Une rechute a été observée chez 6 patients. Dans tous les cas, E.
bieneusi n'est pas totalement éradiquée, même quand les diarrhées disparaissent. Des
résultats similaires ont été obtenu en utilisant l'albendazole.

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50
CHAPITRE II
CYCLE BIOLOGIQUE ET ULTRASTRUCTURE DES ESPÈCES
TROUVÉES
Au cours de nos travaux, 6 espèces ont été trouvées et étudiées. Elles
appartiennent aux genres Amblyospora Hazard et Oldacre, 1975, Nosema Nâegeli,
1857 et Vavraia Weiser, 1977. En tenant compte de leur cycle de développement, on
peut classer ces Microsporidies en "espèces monomorphiques" et en "espèces
polymorphiques" .
1 . ESPÈCES MONOMORPIDQUES
Les espèces monomorphiques ne présentent qu'une séquence sporogonique. Leur
cycle peut se dérouler selon 3 modalités: mérogonie et sporogonie au contact direct du
cytoplasme de la cellule hôte, mérogonie au contact direct du cytoplasme hôte et la
sporogonie dans une vacuole, mérogonie et sporogonie dans une vacuole. La première
et la deuxième modalité ont été observées au cours de notre étude.
1°) Espèces dont le cycle se déroule entièrement au contact direct du
cytoplasme de la cellule hôte.
A/OBSERVATIONS
Au cours de notre étude, nous avons rencontré 2 espèces qui effectuent leur cycle
au contact direct avec le cytoplasme de la cellule hôte. Ce sont Nosema stenocypris
Diarra et Toguebaye, 1994 et Nosema omaniae Diarra et Toguebaye, 1995.
V Cycle de développement [Annexes 1 et 2]
Ces espèces sont disporées et à diplocaryon à tous les stades. Chez N. omaniae,
le diplocaryon du jeune méronte se divise plusieurs fois pour donner un méronte à 2
diplocaryons ou un plasmode mérogonial à plusieurs diplocaryons; ces stades
mérogoniques donnent de nouveaux mérontes à 1 diplocaryon dont certains évoluent en
sporonte à 1 diplocaryon. Chez les deux espèces, chaque sporonte

---

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Figure 4: Cycle de développement des Nosema spp,
a-b: mérogonie; c-f: sporogonie

---

52
donne, par division binaire de son cytoplasme 2 sporoblastes à 1 diplocaryon qui se
transforme chacun directement en spore.
Nous n'avons pas pu observer la mérogonie chez N. stenocypris.
Le diagramme de la figure 4 résume le cycle de développement des Nosema spp.
b / 111trastructure des stades de développement
- Nosema stenocypris [Annexe 1: figs 1 A-D et 2 A-Dl
Cette espèce a été trouvée chez Stenocypris major (Ostracode).
1°) Les sporontes [Annexe 1 : figs lA et lB]
Leur cytoplasme dense aux électrons, contient de nombreux grains de ribosomes
et des saccules de réticulum endoplasmique. La membrane plasmique est recouverte
extérieurement de granules opaques aux électrons.
2°) Les sporoblastes et les spores [Annexe 1: figs le à 2D]
Les sporoblastes sont diplocaryotiques. ils sont limités par une paroi épaisse
d'environ 32 nm. Leur cytoplasme contient beaucoup de ribosomes et quelques saccules
de réticulum endoplasmique. Les sporoblastes ont d'abord une forme irrégulière
(Annexe 1: fig. 1C) puis s'allongent au cours de la sporogenèse (Annexe 1: fig. ID).
Les jeunes spores (Annexe 1: fig. 2A) ont un disque d'ancrage globuleux et un
filament polaire immature. Ce dernier montre en coupe transversale un axe central
dense, une couche intermédiaire claire et une couche opaque externe. La paroi des
spores jeunes est constituée d'une exospore formée d'une zone interne opaque aux
électrons et d'une zone externe moins dense, et d'une endospore claire et mince.

---

53
Les spores matures mesurent 4,28 ± 0,19 x 2,61 ± 0,10 um. Leur paroi peut
atteindre une épaisseur de 189 nm (Annexe 1: figs 2B, 2C). Cette paroi est constituée
d'une exospore de 70 nm d'épaisseur formée de 2 zones identiques à celles de la jeune
spore (Annexe 1: fig. 2C) et d'une endospore claire d'environ 120 nID d'épaisseur. Au
niveau du disque d'ancrage, l'endospore n'a qu'une épaisseur d'environ 20 nID. Le
filament polaire est isofilaire (Annexe 1: fig. 2B) et présente 14 tours de spires. Son
diamètre est d'environ 110 nID. Le polaroplaste (Annexe 1: fig. 2C) est lamellaire dans
sa partie antérieure et vésiculeuse dans sa partie postérieure. Le cytoplasme est riche en
ribosomes. La vacuole postérieure est claire (Annexe 1: fig. 2B).
Cette espèce a été isolée chez Omania coleoptrata (Hétéroptère).
10) Les mérontes [Annexe 2: figs 3 et 4]
Les mérontes (Annexe 2: figs 3 et 4) sont limités par une enveloppe formée par
une mince couche de matériel opaque aux électrons. Le cytoplasme peu dense aux
électrons contient des ribosomes libres peu abondant qui s'associent 'souvent aux
saccules du réticulum endoplasmique. Le nucléoplasme a une opacité identique à celle
du cytoplasme.
2°) Les sporontes [Annexe 2: figs 5 à 7]
Les sporontes possèdent un cytoplasme riche en ribosomes. Leur différenciation
débute par un épaississement discontinu de la membrane plasmique des mérontes qui se
recouvre extérieurement de granules opaques aux électrons (Annexe 2: fig. 5), puis
d'une assise continue d'environ 30 nID d'épaisseur formant une paroi qui va évoluer pour
donner l'exospore de la paroi des spores (Annexe 2: figs 6 à 7).
Les noyaux des sporonte s en division présentent des
centres cinétiques
intracytoplasmiques. Ces centres cinétiques sont constitués d'une plaque opaque aux
électrons accolée à l'enveloppe nucléaire qui se déprime. Sous la plaque, dans le

---

54
nucléoplasme, se trouvent des structures denses aux électrons qui semblent être des
chromosomes (Annexe 2: fig. 6).
3°) Les sporoblastes et les spores [Annexe 2: figs 8 à 14]
Les jeunes sporoblastes (Annexe 2: fig. 8) ont un contour irrégulier et sont plus
ou moins allongés. Leur cytoplasme se condense, s'opacifie et présente des saccules de
réticulum endoplasmique, des grains de ribosomes et un filament polaire immature. Leur
paroi est épaisse et a la même organisation que celle des sporontes. Au cours de la
maturation des sporoblastes, elle va augmenter progressivement d'épaisseur et
~~qŒaniser_~n 2 couches:_une..couche interne opaque. et une .couch~_~~~.!!l~J!~~_A~!1s~
aux électrons (Annexe 2: fig. 9). Cette paroi, qui sera l'exospore de la spore, à une
épaisseur d'environ 45 nID.
Les jeunes spores (Annexe 2: fig. 10) ont un contour irrégulier. Elles présentent
un filament polaire en cours de formation et une endospore mince. Les spores mâtures
sont ovoïdes et mesurent 4,4 ± 0,2 x 2,3 ± 0,3 um. Elles ont une paroi (Annexe 2: fig.
14) d'environ 130 nID d'épaisseur constituée d'une exospore opaque aux électrons
d'environ 45 nID d'épaisseur et d'une endospore ayant 85 nID d'épaisseur. L'endospore
est réduite au niveau du disque d'ancrage (Annexe 2: fig. 12) où elle n'a plus qu'une
épaisseur d'environ 25 nID. Le filament polaire est isofilaire et a un diamètre d'environ
100 nID. TI est constitué d'une partie antérieure rectiligne et d'une partie spiralée qui
décrit 12 à 13 tours de spires. Le polaroplaste (Annexe 2: fig. 13) est lamellaire dans sa
partie antérieure et vésiculeuse dans sa partie postérieure. Le cytoplasme contient de
nombreux ribosomes libres dont certains forment des associations linéaires régulières
autour du diplocaryon.
B / DISCUSSION
Les deux espèces de Nosema rencontrées au cours de nos travaux présentent un
cycle de développement caractéristiques du genre (Sprague, 1978, 1982; Vâvra et al. ,
1981; Canning, 1990; Sprague et al. , 1992).
La mérogonie, comme c'est parfois le cas chez les Nosema spp., n'a pas été
observée chez N. stenocypris. Chez N. tractabile, N. blissi et N. kingi par exemple, la
mérogonie n'a pas été signalée (Larsson, 1981 c; Liu et Mc Ewen, 1977; Kramer, 1964).

---

55
Dans la littérature cependant, une grande diversité de cycles a été observée. Par
exemple chez Nosema cuneatum et N. peridromae, les jeunes mérontes sont uninucléés
(Henry, 1971; Lipa,
1979). Chez Nosema vasiocola, la mérogonie
s'effectue
entièrement sans diplocaryon (Canning, Lai et Lie, 1974). Enfin Nosema helminthorum
présente un cycle de type "Unikaryon" et un autre de type "Nosema" (Canning et Gunn,
1984). L'appartenance de beaucoup de ces espèces au genre Nosema a été remise en
question par de nombreux auteurs (Sprague, 1977; Voronin, 1977; Canning et Gunn,
1984; Toguebaye et Marchand, 1984 b; Issi, 1986). Par exemple Canning et Gunn
(1984) pensent que le caractère "dimorphismes mérogonique et sporogonique" observé
_._.. _... ch~~. N. hemint~!!!JLm_p~se .l~_pt:.oblème.4e l'appartenance..4.~_.~ett~ ~~c~.AtLgenre
o .
Nosema.
Chez les Nosema, l'origine et la signification des stades uninucléés observés au
cours du cycle de développement ont été discutés. Pour Vàvra et al. (1981), si le noyau
des stades uninucléés est issu de la fusion du diplocaryon des mérontes, cela implique
qu'à un moment donné du cycle des Nosema, la méiose devrait intervenir. Ce point de
vue semble être confirmé par certains auteurs (Henry, 1971; Burges, Canning et Hurst,
1971), pour qui les stades uninuc1éés observés possèdent un noyau aussi volumineux
que celui du diplocaryon des mérontes. Cependant Sprague et al. (1992), placent les
Nosema dans le groupe des espèces dont le passage du noyau de 2n chromosomes à n
chromosomes se fait par dissociation nucléaire. Pour eux, les 2 noyaux du sporoplasme
se séparent dans la cellule hôte pour donner des gamètes uninucléés. Ces derniers, après
une courte période, vont subir une plasmogamie avant l'association de leurs noyaux en
diplocaryon. Chez Nosema stenocypris et N omaniae, nous n'avons jamais mis en
évidence de stades uninucléés. N'ayant jamais observé de complexes synaptonématiques
dans les noyaux des jeunes sporontes en division, nous pensons que la reproduction
chez les Nosema que nous avons étudiées est uniquement asexuée. Ce point de vue est
celui de nombreux auteurs (Sprague, 1978; Loubès, 1979; Toguebaye, 1986). En
revanche, Larsson (1983) a mis en évidence dans le noyau des jeunes sporontes de N.
rivulogammari des structures qu'il pense être des complexes synaptonématiques.

---

S6
L'existence d'un dimorphisme chez les Microsporidies ayant une phase "Nosema"
dans leur cycle fut suggérée relativement tôt par de nombreux auteurs. Dès 1966,
Maddox suspecta que Nosema necatrix et Thelohania diazoma représentaient une seule
et même espèce. Son point de vue fut plus tard confirmé par Fowler et Reeves (1974).
Nosema necatrix fut renommée
Vairimorpha
necatrix
par Pilley (1976).
Le
dimorphisme fut également observé dans le cycle des Amblyospora (Hazard et Oldacre,
1975) et des Burenella (Jouvenaz et Hazard, 1978) qui produisent des spores libres et
binucléées de type "Nosema" et des octospores uninucléées de type "Thelohania".
TI est maintenant admis que le genre Nosema constitue un groupe hétérogène
cO~Q!"en~J~~porQg()AÏ~~ _asexuées des Microsporidies P91)?!lorohiqll~_s ~JJ_~~_
n
véritables Nosema qui ne se multiplient que par voie asexuée (Loubès, 1979).
L'ultrastructure des stades de développement des deux espèces observées ici est
classique. Par contre, les sporoblastes âgés et les spores de Nosema omaniae possèdent
une enveloppe particulière. En effet, la paroi des sporoblastes et l'exospore des spores
sont constituées de deux couches da matériel amorphe dont la densité aux électrons est
différente. La couche interne est opaque alors que la couche externe est moins dense
aux électrons. C'est la première fois qu'une telle enveloppe est observée chez les
Nosema spp.
2°) Espèces dont la mérogonie se déroule au contact direct du cytoplasme de
la cellule hôte et la sporogonie dans une vacuole sporophore
A / OBSERVATIONS
Au cours de notre étude, nous avons rencontré une seille espèce dont la
mérogonie se déroule au contact direct du cytoplasme de la cellule hôte et la sporogonie
dans une vacuole sporophore. TI s'agit de Vavraia culicis Diarra et Toguebaye, 1991
(Annexes 3 et 4) trouvée chez An opheles gambiae s. 1. (Diptère)
a / Cycle de développement (Annexe 3)
Tous les stades de développement des Vavraia spp. ont des noyaux isolés. Le
noyau du jeune méronte se divise plusieurs fois pour former un plasmode mérogonial

---

Figure 5: Cycle de développement des Vavraia spp.
a-c: mérogonie; d-g: sporogonie

---

58
plurinucléé; ce plasmode se fragmente en plusieurs mérontes uninucléés dont certains se
transforment en sporontes uninucléés. Le noyau de chaque sporonte se divise plusieurs
fois pour former un plasmode sporogonial plurinucléé qui se fragmente en plusieurs
cellules
uninucléées donnant chacune, par division
binaire, deux
sporoblastes
uninucléés. Chaque sporoblaste évolue en spore. Les complexes synaptonématiques
n'ont pas été observés.
Le diagramme de la figure 5 résume le cycle de développement de ces espèces.
b / Œtrastructure des stades de développement (Annexe 4)
- Vavraia culicis
1°) Les mérontes
Les stades mérogoniques (Annexe 4: figs 8, 9) sont des plasmodes à noyaux
isolés. ils sont en contact direct avec le cytoplasme de la cellule hôte. Leur cytoplasme
est riche en ribosomes mais pauvre en réticulum endoplasmique. ils sont limités par une
membrane plasmique recouverte d'une paroi épaisse constituée d'une couche de matériel
opaque aux électrons et dont l'épaisseur varie entre 80 à 150 J.1.m (Annexe 4: figs 8, 9,
12). Les plasmodes mérogoniaux se divisent par plasmotomie (Annexe 4: fig. 9).
2°) La vacuole sporophore
En fin de mérogonie, la membrane plasmique des plasmodes mérogoniaux
évoluant vers la sporogonie se rétracte et se décolle de la paroi du méronte, ce qui
aboutit à l'apparition d'un espace clair qui s'élargit progressivement (Annexe 4: figs 10,
11, 13, 14). Ainsi se forme la vacuole sporophore. Son enveloppe, qui est l'ancienne
paroi du plasmode mérogonial, et sa matrice, se réorganisent au cours de la sporogonie.
En effet, l'enveloppe, à la fin de la sporogenèse, devient lisse et s'organise en 2 couches
opaques séparées par une couche claire (Annexe 4: fig. 20) tandis que la matrice, qui
était homogène, présente à partir de l'individualisation des sporoblastes, quelques
vésicules opaques et globuleuses (Annexe 4: figs 18, 19).

---

59
3°) Les plasmodes sporogoniaux
Au sein de la vacuole sporophore, les plasmode sporogoniaux qui ont une
enveloppe mince et un cytoplasme dense aux électrons du fait de leur richesse en
ribosomes, se segmentent par plasmotomie (Annexe 4: fig. 16). Les sporontes fils
contiennent plus d'un noyau et se divisent soit par plasmotomie soit encore par division
multiple en rosette pour donner des sporoblastes (Annexe 4: figs 17, 18). Nous n'avons
jamais observé de complexes synaptonématiques au cours de la sporogonie (c'est à dire
de la division des plasmodes sporogoniaux).
Les sporoblastes sont uninucléés et possèdent une enveloppe épaisse. Leur
cytoplasme présente l'ébauche d'un filament polaire (Annexe 4: fig. 21). Celui-ci se
forme à partir d'un amas de matériel dense aux électrons considéré par de nombreux
auteurs comme étant l'appareil de Golgi. Le jeune filament polaire (Annexe 4: fig. 27)
présente en coupe transversale, un axe central opaque, une couche intermédiaire claire
et une couche périphérique dense limitée par une membrane. L'axe central présente 2
couches opaques. Le disque d'ancrage du filament polaire est globuleux (Annexe 4: fig.
22).
5°) Les spores
Les jeunes spores (Annexe 4: fig. 23) ont un noyau sphérique et une vacuole
postérieure contenant du matériel opaque aux électrons. Le polaroplaste, l'endospore et
le filament polaire sont immatures.
Les spores matures (Annexe 4: figs 24,25) sont uninucléées, ovoïdes et mesurent
7,10 ± 0,19 x 4,5 ± 0,26 um, Elles possèdent une volumineuse vacuole postérieure.
L'exospore est mince et ondulée, l'endospore épaisse (110 à 150 nm), sauf au niveau du
disque d'ancrage où elle n'a que 50 nm d'épaisseur. Le polaroplaste (Annexe 4: fig. 26)
présente une partie antérieure lamellaire et une partie postérieure vésiculaire. Le
filament polaire est anisofilaire (Annexe 4: figs 23, 25, 27). TI décrit 12 à 13 tours de
spires avec 8 à 9 tours antérieurs ayant 120 nm de diamètre et 3 à 4 tours postérieurs
ayant 70 nm de diamètre. En coupe transversale (Annexe 4: fig. 28), il présente un axe
central opaque avec 2 zones sombres séparées par une zone claire, une zone

---

60
intermédiaire claire présentant des stries rayonnantes et une couche opaque périphérique
limitée par une membrane. Dans sa partie proximale, le filament polaire est légèrement
renflé et s'associe au disque d'ancrage qui se termine par un court sac polaire.
B / DISCUSSION
Selon Weiser (1977), la diagnose du genre Vavraia est la suivante: sporontes
uninucléés se divisant 5 fois pour donner des plasmodes à 32 noyaux; membrane
pansporoblastique persistante ou non, contenant 32 spores.
.. ~~_Çan1]ing eL!IazardJ!2~2),.~pr~s l'étude. en miçr.9.~cop.ie.étec~oI!!9!!e_d~.f~Jaia "_'_
culicis, espèce-type du genre, ont redéfinit la diagnose des Vavraia comme suit:
- tous les stades de développement sont monocaryotiques. La méiose est absente;
- les mérontes sont entourés d'une membrane plasmique et d'une fine couche de
matériel amorphe, sécrétée extérieurement;
- les mérontes se divisent par plasmotomie et aussi par division multiple;
- le plasmode sporogonial subit une division multiple en rosette pour donner des
sporoblastes uninucléés. Un seul type de spores est produit;
-les vacuoles sporophores contiennent généralement 8, 12,32 spores voir plus de
32 spores.
Larsson (1986 b) a proposé les modifications suivantes à la diagnose donnée par
Canning et Hazard (1982): suppression du caractère "division multiple en rosette du
plasmode sporogonial" et addition du caractère "sporogonie avec production de
nombreuses microspores et d'un nombre important de macrospores; filament polaire
anisofilaire" .
Nos observations ont montré que la sporogonie se fait par plasmotomie (divisions
successives du plasmode sporogonial) et aboutit à la formation d'un seul type de spores.
Nous pensons que ces observations rapprochent les
Vavraia des Pleistophora
(Toguebaye, 1993).

---

61
Nous suggérons donc une modification de la diagnose proposée par Canning et
Hazard (1982) comme suit: "division du plasmode sporogonial par plasmotomie mais
également par division multiple en rosette".
II . ESPÈCES POLYMORPIDQUES
Ce sont des espèces dont le cycle de développement présente plusieurs séquences
sporogoniques aboutissant à la formation de spores morphologiquement différentes,
libres ou contenues dans une vacuole sporophore. Elles peuvent être monoxènes [dans
ce cas le cycle se déroule entièrement chez un seul hôte] ou hétéroxènes [dans ce cas le
__ cy~l~ se déroule chez plusieurshôtes] .._
A / OBSERVATIONS
Au cours de notre étude, trois espèces polymorphiques ont été rencontrées. Elles
appartiennent toutes au genre Amblyospora Hazard et Oldacre, 1975. TI s'agit
d'Amblyospora
tritaeniorhynchi
Diarra
et
Toguebaye,
1992,
d'Amblyospora
senegalensis Diarra et Toguebaye, 1994 et d'Amblyospora dakarensis Diarra et
Toguebaye, 1997. Elles ont été trouvées chez des Moustiques.
a / Cycle de développement
Les Microsporidies du genre Amblyospora ont trois séquences sporogoniques
("Nosema", "Thelohania" et "Pyrotheca") au cours de leur cycle de développement.
Au cours de la séquence "Nosema", un méronte à un diplocaryon se divise pour
donner de nombreux mérontes fils à un diplocaryon dont certains évoluent en sporontes
à un diplocaryon. Chaque sporonte donne naissance, par division binaire, à deux
sporoblastes à un diplocaryon. Ces sporoblastes évoluent chacun en spore à un
diplocaryon, à paroi fine et à noyau diploïde. Cette séquence se déroule dans les
oenocytes des larves et adultes mâles et femelles des moustiques. Tous les stades sont
en contact direct avec le cytoplasme de la cellule hôte.
Au cours de la séquence "Thelohania', le début de la transformation du méronte
à un diplocaryon en un sporonte est marqué par la formation d'une vacuole sporophore.
Puis
les
deux
noyaux
du
diplocaryon
se
séparent
et
subissent
chacun

---

Figure 6: Diagramme du cycle de développement des Ambtyospora de
moustique selon Sweeney et al. (1988).
a-d: Gamétogonie, plasmogonie et caryogamie chez les larves de moustique.
a: sporoplasme issu de la spore formée chez le copépode. fi est assimilé à un
gamonte; b: gamète issu de la division du gamonte; c: plasmogamie; d:
caryogamie. Lès deux noyaux vont fusionner en un noyau zygotique diploïde qui
subira une mitose pour donner deux noyaux qui s'associeront en un diplocaryon.
._...
e-.f: fOl1!!a~~n ~es sp<:?res bin~clé~es (ph~e "Nosema") chez les adultes femelles
de moustique.
e: Méronte à un diplocaryon. Le diplocaryon est issu de la division du noyau
zygotique; f: après la dernière division mérogonique, les mérontes se transforment
en ·sporontes' qui
se· diviseront '. en' sporoblastes.
Ces
sporoblastes
se
transformeront en spores binucléées tétraploïdes localisées dans les ovaires.
g-l:
Transmission
de
la
Microsporidie
par
voie
transovarienne
(phase
"Thelohania") chez les larves qui viennent d'éclore.
g: méronte à un diplocaryon; h: méronte allongé à 2 diplocaryons; i: sporonte
binucléé; j: sporonte tétranucléé; k: 8 sporoblastes à l'intérieur d'une vacuole
sporophore; 1: 8 méiospores matures à l'intérieur d'une vacuole sporophore. Ces
méiospores seront ingérées par le copépode hôte intermédiaire.
m-r: Développement de la Microsporidie chez le copépode (phase "Pyrotheca").
m: méronte uninucléé issu de la transformation du sporoplasme libéré par les
méiospores; n: division du méronte; 0: sporonte uninucléé; p: sporontes binucléé
et tétranucléé; q: sporoblaste uninucléé dans une vacuole sporophore; r: spore
uninucléée contenue dans une vacuole sporophore. Les larves de moustiques
s'infestent en ingérant ces spores.
M: méiose.
. . ,

---

c
e
Phase
liNosema"
l
• ,
p
II
Phase
~
" Thelohania"
0
Phase
1
" Pyrotheca"
n
~
J
~
rn

---

64
deux mitoses dont la première est réductionnelle pour former un plasmode sporogonial
octonucléé dont les 8 noyaux sont isolés et haploïdes. Ce plasmode se fragmente ensuite
en 8 sporoblastes uninucléés contenus dans la vacuole sporophore. Chaque sporoblaste
évolue
en
spore
uninucléée
et
haploïde
à
paroi
épaisse.
Des
complexes
synaptonématiques ont été observés dans les noyaux des jeunes sporontes au cours de
cette séquence. Cette séquence se déroule dans le tissu adipeux des larves et adultes des
deux sexes des moustiques.
Au cours de la séquence "Pyrotheca" qui se déroule chez un Copépode considéré
comme hôte intermédiaire, le méronte uninucléé issu des spores haploïdes formées dans
les tissus adipeux des moustiques se divise pour donner des mérontes fils dont certains
évoluent pour donner des sporontes uninucléés. Ces derniers évoluent pour donner des
sporontes binucléés ou tétranucléés qui se divisent pour donner des sporoblastes
uninucléés. Ces derniers donnent chacun une spore lancéolée, uninucléée et haploïde, à
paroi mince et contenue dans une vacuole sporophore qui se forme au cours de la
transformation du sporoblaste en spore.
Le diagramme de la figure 6 résume le cycle de développement de ces espèces.
Seule la séquence "Thelohania" a été observée chez les espèces que nous avons
rencontrées.
b / illtrastructure des stades de développement
- Amblyospora tritaeniorhynchi [Annexe 5]
Cette espèce a été isolée chez Culex tritaeniorhynchus (Diptère).
1°) Gamontes et gamètes
L'examen en microscopie électronique des tissus infestés des larves a permis
d'observer des plasmodes plurinucléés à noyaux impairs assimilés à des gamontes
(Annexe 5: fig. 9). Ces gamontes se fragmentent pour donner des gamètes uninucléés et
ovoïdes (Annexe 4: figs 10 et 11). Gamontes et gamètes sont en contact direct avec le
cytoplasme de la cellule hôte et présentent une membrane plasmique simple et un
cytoplasme dense aux électrons car très riche en ribosomes. Les saccules de réticulum

---

65
endoplasmique sont peu abondants et le nucléoplasme est moms dense que le
cytoplasme.
Les mérontes sont en contact direct avec le cytoplasme de la cellule hôte et sont
limités par une membrane plasmique simple (Annexe 5: figs 12-13). Leur cytoplasme
est dense car riche en ribosome libre. Le nucléoplasme est moins dense que le
cytoplasme.
A l'intérieur de la vacuole sporophore, des formations tubulaires et des granules
métaboliques ont été observés (Annexe 5: figs 14-15). Les granules métaboliques sont
de différentes tailles. Les plus petits sont compacts et opaques aux électrons tandis que
les plus gros présentent des vésicules claires aux électrons.
4°) Les plasmodes sporogoniaux
Le jeune plasmode sporogonial est allongé (Annexe 5: fig. 14) et contenu dans
une vacuole sporophore. Ses noyaux se séparent et dans chacun d'eux, apparaissent des
complexes synaptonématiques qui attestent de leur entrée en prophase de première
division de méiose (Annexe 5: fig. 14). Les divisions méiotiques et mitotiques de ces
noyaux aboutissent à la formation d'un plasmode sporogonial octonucléé qui va se
fractionner en rosette (Annexe 5: fig. 16) pour donner 8 sporoblastes uninucléés et
haploïdes. Le cytoplasme du plasmode sporogonial est dense aux électrons.
4°) Sporoblastes et spores
Les sporoblastes âgés (Annexe 5: figs 16 et 17) présentent: un noyau situé
antérieurement; un filament polaire spiralé à diamètre variable et présentant en coupe
transversale, un axe central, une couche intermédiaire claire et une couche périphérique
opaque; quelques postérosomes situés postérieurement; un disque d'ancrage amorphe;

---

66
une vacuole postérieure; une paroi très épaisse constituée de plusieurs couches plus ou
moins denses aux électrons (Annexe 5: fig. 17).
Les spores matures (Annexe 5: figs 18, 19, 20) sont uninucléées en forme de
barils et mesurent 8,50 ± 0,15 x 6,32 ± 0,09 um (9,50 à 7,50 um x 7 à 5,60 um). Leur
paroi à une épaisseur de 0,20 um, II est constituée d'une exospore épaisse, ondulée par
endroit et présentant plusieurs couches plus ou moins opaques aux électrons, et d'une
endospore claire. Le filament polaire est de type anisofilaire et décrit 8,5 à 9,50 tours de
spires. La partie rectiligne et les premiers tours de spires ont un diamètre d'environ 0,20
um tandis que les derniers tours de spires n'ont qu'environ 0,1° um de diamètre.
J~.~~gi.~~J_!~_!i:!~~!!~-R()l~e ~~sure environ 80 um (Annexe 5: fig. ~.<)}.._~epolarQPla~1~
est lamellaire et la vacuole postérieure est bien développée.
- Amblyospora senegalensis [Annexe 6]
Cette espèce a été isolée chez Culex thalassius (Diptère).
1°. Les gamontes et les gamètes
Les gamontes sont des cellules plurinucléées à noyaux isolés et en contact direct
avec le cytoplasme de la cellule hôte (Annexe 6: fig. 1J). Par p1asmotomie, ils donnent
des gamètes uninucléés qui possèdent un cytoplasme riche en ribosomes et contenant
quelques saccules de réticulum endoplasmique ainsi qu'un noyau à chromatine organisée
en petits amas répartis dans tout le nucléoplasme (Annexe 6: fig. 1K). Les gamontes et
les gamètes sont limités par une membrane plasmique simple.
2°. Les mérontes
Les mérontes sont en contact direct avec le cytoplasme de la cellule-hôte. Ils sont
limités par une membrane plasmique simple. Leur cytoplasme est riches en ribosomes et
en saccules de réticulum endoplasmique (Annexe 6: fig. 2A). Leurs noyaux, dont la
chromatine est organisée en petits amas répartis dans tout le nucléoplasme, sont
associés en diplocaryons (Annexe 6: figs 2A-B).

---

67
3°. Les présporontes
La microscopie électronique à transmission a révélé que certains mérontes se
transforment en présporontes (Annexe 6: fig. 2e). Les présporontes sont des cellules à
un diplocaryon dont la membrane plasmique est recouverte d'une paroi opaque aux
électrons et sont en contact direct avec le cytoplasme de la cellule hôte. Leur
cytoplasme et leur nucléoplasme ont la même structure que ceux des mérontes.
4°) La vacuole sporophore
. _.~.J:,,~.pé!foL4~~ PJ~~(?!:.9P.!~S est à l'origine de l'enveloppe de la vacJ!91~_~12QrQ12~Qr~!
En effet, la membrane plasmique du présporonte se sépare de la paroi, ménageant ainsi
un espace clair dans lequel apparaissent des granules métaboliques dont les plus gros
sont constitués de matériel opaque et clair aux électrons (Annexe 6: fig. 2D et 2F). La
paroi du présporonte devient ainsi l'enveloppe de la vacuole sporophore. Les granules
métaboliques vont disparaître au cours de la sporogenèse (Annexe 6: fig. 3A).
5°) Les plasmodes sporogoniaux
Après la formation de la vacuole sporophore, la paroi du jeune sporonte ou
plasmode
sporogonial
isolé
dans
cette
vacuole,
s'épaissit
en
se
recouvrant
extérieurement de matériel opaque aux électrons (Annexe 6: fig. 2D). Ses deux noyaux
se séparent simultanément. Au cours de cette séparation (Annexe 6: fig. 2E), du matériel
opaque aux électrons apparaît entre les 2 noyaux et leur nucléoplasme présente des
complexes synaptonématiques qui attestent de leur entrée en prophase de première
division de méiose.
Les 2 divisions successives de méiose vont aboutir à la formation d'un plasmode
sporogonial à 4 puis 8 noyaux haploïdes (Annexe 6: fig. 2F). qui subit une division
multiple en rosette (Annexe 6: figs 2F et 2G) pour donner 8 sporoblastes uninucléés et
haploïdes. Le cytoplasme des plasmodes sporogoniaux présente quelques vésicules à
contenu clair.

---

68
5°) Les sporoblastes et les spores
Les sporoblastes (Annexe 6: fig. 3B) ont une enveloppe épaisse constituée de
plusieurs couches de matériel plus ou moins dense aux électrons. Leur cytoplasme
contient un volumineux noyaux à chromatine hétérogène et l'ébauche du filament
polaire. Le cytoplasme n'est pas très riche en ribosomes, comparativement aux stades
mérogoniaux.
Les jeunes spores (Annexe 6: fig. 3C) sont uninucléées. Leur filament polaire est
anisofilaire et présente en coupe transversale un axe central opaque, une couche
inte:gn.é.gj~e.. claire ~Ll:!P:~_ couche périphérique opaque. Le _disque __4'~Çf~g~_~~t
amorphe. Le polaroplaste est lamellaire dans sa partie antérieure et vésiculeuse dans sa
partie postérieure. La paroi est épaisse et est constituée d'une endospore claire en
formation, et d'une exospore formée de plusieurs couches plus ou moins denses aux
électrons.
Les spores matures (Annexe 6: fig. 3D) ont une paroi ondulée constituée d'une
endospore claire et d'une exospore formée de plusieurs couches de matériel plus ou
moins denses aux électrons. Cette paroi peut atteindre 300 nID d'épaisseur sauf dans sa
partie antérieure où elle n'a qu'une épaisseur de 70 nID. Le filament polaire est
anisofilaire. TI décrit 9 tours de spires. La partie rectiligne et les 4 premiers tours de
spires ont un diamètre d'environ 90 nID. La vacuole postérieure est bien développée.
- Amblyospora dakarensis [Annexe 7]
Cette espèce a été isolée chez Culex tritaeniorhynchus (Diptère).
1°) Gamètes.
Les gamètes (Annexe 7: fig. 8) sont en contact direct avec le cytoplasme de la
cellule-hôte. Leur cytoplasme est riche en grains de ribosomes et en saccules de
réticulum endoplasmique. Leur noyau est volumineux et la chromatine est dispersée
dans le nucléoplasme. TIs sont limités par une membrane plasmique simple.

---

69
Les mérontes sont des cellules limitées par une membrane plasmique simple, dont
le cytoplasme contient de très nombreux ribosomes et des saccules de réticulum
endoplasmique. ils sont en contact direct avec le cytoplasme de la cellule-hôte. ils
présentent alternativement un (Annexe 7: fig. 9) ou deux diplocaryons (Annexe 7: fig.
10). Les noyaux de chaque diplocaryon sont étroitement accolés l'un à l'autre.
3°) Sporontes et sporogonie.
En début de sporogonie, certains mérontes se transforment en présporontes à
enveloppe épaisse. La paroi de ces présporontes sera à l'origine de l'enveloppe de la
vacuole sporophore. En effet, la membrane plasmique du présporonte se rétracte de
cette paroi, ménageant ainsi un espace clair dans lequel apparaissent des granules
métaboliques (Annexe 7: fig. 11). Ainsi se forme la vacuole sporophore dont
l'enveloppe est l'ancienne paroi du présporonte. Les granules métaboliques d'abord
volumineux et présentant des vésicules claires aux électrons (Annexe 7: fig. 12)
deviennent granulaires à la fin de la sporogenèse (Annexe 7: fig. 14). Le jeune plasmode
sporogonial (Annexe 7: fig. 11) est binuclée et allongé. Sa membrane plasmique se
recouvre de matériel opaque aux électrons provenant des granules métaboliques. Les
noyaux
se
séparent
et
dans
chacun
d'eux,
apparaissent
des
complexes
synaptonématiques qui attestent de leur entrée en prophase de première division de
méiose.
Les divisions méiotiques et mitotiques des noyaux du jeune plasmode sporogonial
aboutissent à la formation d'un plasmode sporogonial octonucléé qui se fractionne en
rosette (Annexe 6: fig. 12) pour donner 8 sporoblastes uninuc1ées et haploïdes (Annexe
6: figs 13-14).
- Sporogonie anormale
Dans une même vacuole sporophore, certains plasmodes sporogoniaux peuvent se
diviser pour donner des sporoblastes binuclées et des sporoblastes uninucléés (Annexe

---

70
7: fig. 18) qui évoluent respectivement en spores binuc1éées et en spores uninuc1éées
(Annexe 7: figs 19-21).
4°) Sporoblastes et spores normaux,
Les jeunes sporoblastes issus de la fragmentation du plasmode sporogonial ont
une forme irrégulière et leur paroi a la même structure que celle du plasmode
sporogonial (Annexe 7: fig. 13). Leur cytoplasme est riche en saccules de réticulum
endoplasmique associés à des grains de ribosomes.
~__Les ~pores jmm~~esJb!.l.n~xe 7: figs 1.4-)5)sPl1t9vO!Qt!_~._et_P9_ss~d~nt une Q.aroi .._._.
épaisse de 50 nID à 200 nm, constituée d'une membrane plasmique et de deux fines
couches de matériel opaque séparées d'une épaisse couche de matériel moins opaque
aux électrons. Leur filament polaire spiralé a un diamètre variable et présente en coupe
transversale, un axe central, une couche intermédiaire c1aire et une couche périphérique
opaque aux électrons.
Les spores matures (Annexe 6: figs 16-17) ont une paroi dont l'épaisseur peut
atteindre 350 nID. Elle est constituée d'une exospore ondulée dont la structure est
caractéristique des Amblyospora spp. et d'une endospore mince et c1aire aux électrons.
Le polaroplaste est lamellaire, la vacuole postérieure bien développée, et le filament
polaire anisofilaire décrit 7 à 7,5 tours de spires (4 premiers tours de spires proximaux
de gros diamètre et 3 à 3,5 tours distaux de petit diamètre).
SO) Sporoblastes et spores anormaux
Des jeunes sporoblastes anormaux coexistant dans une même vacuole sporophore
que les jeunes sporoblastes normaux (Annexe 7: fig. 18) ont été observés. Ils sont
binuc1éés et ont la même structure que ces derniers. Ils s'allongent et leur paroi s'épaissit
au cours de leur maturation en spores (Annexe 7: figs 19-20).
Trois types de spores anormaux ont observés. Les formes allongées (Annexe 7:
fig. 22) sont binuc1éées et leur paroi est identique à celle des spores normales. Leur
filament polaire est anisofilaire avec 9 tours de spires dont 5 de grand diamètre. Le
polaroplaste est lamellaire et la vacuole postérieure est bien nette. Les formes ovoïdes et
de grande taille que nous appelons macrospores (Annexe 7: fig. 23) sont également

---

71
binucléees. Leur paroi, leur polaroplaste, leur filament polaire et leur vacuole
postérieure sont identiques à ceux des spores normales. Enfin les formes piriformes
(Annexe 7: fig. 24) sont aussi binucléées avec une paroi et un polaroplaste identiques à
ceux des spores normales. La vacuole postérieure est bien développée. Le filament
polaire est isofilaire avec 7 tours de spires.
B / DISCUSSION
1°) Gamétogonie
_____A~ cours_<i~ notr~_~~s\\~-,.de~ gamontes se fragmentant en gam.~~s_Qn.Lét~JWs_~!!
évidence. Ceci a été également observé par Hazard et al. (1985), chez Hazardia milleri,
Culicospora magna et Microsporidium sp. d'Aedes aegypti, par Andreadis (1988 a)
chez Amblyospora connecticus, par Sweeney et al. (1988) chez Amblyospora
dyxenoides, par Becnel et al. (1987 et 1989) chez Culicospora magna et Edhazardia
aedis, par Weiser et Zizka (1991) chez Amblyospora punctor et par Diarra et
Toguebaye (1992, 1994 b) chezAmblyospora tritaeniorhynchi etA. senegalensis.
S'agissant de l'origine des gamontes, tous les auteurs s'accordent pour accepter
que chez les Culicospora, les Hazardia et les Edhazardia, les gamontes proviennent
directement de l'éclosion des spores uninucléées formées chez les larves de moustiques
(Hazard et al. , 1985; Becnel et al. , 1987, 1989). En revanche, chez les Amblyospora
de moustiques, l'origine des gamontes est diversement interprétée. Toguebaye et
Marchand (1986 a) avaient émis l'idée que les gamètes d'Amblyospora culicis
proviendraient directement de l'éclosion des octospores. lis avaient en effet observé ces
spores vidées de leur contenu mais n'avaient pas observé de gamontes. Pour de
nombreux auteurs (Sweeney et al. , 1988; Andreadis , 1988 b; Becnel, 1992), les
gamontes ne proviennent pas des octospores formées chez les moustiques mais plutôt
des spores infestantes uninucléées et haploïdes formées chez l'hôte intermédiaire, le
Copépode, et ingérées par les larves de moustiques.
S'agissant d'A. tritaeniorhynchi, d'A. senegalensis et d'A. dakarensis, nous ne
pouvons pour l'instant préciser l'origine des gamontes.

---

72
Les gamètes observés n'ont pas la structure en forme de mamelon que présentent
les gamètes de Culicospora magna et d'Edhazardia aedis (Hazard et al. , 1985; Becnel
et al. , 1989). C'est le cas des gamètes d'Amblyospora connecticus (Andreadis, 1988 b),
d'Amblyospora tritaeniorhynchi, d'A. senegalensis et d'A. dakarensis (Diarra et
Toguebaye, 1992, 1994 b, 1997 b).
2°) Cycle de développement
Le cycle de développement des Amblyospora de moustiques est polymorphique
et hétéroxène (Andreadis, 1985, 1988 b; Sweeney et al. , 1985, 1988; Becnel, 1986,
.J992).:-~e~I!el et Swee:r!~_Q~.?O) .~~t m0'1.~~. q~'AmQIy~spl?!qJ!i!2l!.~,J?!!f_é!~i!e d~Çule!. .
..
halifaxi, est polymorphe, mais avec deux séquences sporogoniques ("Nosema" et
"Pyrothecaïï se déroulant chez la larve de moustique hôte.
Au cours de notre étude chez les Amblyospora du Sénégal, nous n'avons pas pu
mettre en évidence les phases du cycle de type "Nosema" et "Pyrotheca". L'examen en
microscopie photonique et électronique des adultes de Culex quinquefasciatus et de
Culex tritaeniorhynchus issus des populations larvaires infectées et maintenues en
élevage, n'a pas permis de mettre en évidence la phase "Nosema". Par ailleurs, tous les
essais d'infestations expérimentales des Copépodes que nous avons réalisés ont été
négatifs (Diarra, 1990). En effet, nous avons fait ingérer par des femelles de
Mesocyclops rarus les spores d'Amblyospora culicis et par des
femelles de
Metacyclops spp. les spores d'A. tritaeniorhynchi, mais ces infestations ont échoué. De
même, l'examen des individus des deux sexes de Mesocyclops rarus récoltés dans des
gîtes contenant des larves de C. quinquefasciatus infectées par A. culicis et de
Metacyclops spp. récoltés dans des gîtes contenant des larves de C. tritaeniorhynchus
infectées par A. tritaeniorhynchi s'est avéré négatifs.
Nos résultats ne confirment donc pas le polymorphisme et l'héréroxénie chez les
Amblyospora de moustiques. Beaucoup d'auteurs ont fait les même observations que
nous (Hazard et Oldacre, 1975; Lipa et Bartkowski, 1981; Vàvra et al. , 1984; Kettle et
Piper, 1988; Lukès et Vàvra, 1990; Andreadis, 1994). C'est ainsi par exemple que
Lukès et Vàvra (1990) ont fait ingérer par les copépodes Cyclops strenuus et
Megacyclops gigas les spores d'Amblyospora weiseri, mais les infestations ont échoué.
ils ont cependant observé que dans les gîtes contenant les larves d'Aedes cantans
(Diptère) infestées par Amblyospora weiseri , les ovaires de C. strenuus et de M gigas

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73
sont parasités par une microsporidie dont les spores ressemblent à celles observées au
cours de la phase "Pyrotheca" du cycle des Amblyospora spp. En 1994, Andreadis a
montré au laboratoire que les méiospores d'Amblyospora abserrati et d'A. cinerei sont
infestantes pour les femelles d'Acanthocyclops vemalis; mais il n'a pas réussit à
réinfester les larves d'Aedes abserratus et d'Aedes cinereus avec les spores formées
chez A. vemalis. TI a montré par contre que les larves d'Aedes stimulans sont sensibles
au laboratoire aux spores de type "Pyrotheca" qui se développent naturellement chez le
Copépode Diacyclops bicuspidatus thomasi; mais que la réinfection expérimentale de
Diacyclops bicuspidatus thomasi par les spores
de type "Thelohania"
qui se
développent chez les larves d'Aedes stimulans a également échoué. Ces observations
____ .!.I!ettent ~1!._ évidence la ~Q!~~té du cycle de.. développement des _4mqJJ!.o~p..':.q ,de
_
moustiques. Selon Andreadis (1994), des facteurs extrinsèques liés à l'environnement
interviendraient dans la transmission des Amblyospora spp.
Le rôle du Copépode hôte intermédiaire dans la transmission des Amblyospora a
été étudié. Pour de nombreux auteurs (Andreadis, et Hall, 1979, Hazard et Brookbank,
1984; Lord et Hall, 1983; Sweeney et al. , 1985; Lukès et Vàvra, 1990), les méiospores
formées chez les larves de moustiques ne sont pas directement infectantes pour les
autres larves mais le sont pour les Copépodes. Pour d'autres (Alichanov, 1973; Vàvra et
al. , 1984; Toguebaye et Marchand, 1985; Diarra, 1990), les méiospores des
Amblyospora spp. sont directement infestantes pour les larves de moustique. En effet,
nous avons montré au laboratoire (Diarra, 1990), que les méiospores d'Amblyospora
culicis pouvaient se transmettre directement aux larves de Culex quinquefasciatus. Ces
résultats doivent cependant être confirmés. Par ailleurs, peu d'auteurs ont pu démontrer
que les méiospores sont infestantes pour les Copépodes considérés comme des hôtes
intermédiaires (Andreadis, 1985; Becnel, 1986; Sweeney et al. , 1985, 1988). Pour ces
auteurs ce sont les spores de type "Pyrotheca" produites chez le Copépode qui sont
infestantes pour les larves de moustiques. Chez certaines espèces de Microsporidies
(Edhazardia), la production des spores de type "Pyrotheca" ne se fait pas chez le
Copépode mais chez la larve de moustique concomitamment avec la production des
spores de type "Nosema" (Becnel et al. , 1989). Becnel et Sweeney (1990) ont
également démontré que chez Amblyospora trinus parasite de Culex halifaxi, il y avait
production simultanée des spores de type "Pyrotheca" et des spores de type
"Thelohania". Dans les deux cas, la transmission horizontale du parasite ne nécessite
pas la présence du Copépode hôte intermédiaire. Cette observation rapproche, selon
Lucarotti et Andreadis (1995), les Amblyospora des Edhazardia.

---

74
Chez Amblyospora dakarensis, la formation simultanée de sporoblastes et de
spores uninucléées et binucléées à l'intérieur d'une même vacuole sporophore est
probablement le résultat d'un développement défectueux au niveau d'une fraction de la
population.
III . DISCUSSION GÉNÉRALE
Au Sénégal, les premières prospections sur les Arthropodes ont été effectuées par
Toguebaye (1986). Elles ont permis de trouver et d'étudier au microscopes photonique
_~.. et électronique, dix eSQèces 4~ Microsporidies. Ce so..Ilt.J-!njkf!ry.o!, Qgli.{xLJ1:Y..1:i.;~tiJl.
matteii, U nisotrae, Nosema birgii, N. couilloudi, N. henosepilachnae, N. nisotrae, N.
pyrgomorphae et Amblyospora cu/icis, qui parasitent respectivement Euryope rubra,
Mylabris vestita, Nisotra sp., Nisotra sjoestedti, Mesoplatys cincta, Nisotra sp.,
Henosepilachna elaterii, Nisotra sp., Pyrgomorpha cognata et Culex quinquefasciatus.
9 des espèces décrites étaient terrestres et parasites de Coléoptères déprédateurs de
cultures. Seule la Microsporidie Amblyospora cu/icis était une espèce aquatique. Au
cours de notre étude, 6 espèces de Microsporidies ont été entièrement décrites chez les
Arthropodes d'eau douce du Sénégal: Amblyospora tritaeniorhynchi, A. senegalensis,
A. dakarensis, Vavraia cu/icis, Nosema stenocypris et N. omaniae. Ces résultats
témoignent de la richesse en espèces de la faune microsporidienne des Arthropodes du
Sénégal. D'ailleurs, d'autres espèces (terrestres et aquatiques) attendent d'être
entièrement décrites (Diarra, 1988, 1990). Depuis les travaux de Toguebaye (1986),
c'est la première fois qu'une étude de cette importance sur les Microsporidies
d'Arthropodes est effectuée au Sénégal. D'autres groupes parasites sont également
connus chez ces Arthropodes (Diarra, 1988; Diarra, Seck, et Toguebaye, 1997; Seck et
Diarra, 1997).
De nombreuses espèces de Nosema ont été étudiées dans le monde. Certaines
sont aquatiques (Canning et Sinden, 1973; Sprague, 1977; Diarra et Toguebaye, 1994 a,
1995) alors que d'autres sont terrestres (Youssef et Hammond, 1971; Sprague, 1977;
Toguebaye, 1986). Qu'elles soient terrestres ou aquatiques, les Microsporidies du genre
Nosema semblent avoir le même cycle de développement et ceci en conformité avec la
diagnose du genre proposée par Cali (1970), Sprague (1978) puis Vâvra et al. (1981).

---

75
L'étude ultrastructurale de certaines espèces,comme par exemple Nosema algerae
(espèce aquatique), Nosema eurytremae (hyperparasite de trématode), N. varivestis
(espèce terrestre) et N. stenocypris (espèce aquatique), montre que leur mérontes et
sporontes ont une membrane plasmique recouverte de fines couches de matériel opaque
aux électrons et présentent des microtubules (Canning et Sinden, 1973; Colley et al.,
1975; Brooks et al., 1985; Diarra et Toguebaye, 1994 a). Ce caractère ultrastructural est
donc commun aux espèces aquatiques et terrestres. Par contre, chez Nosema omaniae
(Présent travail), les sporoblastes âgés et les spores possèdent une enveloppe
particulière observée pour la première fois. Nous pensons que ce caractère n'est pas
particulier aux Nosema aquatiques, mais plutôt spécifique de cette espèce.
.
_--
-~-
-.
-- ..- ...
Les Microsporidies des genres Vavraia et Amblyospora sont inféodées aux hôtes
aquatiques car aucune espèce terrestre n'a encore été décrite (Hazard et Oldacre, 1975;
Weiser et Coluzzi 1977; Voronin et Melnikova, 1984; Larsson, 1986 b; Andreadis,
1990).

---

76
CHAPITREill
mSTOPAmOLOGIE
De nombreuses Microsporidies d'Arthropodes sont pathogènes et jouent un rôle
dans la dynamique de leurs populations hôtes (Sprague, 1977; Toguebaye, 1986). Au
cours de notre étude, nous avons pu caractériser les lésions provoquées par ces
Microsporidies
chez
leurs
hôtes
grâce
à
une
étude
histopathologique
et
cytopathologique.
1. OBSERVATIONS
1°) Actions pathogènes des Amblyospora spp.
a./ Symptomatologie
Les larves de Culex spp. parasitées par les Amblyospora que nous avons isolés
présentent des signes extérieures de la microsporidiose. Les larves modérément
parasitées n'ont que quelques tâches blanchâtres tandis que les larves fortement
parasitées ont le corps entièrement blanchâtre. La coloration blanchâtre est due à
l'infestation des lobes du tissu adipeux. Les larves présentent un thorax hypertrophié, ce
qui s'explique par le fait que leur tissu adipeux est beaucoup plus abondant.
bl Histopathologie
L'examen des coupes histopathologiques des larves de Culex tritaeniorhynchus et
de C. thalassius infectées montre que c'est surtout le tissu adipeux qui est atteint. Les
lobes du tissu adipeux sont détruits et remplacés par les stades de développement des
Amblyospora que nous avons trouvées (Figs 7 à 9).
1°) Actions pathogènes de Vavraia culicis
a./ Symptomatologie

---

Figures 7 à 9: Cytologie et histologie des relations des Amblyospora étudiées
avec leurs hôtes.
Fig. 7: Tissu adipeux de Cu/ex tritaeniorhynchus détruit et remplacé par les
stadesde _çlé,,-e1opI>~Dlent (fléche) d'Amb/yospora tritaeniorhynchi (x 12 000).
Fig. 8 : Tissu adipeux de Cu/ex tha/assius détruit et remplacé par les stades de
développeront (fléche) d'Amb/yospora senega/ensis (x 8000). Fig.9: Tissu
adipeux de Cu/ex tritaeniorhynchus détruit et remplacé par les stades de
développement (fléche) d'Amb/yospora dakarensis (x 1500).

---

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---

79
Chez les larves de Culex decens infectées par Vavraia cuficis, nous avons
observé une coloration blanchâtre et quelquefois l'existence d'un kyste blanchâtre au
niveau de l'abdomen. Par contre chez Anopheles gambiae et Culex striatipes, les larves
parasitées ne présentent aucun signe extérieur de la microsporidiose. Pour diagnostiquer
la maladie, nous avons procédé à des dissections.
b./ Histopathologie
L'examen des coupes histologiques (Figs 10 à 12; Annexe 4: fig. 2) et des frottis
des larves d'Anopheles gambiae malades (Annexe 4: fig. 1), montre que les tissus
.
Jn.U$_çl!1aiI~~~~Qip~_~ sontatteints, _ _ .
_
Au niveau du tissu adipeux, l'accumulation des spores dans les cellules provoque
l'hypertrophie de celles-ci puis leur désagrégation. Le tissu adipeux est alors détruit et
remplacé par les différents stades de développement de la Microsporidie (Fig. 10;
Annexe 4 ~ fig. 1)! .
Les fibres musculaires sont également détruites par la Microsporidie (Figs Il à
12; Annexe 4: fig. 2).
3°) Actions pathogènes des Nosema spp.
Les actions pathogènes de Nosema stenocypris chez Stenocypris major et de N.
omaniae chez Omania coleoptrata ont été étudiées.
a./ Symptomatologie
Chez Stenocypris major et Omania coleoptrata, les individus parasités ne
présentent aucun signe extérieur de la microsporidiose. Seille une dissection permet de
diagnostiquer la maladie.
b./ Histopathologie et cytopathologie
Chez Stenocypris major, l'examen des coupes histopatho1ogiques montre que
Nosema stenocypris attaque le tissu musculaire et l'hypoderme. Ces derniers sont
détruits et remplacés par les stades de développement de la Microsporidie (Figs 16 à

---

Figures 10 à J2: Cytologie et histologie des relations de Vavraia culicis avec
Anopheles gambiae.
Fig. 10: Destruction d'un lobe du tissu adipeux qui est remplacé par les différents
stades de développement de la Microsporidie. PM : Plasmode mérogonial; S:
spores. (x 4 000). Fig.
Il : Destruction des fibres musculaires. M: fibres
musculaires; PS: plasmode sporogonial; Sb: sporoblastes; S: spores (x 4 000).
Fig . 12: Destruction des fibres musculaires. PM: plasmode mérogoniaux; S:
spores; VS: vacuole sporophore; (x 5 000).

---

---

82
17). Des cellules hypertrophiées contenant des sporontes, des sporoblastes et des spores
ont été observées (Fig. 13).
Chez Omania coleoptrata, l'examen des coupes histologiques et des frottis frais
montrent que N. omaniae attaque les tissus adipeux (Annexe 2: figs 1 et 2), musculaire
(Fig. 15) et le cortex du cerveau (Fig. 14). Les tissus parasités sont détruits et remplacés
par les stades de développement de la Microsporidie.
II. DISCUSSIONS
.
_ _ _
•
• _
L'aspect
.
_
0
blanchâtre
_ _
"
.
des . larves
.
de
.
moustiques
. _
microsporidiosées que nous avons
observées est probablement dû à la destruction du tissu adipeux et à l'accumulation des
spores dans la cavité générale . De nombreux auteurs ont signalé des modifications de la
coloration et de l'aspect chez les larves de moustiques . Chez Culex pipiens infectées par
Amblyospora sp, les larves de stades 2 et 3 montrent un ganglion nerveux hypertrophié
et blanchâtre visible à travers la cuticule (Darwish et Canning, 1991). Les larves de
Culex quinquefasciatus infectées par Amblyospora culicis prennent une coloration
blanchâtre et ont le thorax hypertrophié (Toguebaye et Marchand, 1985) .
La lyse des tissus par les Microsporidies est un phénomène fréquent chez les
Insectes et les Crustacés. Chez les ' Crustacés, l'infestation à Tuzetia infirma entraîne la
destruction des ovaires de Macrocyclops fuscus (Maurand et al., 1971). Chez les
Insectes, Nosema veliae provoque une infestation généralisée de
Velia currens
(Sprague, 1977). Chez les moustiques (Culicidae), la plupart des espèces décrites
infectent le tissu adipeux et les oenocytes (Vàvra et Undeen, 1970; Hazard et Oldacre,
1975; Toguebaye et Marchand, 1985; Becnel et al., 1986; Kettle et Piper, 1988; Weiser
et Zizka, 1991). L'examen histologique montre que les tissus infectés sont souvent
totalement détruits. Ceci prouve que l'évolution de la microsporidiose est trop rapide
pour permettre une régénération des tissus infectés .
Plusieurs auteurs ont signalé l'action hypertrophiante des Microsporidies chez
leurs hôtes (Weiser, 1970; Maurand, 1973; Vàvra et Undeen, 1981; Toguebaye et
Marchand, 1984 a et c). Dans tous les cas, la cellule et / ou son noyau augmentent
sensiblement de volume.

---

Figures 13 à 17: Cytologie et histologie des relations des Nosema étudiées
avec leurs hôtes.
Fig. 13: Cellule hypertrophiée de Stenocypris major contenant différents stades
de développement (flèches) de Nosema stenocypris (x 20 000). Fig. 14: Cortex
du cerveau (G) d'Omania coleoptrata détruit (flèche courbe) par Nosema
omaniae (x 300). Fig. 15: Tissu musculaire (M) d'Omania coleoptrata détruit
(flèches) par Nosema omaniae (x 300). Fig. 16: Tissu musculaire de Stenocypris
major détruit et remplacé par les stades de développement (S) de Nosema
stenocypris (x 1 500). Fig. 17: Hypoderme de Stenocypris major détruit et
remplacé par les stades de développement (S) de Nosema stenocypris (x 1 500).

---

---

85
Les actions hypertrophiantes et lytiques des Microsporidies ont de multiples
conséquences sur leurs hôtes. Par exemple, chez les Crustacés, l'infestation à Tuzetia
infirma aboutit à la stérilisation de Macrocyclops fuscus (Maurand et al. , 1971). Chez
les Insectes, Nosema Veliae provoque la castration de Velia currens (Sprague, 1977).
Chez les moustiques (Culicidae), de nombreux auteurs (Anthony et al. , 1972; Savage et
al. , 1972; Gajanana et al. , 1979; Geetha Bai et al. , 1979) ont montré que Nosema
algerae entraîne la mort de son hôte et constitue un bon insecticide biologique.

---

86
CHAPITRE IV
DYNAMIQUE DES POPULATIONS DE QUELQUES
MICROSPORIDIES ÉTUDIÉES
1 . INTRODUCTION
Au cours de prospections menées dans la Région de Dakar, des Microsporidies
ont été isolées chez différentes espèces de moustiques. Dans ce présent chapitre, nous
_étuqj<?gs Ja _distribution spatiale et l'évolution saisonnière de quelques unes de ces
microsporidies.
52 gîtes ont été prospectés au cours de notre étude (Tableau 1). Certains l'ont été
systématiquement tous les mois alors que d'autres ne l'ont été que très partiellement.
Pour chaque gîte, le nombre des espèces de Moustique et leurs Microsporidies ont été
répertoriés.
La fréquence de distribution (F=1I52 x 100 x N) à été également estimée et notée
pour chaque parasite et chaque hôte. Elle nous a permis de distinguer les espèces
largement distribuées des espèces très localisées. N= nombre de gîtes colonisés par les
moustiques; 52= nombre de gîtes prospectés.
Pour l'étude de l'évolution saisonnière des microsporidies, deux gîtes ont été
retenus: les gîtes n''l et n02.
II. RÉSULTATS
1°). Répartition des larves de moustiques dans le gîtes prospectés.
Le tableau 1 donne la répartition des moustiques dans les différents gîtes de la
Région de Dakar.
L'analyse de la fréquence de répartition des espèces de moustiques dans les gîtes
(Fig. 27) montre que 80 % des gîtes prospectés hébergent Cu/ex quinquefasciatus. Le
complexe
Anophe/es
gambiae
a
été
trouvé
dans
42
%
des

---

Figures 18à 25: Microsporidies d'eau douce trouvées au Sénégal.
Fig. 18: Vacuole sporophore d'Amblyospora culicis contenant 8 spores fixées
(1500). Fig. 19: Spores vivantes d'Amblyospora senegalensis (x 2000). Fig. 20:
Spores vivantes d'Amblyospora tritaeniorhynchi (x 1800). Fig. 21: Spores
vivantes d'Amblyospora dakarensis (x 1800). Fig. 22: Spores vivantes
d'Amblyospora sp. (x 1600). Fig. 23: Vacuole sporophore de Vavraia culicis
contenant des
spores
vivantes
(x 400).
Fig. 24:
spores vivantes
de
Microsporidium sp l. (x 1600). Fig. 25: Spores vivantes de Microsporidium sp2.
(x 1500).

---

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---

89
gîtes. Bien qu'il soit très rare de trouver Anopheles gambiae dans des eaux usées, ce
moustique a été récolté à Bel-Air (Gîte n012) dans des eaux très sales hébergeant
également Culex quinquefasciatus et Culex tigripes. Culex tigripes a été trouvé dans 36
% des gîtes. TI cohabite très souvent avec Culex quinquefasciatus puisqu'ils ont en
commun 34 % des gîtes. Culex decens a été trouvé dans 16 % des gîtes associé à Culex
quinquefasciatus (lorsque l'eau du gîte n'est pas très sale). Dans les gîtes 24 et 49, nous
avons trouvé Aedes aegypti et Culex quinquefasciatus. Enfin Culex tritaeniorhynchus
et Culex striatipes occupent respectivement 6 % et 2 % des gîtes prospectés. Culex
quinquefasciatus et Aedes aegypti occupent souvent des gîtes moins stables (canaux à
ciel ouvert, plans d'eaux temporaires, récipients).
2°). Répartition des microsporidies par gîte
Huit espèces de Microsporidies ont été rencontrées chez des moustiques de la
Région de Dakar. Ce sont: Amblyospora culicis, A. tritaeniorhynchi, A. senegalensis,
A. dakarensis, A. sp., Vavraia culicis, Microsporidium spl , et M. sp2 (Figs 18 à 25).
Le tableau 2 montre que ces Microsporidies sont faiblement réparties. Seulement 16 %
(8/52) des gîtes prospectés constituent des biotopes pour leurs hôtes.
A l'intérieur d'un gîte, le nombre d'espèces trouvées est variable. Certains gîtes
(n"l , n04, n02l, n050) n'ont hébergé qu'une seme espèce, d'autres deux espèces (n02,
n014, n016) tandis que le gîte n017 a hébergé 3 espèces. Excepté Vavraia culicis (qui a
été trouvé dans 3 hôtes différents à l'intérieur du gîte n02), toutes les espèces trouvées
ne parasitent qu'un sem hôte.
L'analyse des fréquences de la répartition des espèces de Microsporidies (Fig. 26)
dans les gîtes montre que celles appartenant au genre Amblyospora sont les plus
largement distribuées dans la Région dakaroise. En effet, sur 52 gîtes prospectés, 8
hébergent des Amblyospora alors que Vavraia culicis, Microsporidium spI et
Microsporidium sp2 ne colonisent chacun qu'un sem gîte (Tableau 2).
Par ailleurs, la répartition de ces Microsporidies n'est pas liée à la distribution
géographique de leur hôte (Tableaux 1 et 2 ). Par exemple, Amblyospora culicis n'a été
trouvée que dans 3 gîtes alors qu'elle parasite un moustique (Culex qutnquefasciatusy
largement distribué dans la Région de Dakar (80 % des gîtes). C'est aussi le cas des
autres espèces de microsporidies trouvées.

---

MOUSTIOUES
GITES
Aedes aegypti
Anophles gambiae
Culex decens
Culex striatipes
Culex thalassius
Culex tigrives
Culex trùaeniorhvnchus
Culex quinquef<l§ciatus
Ficalbia spl2ndens
1
+
+
++
+
2
++
+
+
++
3
+
4
++
+
++
+
++
5
+
6
+
++
++
7
++
++
+
++
8
++
+
9
+
+
10
+
Il
+
12
+
13
++
14
++
++
15
+
++
16
+
++
17
+
++
18
+
+
19
+
+
20
+
21
+
+
+
++
22
+
23
++
24
+
+
25
+
26
+
+
++
27
+
28
+
+
++
29
+
+
30
+
+
31
+
+
++
32
+
++
33
+
++
34
++
35
+
+
36
++
37
++
38
++
39
+
++
40
+
41
+
42
++
4J
+
++
44
++
45
+
46
+
+
++
47
+
+
+
+
48
+
+
48
+
++
49
+
+
+
50
+
++
+
51
+
52
+
Tableau 1 : Répartition des larves de moustiques dans les gîtes prospectés.
Légende: ++ : abondants
+ : peu abondants

---

N° des gîtes
Microsporidies
Moustiques
1
Amblyospora tritaeniorhynchi
Culex tritaeniorhynchus
Culex decens
Vavraia culicis
Culex striatipes
2
Anopheles gambiae
Amblyospora sp
Culex tigripes
4
Amblyospora culicis
Culex quinquefasciatus
Amblyospora dakarensis
14
Culex tritaeniorhynchus
Microsporidium sp l
Amblyospora culicis
Culex quinquefasciatus
16
Amblyospora sp
Culex tigripes
Amblyospora culicis
Culex quinquefasciatus
Amblyospora sp
17
Culex tigripes
Microsporidium sp2
21
Amblyospora senegalensis
Culex thalassius
50
Amblyospora tritaeniorhynchi
Culex tritaeniorhynchus
Tableau 2: Répartition des Microsporidies par gîte.

---

92
3°) Nature des gîtes hébergeant des moustiques microsporidiosés
Six gîtes hébergent des larves de moustiques microsporidiosées. La nature et la
localisation de ces gîtes sont les suivantes.
Le gîte n01 est localisé au Parc Zoologique de Haon. TI s'agit d'un puits dont l'eau
aflleure. L'eau est saumâtre, plus ou moins boueuse et colorée par les dépôts de feuilles
mortes.
Le gîte n02 est localisé à l'Usine des Eaux. C'est un regard contenant de l'eau
. _ potable suintant destuyaux situés en profondeur. De nombreux Coléoptères, des .larves
de Libellules, des Mollusques, des Annélides oligochètes, des Copépodes, des
Branchiopodes et des Ostracodes y ont été trouvés.
Le gîte n04 est un bassin localisé au Département de Biologie Animale et
alimenté en eau potable. Nous y avons trouvé des Copépodes, des Ostracodes, des
Branchiopodes, des Mollusques, des Annélides oligochètes, des larves de Libellules et
de Chironomes.
Le gîte n014 est situé dans la zone marécageuse des niayes près du croisement de
Cambérène. TI s'agit d'une mare d'eau saumâtre.
Le gîte n016 se trouve à l'ancienne Station d'Epuration de la Patte d'Oie. C'est un
regard. L'eau y est sale.
Le gîte n017 se trouve au Département de Biologie Animale. Il s'agit de l'eau
stagnante provenant d'une canalisation défectueuse. L'eau y est riche en matière
orgarnque.
Les gîte n021 et n050 sont des zones marécageuses localisées respectivement à
Yarakh et près de la Station d'Epuration des Eaux de Cambérène.

---

Figure 26: Fréquences de la distribution des espèces de
microsporidies (Nov. 1994 à Oct 1995)
Fréquences ("/0)
10
9
8
7
2
o
Figure 27:Fréquences de la distribution des espèces de moustiques
(Nov. 1994 à Oct 1995)
100
90
BQ
70
60
50
40
30
20
10
o

---

Figure 28: Evolutions comparées d'Antblyospora tritaeniorhynchl
et de Culex tritaeniorhynchus dans le gîte n 01 (Nov. 1994 à Oct 1995)
100
Fréquences d'A.
1200
Nbre de larves de C
trùaeniorhynchi
90
trùaenlorhynchus
(%)
1000
80
70
BOO
60
50
600
40
400
30
20
200
10
o
Nov. Déc. Jan.
Fév. Mar. Avr.
Ma.
Ju.
JuL Aoil Sept
Oct.
c::::::::J Fréquences d'A. trùaeniorbynchi
~ Nombre de larves de C. tritaeniorhynchus
Figure 29: Evolutions comparées d'Anopheles gambiae et de
Vavraia culicis dans le gîte n02 (Nov. 1994 à Oct. 1995)
10(/
500
Nbre de larves
Fréquences de V. culicis
450
d'A. gambiae
(%)
400
75
350
300
50
250
A
200
/ \\ ~
150
25
100
1
'----/\\0
J
\\;~ 50
I-~'I 1""'" --
, - - .
(/ .tl,Ot~--+--~-_.- I-L-'Lf·'---'+.c:::Lt!J.t--+---+--+ 0
Nov. Déc. Jan. Fév. Mar, Avr. Ma.
Ju.
JuL Aoil Sept Oct.
c:::::::::::J Fréquence de V cuiicis
- . - Nombre de larves d'A. gambiae récoltées

---

95
4°). Evolution saisonnière d'Amblvospora tritaeniorhynchi
Amblyospora tritaeniorhynchi (Fig 28) est très peu stable dans le gîte n01.
Présente de novembre à décembre 1994, elle disparaît brusquement de janvier 1995 à
octobre 1995.
5°) Evolution saisonnière de Vavraia culicis chez les larves d'Anopheles
gambiae
Vavraia culicis (Fig. 29) infeste de façon irrégulière et très faiblement Anopheles
gam_~~Ç!l!~' 1.. qui est présente toute l'année dans le gîte n02. La Microsporidie y aété
trouvée pendant 6 mois (De novembre à décembre 1994 puis d'avril à juillet 1995) avec
un taux moyen de parasitisme de 4 %.
III . DISCUSSION
La présence du complexe A. gambiae dans des collections d'eau sale n'est pas un
fait rare. Selon Faye (1994) il existe pour ce moustique des gîtes préférentiels et des
gîtes inhabituels et la colonisation des gîtes inhabituels n'est pas liée à l'absence des
gîtes préférentiels. Faye (1994) a récolté des larves et des nymphes de ce moustique à
Pout (Région de Thiès), dans des collections d'eau polluées (eaux de bain, de linge et de
vaisselle) en saison pluvieuse, période où de nombreuses flaques d'eau de pluie
contenaient aussi des larves de cette espèce.
Peu de gîtes hébergent des Microsporidies dans la Région de Dakar alors que
tous les gîtes prospectés hébergent au moins une espèce de moustique. La faible
fréquence des Microsporidies dans la Région de Dakar peut s'expliquer par l'existence
de facteurs limitant la dissémination des spores des parasites. On peut citer par exemple
les modalités de transmission (et donc de dispersion) des parasites et les distances entre
les différents gîtes.
Les Microsporidies les plus fréquemment rencontrées dans la Région de Dakar
appartiennent aux
genres Amblyospora.
Ces
microsporidies
ont
un
cycle
de
développement
complexe
et
contaminent
leurs
hôtes
moustiques
par
voies
transovarienne et orale.

---

96
Au cours de la transmission transovarienne, elles se développent dans les ovaires
des femelles adultes et les oeufs infestés donnent des larves parasitées (Hall et Lord,
1982; Andreadis, 1985, 1990; Toguebaye et Marchand. 1985; Sweeney et al. 1988;
Dickson et Barr. 1990; Lukès et Vàvra, 1990; Darwish et Canning, 1991; Becnel,
1992). Selon Andreadis (1985), cette voie, qui est la plus utilisée, est cependant
insuffisante pour maintenir l'infestation dans les populations de moustiques à cause du
faible taux de transmission. Cette voie permet donc aux femelles de moustiques
infestées de disséminer largement les Microsporidies dans les nouvelles localités.
Quant à la transmission par voie orale. les larves de moustiques se contaminent
~.!J. jn-E~r~t_Q~~__ÇQpéj)<2de~.._._hôtes intermédiaires morts, qui se ._SQ.nt_inf~stés-__en
consommant des larves parasitées mortes. Les spores formées dans les larves ne sont
pas infestantes pour les autres larves (Sweeney et al., 1988; Andreadis, 1990. 1994;
Becnel, 1992). L'absence ou la faible présence de l'hôte intermédiaire dans le gîte
constituent des facteurs qui peuvent limiter la dissémination horizontale de ces
Microsporidies.
v: culicis, Microsporidium spi et Microsporidium sp2 n'ont été rencontrées que
dans un seul gîte alors que leur hôtes occupent de nombreux gîtes dans la Région de
Dakar. Les hôtes de ces Microsporidies se contaminent au stade larvaire en ingérant les
spores libérés des larves et adultes morts. Les distances plus ou moins grandes entre les
gîtes peuvent limiter la dissémination des spores par les individus adultes infestés et
donc affaiblis.

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9i
RÉSUMÉ ET CONCLUSIONS
GÉNÉRALES

---

98
..
..
RÉsuMÉ ET CONCLUSIONS GÉNÉRALES
' .
Le travail dont nous venons d'exposer les résultats porte sur des Microsporidies
rencontrées chez des Hétéroptères, des Diptères et des Ostracodes d'eau douce. Ces
Microsporidies ont été étudiées sous plusieurs angles.
1°) Taxonomie
En utilisant les critères définis par de nombreux auteurs (Sprague, 1978, 1982;
Vàvra et al. , 1981; Larsson, 1988; Canning, 1990; Sprague et al. , 1992; Andreadis,
1994), nous avons identifié 6 espèces de Microsporidies qui sont: Amb!y"osp9!a
tritaeniorhynchi, A. senegalensis, A. dakarensis, Nosema stenocypris, N. omaniae, et
Vavraia culicis. Une espèce du genre Amblyospora n'a pu être nommée et deux espèces
ont été placées dans le groupe Microsporidium car leurs stades présporaux n'ont pu être
mis en évidence.
L'étude ultrastructurale de Vavraia culicis nous a permis de modifier la diagnose
du genre proposée par Canning et Hazard (1982).
2°) Les cycles biologiques
Les Nosema que nous avons étudiés présentent un cycle de développement
caractéristique du genre, c'est-à-dire quelles sont monomorphiques, disporées et à
diplocaryon à tous les stades de développement. Nous n'avons pas pu cependant
observer la mérogonie chez N stenocypris. Qu'elles soient terrestres ou aquatiques, les
Microsporidies du genre Nosema décrites au Sénégal et dans le monde ont le même
cycle de développement.
Nous confirmons, chez les Amblyospora spp. que nous avons étudiés, l'existence
d'un stade intermédiaire entre la mérogonie et la sporogonie que Toguebaye et
Marchand (1985) avaient appelé "présporonte".
Au cours de nos travaux chez les Amblyospora du Sénégal, nous n'avons pas pu
mettre en évidence les phases "Nosema" et "Pyrotheca" du cycle. Nos résultats ne
confirment donc pas le polymorphisme et l'hétéroxénie chez les Amblyospora de
moustiques. Beaucoup d'auteurs ont d'ailleurs faits les mêmes observations que nous.

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99
Les modalités de la fécondation, de la caryogamie et de la méiose chez les
Amblyospora spp. ont été mises en évidence. Mais l'origine des gamontes continue
d'être diversement interprétée. Dans ce présent travail, nous montrons que les gamontes
donnent naissance à des gamètes. Nous ne pouvons cependant, pour l'instant, préciser
l'origine des gamontes.
Chez Amblyospora dakarensis, nous avons mis en évidence la formation
simultanée de sporoblastes et de spores uninucléés et binucléés à l'intérieur d'une même
vacuole sporophore. Bien que les spores binucléées observées semblent à notre avis
vi~l>~~~nO~.§_'p-en~Q~_q~'e~.~s.. sont le résultat d'un développement (:t~f~~tlJ~\\lX._d'Wle _..
partie de la population.
Le cycle de développement de Vavraia culicis ressemble dans ses grandes lignes
au cycle de développement des Microsporidies du genre Pleistophora. Les seuls
caractères qui séparent les Vavraia des Pleistophora sont l'existence d'un dimorphisme
sporale et d'une sporogonie par plasmotomie chez les Pie istoph ora. Or Larsson (1986)
avait montré que chez les Vavraia, il existe aussi un dimorphisme sporale et dans ce
travail, nous montrons que la sporogonie se fait par plasmotomie chez Vavraia culicis.
En définitive presque rien ne sépare les Vavraia des Pleistophora.
3°) Les caractères ultrastructuraux
L'ultrastructure des stades de développement des Nosema spp. étudiées est
classique. Par contre, les sporoblastes âgés et les spores de Nosema omaniae possèdent
une enveloppe particulière. En effet, la paroi des sporoblastes et l'exospore des spores
sont constituées de deux couches da matériel amorphe dont la densité aux électrons est
différente. La couche interne est opaque alors que la couche externe est moins dense
aux électrons. C'est la première fois qu'une telle enveloppe est observée chez les
Nosema spp. Nous pensons que ce caractère n'est pas particulier aux Nosema
aquatiques, mais semble plutôt distinctif de cette espèce.

---

100
4°) Pathologie
Les Microsporidies que nous avons étudiées sont responsables d'actions
hypertrophiantes et lytiques chez leurs hôtes. La principale conséquence de ces actions
est probablement la réduction de la longévité des individus parasités.
5°) Epidémiologie des microsporidioses
L'étude de la répartition et de l'évolution des Microsporidies dans les gîtes
prospectés montre que les Amblyospora sont largement distribués dans la Région de
:q~~!r~!.ql!~)-:'q~ai~ ~~!c~_!J1feste faiblement et de façon irrégulièreses hôtes-,I)~@~
façon générale, la répartition des Microsporidies n'est pas liée à la répartition
géographique de leurs hôtes.
Notre travail a montré que les Arthropodes d'eau douce de la Région de Dakar
hébergent beaucoup de Microsporidies et que quelques une d'entre elles, notamment les
Amblyospora spp. et Vavraia culicis provoquent d'importantes lésions chez les
individus parasités. Nous envisageons donc de poursuivre l'étude de ces Microsporidies
afin d'élucider les modalités de la transmission horizontale des Amblyospora spp.
trouvées, de mettre en évidence les autres phases de leur cycle biologique et de préciser
leurs actions sur la longévité de leurs bôtes.

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128
ANNEXES

---

Arch. Protistenkd. 146 (1995/96): 363-367
ARCHIV
© by Gustav Fischer Verlag Jena
FÜR
PROTISTEN
KUNDE
Ultrastructure of Nosema stenocypris OIARRA & TOGUESAYE,
1994, a Microsporidian Parasite of Stenocypris major
(Crustacea, Ostracoda, Cyprididae)
KARAMOKO DIARRA & SHEN SIKINA TOGUEBAYE
Laboratoire de Parasitologie, Département de Biologie Animale, Faculté des Sciences et Tech-
niques, Université Cheikh Anta Diop, Dakar, Sénégal
Summary: Nosema stenocypris DIARRA & TOGUEBAYE, 1994 (Microsporida, Nosematidae) has
been described from Stenocypris major (Crustacea, Ostracoda, Cyprididae). lt develops in the
muscles. Merogonial stages were not observed. The cellular envelope of young sporonts grows
in thickness by addition of electron-dense mate rial external to the plasma membrane. The
sporoblasts are bounded by a thick electron-dense wall and transform directly into spores. Live
mature spores are ovoid and measure 4.28 ± 0.19x2.61 ± 0.10 urn, Their wall can reach a thick-
ness of 190 nm. The polar filament is isofilar with 14 coils and the polaroplast has an anterior
lamellar part and a posterior vesicular part.
Key Words: Microspora; Nosema stenocypris; Ultrastructure; Ostracoda; Senegal.
Introduction
Numerous microsporidia belonging to several genera
After dehydration in an ethanol series and propylene
have been described from Crustacea (SPRAGUE 1977;
oxide, the fragments were embedded in Epon resin and
sectioned with a Reichert-Jung ultramicrotorne. Sections
Y.<\\VRA 1984; ISSI 1986; VORONIN 1986: AzEVEDO 1987;
were stained with uranyl acetate and lead citrate and
OVCHARENKO &
KURANDINA 1987; LARSSON 1988).
observed under a JEOL 100 ex II.
Exploration undertaken
in
Dakar region (Senegal)
enabled us to find Nosema stenocypris in Stenocypris
Abbreviations:
major (Ostracoda). This new species of Nosema was
briefly described by us in 1994 (DIARRA & TOGUEBAYE
AD - anchoring dise
LP - lamellar polaroplast
1994). The present paper is an electron microscopical
D
- diplokaryon
PF - polar filament
study of this microsporidium.
EN - endospore
pp - polaroplast
ER - endoplasmic reticulum PV - posterior vacuole
EX - exospore
VP - vesicular
Material and Methods
polaroplast
Ostracoda were collected from sorne pools of Dakar
Results
(Senegal, West Africa). Twenty five of the 125 specimens
of Stenocypris major examined were infected with the
Site of infestation
microsporidium. amounting a prevalence of 21.690.
For electron microscopy, fragments of infected Ostracoda
Examination of sections of infected Ostracoda revealed
were fixed 12 to 24 h with 2.5 % glutaraldehyde in 0.1 M
that the microsporidium develops particulary in the
sodium cacodylate buffer, pH 7.2 at 4 "C and then post-
muscles which are destroyed and replaced by the devel-
fixed for 1 h with 1% osmium tetroxide in the same buffer.
opmental stages of the parasite.

---

364
K. DIARRA & B. S. TOGUEBAYE
Developmental stages
mie reticulum. On the external surface of the plasma
membrane, an electron dense material is deposited. In
The microsporidium was studied in infected mate rial
transversally sectioned cells, this electron-dense mate-
collected from nature and the developmental cycle
rial appears as rounded spots. Each sporont gives rise,
described below is an interpretation of the different
by binary division (Fig. 1BI, to two sporoblasts (Figs.
developmental stages observed in sections. The devel-
IC, lB).
opmental stages were found together, but the sporogony
The sporoblasts are diplokaryotic and bounded by a
occurred by far most numerously.
thick dense wall (32 nm), Their cytoplasm contains
In ultrathin sections, meronts were not found. The
abundant ribosomes and sorne cistemae of endoplasmic
youngest stages observed are sporonts. They are in
reticulum. Young sporoblasts are irregular in shape
direct contact with the cytoplasm of the host cells and
(Fig. IC). They become elougated <Fig. ID).
their nuclei are diplokaryotic (Figs. 1A. lB). The cyto-
The young spores (Fig. lA) possess an immature polar
plasm is homogeneously granular due to the occurrence
filament and a globular anchoring dise. The immature
of small ribosomes and contains lamellae of endoplas-
polar filament exhibits in cross section a dense central
{ .•:.
..~
.~.
.~
-.
' - .
, .
.---=--.A;~\\
;r.-,
....
:'J
IIIA-
~
.~~---,.
~ ...
..'f· .......
..
Fig. 1. Sporogony. A. Initial stage of sporont formation marked by the appearance of dark secretion granules outside the
plasma membrane (arrows) (Scale bar: 1 urnj. B. Dividing sporont (Scale bar: 1 urn). C. Young sporoblast (Scale bar:
1 um). D. Elongated sporoblast (Scale bar: 0.5 urn),

---

Ulrrastructure of Nosema stenocvpris
365
Fig. 2. Spores. A. Young spore (Scale bar: 1 IJm). B. Longitudinal section of mature spore (Scale bar: 0.5 IJm). C. Lon-
gitudinal section of the anterior part of a mature spore (Scale bar: 0.5IJm). D. Fresh spores (Scale bar: 0.5 prn),
axis, a lucent intermediate layer and a dense peripheri-
20 nm. The polar filament is isofilar (Fig. 2B) with 14
cal layer. The wall of the immature spore is composed
coils. and its diameter is about 110 nm. The polaroplast
of a two-layered exospore, consisting of an inner elec-
(Fig. 2C) possesses an anterior lamellar part and a pos-
tron dense layer and an outer layer that is less dense,
terior vesicular part. The cytoplasm contains numerous
and of a thin endos pore.
free ribosomes. The posterior vacuole (Fig. 2B) is c\\ear.
Live mature spores (Fig. 2D) are ovoid and measure
4.28 ± 0.19x2.61 ± 0.\\0 um. The ultrastructural study
shows that their wall can reach a thickness of 189 nm
Discussion
(Fig. 2B. 2C). It is composed of an exospore (70 nm
thick), consisting of an inner electron dense layer and
The microsporidium described here belongs indubi-
an outer layer that is less dense (Fig. 2C). and of a clear
tably to the genus Nosema NAEGELI, 1857 (SPRAGUE
endospore. about 120 nm thick. Near the anchoring
1978,
1982;
VAVRA
et al.
1981; CANNING
1990;
dise, the thickness of the endos pore decreases to only
SPRAGUE et al. 1992).

---

366
K. DIARRA & B. S. TOGUEBAYE
Table 1. Nosema species of Crustacea.
Nosema species
Hosts
Size of spores
Nosema artemiae CODREANU, 1957
Artemia salina
4.2-5.9/lm
(SPRAGUE, 1977)
Nosema dikerogammari OVCHARENKO &
Dikerogammarus villosus,
3.7-4.9x1.7-2.2/lm
KURANDINA, 1987
Pontagammarus crassus
Nosema elongatum MONIEZ, 1887, JIROVEC,
Simocephalus vetulus, Daphnia magna
5x2 um [MONtEZ]
1936 (Microsporidium. SPRAGUE 1977)
4-5 x 1.8-2.8 (4.5-2.4 av.) urn
[JIROVEC]
Nosema exigua CODREANU, 1957
Artemia salina
2.6-3.2/lm
Nosema gammari RVCKEGHEM, 1930
Gammarus pulex
l.5x3.4 um
Nosemajiroveci VORONIN, 1977
Thermocyclops oithonoides. Cyclops
6.1 (5.5-6.7)x2.6 (2.4-2.7) urn
(Microsporidium VORONL'l, 1986)
vicinus
Nosema kozhovi LIPA, 1967
Brandtia Lata Lata
3.3-3.9x2.1-2.2 urn (living);
2.5-4.0x1.8-2.1 urn (stained)
Nosema lepiduri VÂVRA, 1960
Lepidurus apus
4.2-2.3-2.4 um
Nosema parva MONIEZ, 1887
Cyclops spp.
3.5x2/lm
Nosema pfeifferi VORONIN, 1977
Acanthocyclops viridis
5.0 (4.8-5.4)x2.4 (2.1-2.5) urn
Nosema polypheni VORONIN, 1977
Polyphemus pediculus
3.5 (3.2-4.0)x1.6 (1.5-1.8) urn
Nosema pontogammari OVCHARENKO &
Pontagammarus crassus
2.1-2.8x 1.2-1.8 urn
KURANDINA, 1987
2.4x1.6/lm
Nosema rivulogammari LARSSON, 1983
Rivulogammarus pulex (Gammarus
l.5-2.0x 1.2 /lm (stained)
pulex}
1.8-4.4 um (macrospores)
Nosema sapidi DE TURK, 1940
Callinectes sapidus
3.55-2. 13/lm
Nosema sp. AVERY & UNDEEN, 1987
Daphnia sp.
3.56 ± 0.05x1.99 ± 0.19 urn
Nosema sp. DABORN, 1976
Brachinecta gigas, B. mackini
4.1-2.4 urn
Nosema sp. DESPORTES et al.
Orchestia gammarellus
5/lm
Nosema sp. JOHNSON & BROOKS, 1968
Crangonyx pseudogracilis
11-3.4/lm
Nosema sp. LOM & VÂVRA, 1963
Cyclops strenuus
3.5x2.0 urn
Nosema sp. 1 MERCIER & POISSON, 1926
Mysis spiritus
4x2/lm
Nosema sp. 2 MERCIER & POISSON, 1926
Neomysis vulgaris
6x2.5-3/lm
Nosema sp. VORONIN, 1977 (Holobispora
Thermocyclops oithonides
5.0x2.3/lm
thermocyclopis ISSI, 1986)
Thermocyclops crassus
5.4x2.8/lm
Nosema sp. WALKER & HINSCH, 1972
Libinia dubia
5x3/lm
Nosema stenocypris DIARRA &
Stenocypris major
4.28 ± 0.19x2.61 ± 0.10 urn
TOGUEBAVE,1994
To our knowledge, 23 species of Nosema have been
to BROOKS (personal communication), Nosema sp.
described previously from Crustacea (SPRAGUE 1977;
JOHNSON & BROOKS, 1968 "... is apparently the same as
LARSSON 1983; ISSI 1986; VORONIN 1986; OVCHARENKO
Amblyospora richmondis described by HAZARD and
& KURANDINA 1987; see Table 1).
OLDACRE 1975". According to SPRAGUE (1977) there is
Nosema elongatum MONIEz, 1887, JIROVEC, 1936 and
no basis for the generic designation of Nosema gam-
Nosema jiroveci VORONIN, 1977 are transferred to the
mari RVCKEGHEM, 1930, Nosema parva MONIEz, 1887,
Collective Group Microsporidium BALBlANI,
1884
and Nosema sp. LOM & VAVRA, 1963.
(SPRAGUE 1977; VORONIN 1977). A new genus and
Among these Nosema species, 5 are close to N. steno-
species, Holobispora thermocyclopis has been created
cypris by the size of their spores: Nosema dikerogam-
for Nosema sp. VORONIN, 1977 (ISSI 1986). According
mari,
Nosema
sp.
DABORN,
1976, Nosema
sp.

---

Ultrastructure of Nosema stenocypris
367
DESPORTES et al., 1976, Nosema sp. 1 MERCIER & POIS-
HAZARD, E. I. & OLDACRE,' S. W. (1975): Revision of
SON, 1926, Nosema sp. WALKER & HINSCH, 1972.
Microsporida (Protozoa) close to Thelohania with
Nosema dikerogammari OVCHARENKO & KURANDINA,
description of one new family, eight new genera and
1987 parasitizes the muscles of Dikerogammarus villo-
thirteen new species. D.S. Dep. Agric. Techn. Bull.
1530: 1-104.
sus and Pontagammarus crassus in Ukraine (Dnieper
ISSI. I. V. (1986): Microsporidia as a phylum of parasitic
basin).
The
spores
measure
3.7-4.9x1.7-2.2
um
protozoa. Protozoology (Leningrad) 10: 6-136 (in Rus-
(OVCHARENKO &
KURANDINA)
1987). Nosema sp.
sian).
DABORN,
1976
infects
Brachinecta
gigas
and
LARSSON, R. (1983): On two microsporidia of the amphi-
Brachinecta mackini in Canada. The spores measure
pod Rivulogammarus pulex. Light microscopical and
4.1-2.4 urn. Masses of spores in body segments have
ultrastructural observations on Thelohania muel/eri
been observed (DABoRN 1976). Nosema sp. DESPORTES
(PFEIFFER, 1895) and Nosema rivulogammari n. sp.
et al. 1976 develops in the ovary of Orchestia gam-
(Microspora. Thelohaniidae and Nosematidae). Zoo!.
marellus in France. Diplokaryotic cells and sporoblasts
Anz. Jena 211: 299-323.
have
been
observed. The
spores
measure 5 urn
- (1988): Identification of microsporidian genera (Proto-
zoa, Microspora) - A guide with comments on the tax-
(SPRAGUE 1977). Nosema sp. 1 MERCIER & POISSON,
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1926 infects the muscles of Mvsis spiritus in France.
OVCHARE:-iKO, N. A. & KURANDI.'JA, D. P. (\\987): New
The spores measure 4x2 urn (SPRAGUE 1977). Nosema
species of microsporidia from amphipods of the Dnieper
sp. WALKER & HINSCH, 1972 develops in Libinia dubia
Basin. Parazitologija21 (6): 710-715.
(U.S.A.). The spores are ovoidal and measure about
SPRAGUE, V. (1977): Systematics of the Microsporida. In:
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L. A. BULLA Jr. & 1. C. CHENG (eds.), Comparative
1977).
Pathobiology, Vol. 2. pp. 1-510. New York.
However these Nosema species differ from the species
- (1978): Characterization and composition of the genus
described herein by their uninucleate stages, the num-
Nosema. Miseel. Pub!. Entomol. Soc. Amer. 11: 5-16.
ber of coils of the polar filament and by their host. We
- (1982): Microspora. In: S. P. PARKER (ed.), Synopsis and
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DIARRA, K. & TOGUEBAYE, B. S. (1994): Electron micro-
Authors' address: KARA~10KO DIARRA & BHEN SIKlNA
scope study of Nosema stenocvpris (Microspora, Nose-
TOGUEBAYE, Laboratoire de Parasitologie, Départment de
matidae) parasite of Stenocypris major (Ostracoda,
Biologie Animale, Faculté des Sciences et Techniques,
Cyprididae).1. Euk. Microbiol. 41, 14 A. abstr. NO 80.
Université Cheikh Anta Diop, Dakar, Sénégal.

---

Acta Protozoologica (1995) 34: 61 - 66
&©lJill
PROTOZOOLOGICA
Ultrastructural
Study
of
Nosema
omaniae
sp.
n.
(Microspora,
Nosematidae) Parasite of Omania coleoptrata (Heteroptera, Omaniidae)
Karamoko DIARRA and Bhen Sikina TOGUEBAYE
Laboratoire de Parasitologie, Département de Biologie Animale, Faculté des Sciences et Techniques, Université
Cheikh Anta Diop de Dakar, Dakar, Sénégal
Summary. Nosema omaniae (Microsporida, Nosematidae) is being described from Omallia coleoptrata (Heteroptera, Omaniidae). The
microsporidium attacks the adipose and nervous tissues and the muscles. Ali developmental stages are in direct contact with host cells
cytoplasm and their nuclei are diplokaryotic. The meronts are bounded by a thin electron-dense wall and their cytoplasm contains sorne
free ribosomes. The sporonts possess a thick electron-dense envelope and a cytoplasm with abundant ribosomes. The sporoblasts transform
directly into diplokaryotic spores. Live mature spores rneasure 4.4±.2 x 2.3±O.3 urn. Their wall is composed of an electron-dense exospore
(45 nm thick), consisting of an inner electron-dense layer and an outer layer that is less dense. and of a clear endospore about 85 nm
thick. The polar filament is isofilar with 12 to 13 coils in one rank. The polaroplast possesses an anterior lamellar part and a posterior
ves icu lar part.
Key words, Microspora, Nosema omaniae sp.n .. ultrastructure, Heteroptera, Sene gal.
INTRODUCTION
present paper describes, with the aid of electron micros-
copy, the microsporidium found in Omania coleoptrata.
Explorations
undertaken
in
the
Dakar
region
(Senegal) enabled us to find, in Omania coleoptrata
MATERIALS AND METHODS
(Heteroptera, Omaniidae), a microsporidium belonging
to the genus Nosema Naegeli, 1857. The heteropteran
Thirteen of the 48 adult specimens of Omania co/eoptrata Horv.
hosts were collected from temporary pools.
collected from temporary pools of Dakar (Senegal, West Africa) were
Few Nosema of heteroptera have been studied, the
infected with the microsporidium, amounting to a prévalence of27 '70.
species reported sa far having been examined by light
For electron rnicroscopy, fragment of infected hosts were fixed 12 to
microscopy only (Lipa 1977, Sprague 1977). The
24 h in 2.5 % glutaraldehyde in 0.1 M sodium cacodylate buffer, pH
7.2 at 4°C and then post fixed for 1 h with 1 % osmium tetroxide in
the same buffer. After dehydration in ethanol series and propyle ne
Address for correspondence: B. S. Toguebaye, Laboratoire de
oxide, the fragment were embedded in Epon and sectioned with
Parasitologie. Département de Biologie Animale, Faculté des Scien-
ces et Techniques, Université Cheikh Anta Diop de Dakar, Dakar,
Reichert-Jung ultramicrotome. Sections were stained with uranyl
Sénégal; Fax (221) 246318
acetate, lead citrate and observed under a JEOL 100 CX II.

---

62 K. Diarra and B. S. Toguebaye
RESULTS
Young spores (Fig. 10) are elongated. They have an
immature polar filament and a thin endospore. The
Description
mature fresh spores are ovoid and mensure 4.-HO.2 x
2.3±O.3 um. Their wall (Fig. 14) reaches 130 nm in
Site of infection (Figs. 1-2)
thickness. It is composed of an exospore (45 nm thick)
Examination of sections of infected hosts revea1ed
consisting of an inner electron-dense layer and an outer
that the rnicrosporidium develops in fat body (Figs. 1-2)_
layer thar is less dense, and a transparent endospore of
nervous tissue and the muscles. These tissues are
about 85 nm thick. Near the anchoring dise (Fig. 12).
destroyed and replaced by the developmental stages of
the thickness of the endospore decreases ta 25 nm. The
the microsporidium.
polar filament is isofilar (Fig. 13) and its diameter is
about 100 nm. It is made up of an anterior rectilinear
Meronts and merogony (Figs. 3-4)
part and of a pasterior coiled part with 12 to 13 coils in
Meronts develop in direct contact with the cytoplasm
one rank. The polaroplast (Fig. 13 ) possesses an anterior
of the host cells and their nuclei are diplokaryotic (Figs.
lamellar part and a posterior vesicular part. The
3-4)_ They are bounded by a thin electron-dense en-
cytoplasm contains numerous free ribosomes forming
velope. The cytoplasm contains sorne free ribosomes,
sometimes chains arround the diplokaryon.
and saccules of endoplasmic reticulum. The densities of
the
nucleoplasm
and
the cytoplasm
are similar.
Merogony is often binary: two diplokarya are first
DISCUSSION
produced and then, the plasmotorny (Fig. 4) gives rise
to two new diplokaryotic meronts.
Ultrastructure
Sporonts and sporogony (Figs, 5-7)
The fine structure of various stages of the species
The beginning of sporogony is marked by the struc-
described here is typical of other Nosema species (Yous-
turaI transformation of the envelope surrounding the
sef and Hammond 1971, Colley et al. 1975. Toguebaye
meront; small dense vesicles appear on the outer surface
and Marchand 1984). The only unusual feature observed
of the envelope (Fig. 5) and form a thick (about 30 nm)
is the structure of the wall of older sporoblast and the
electron dense wall. Thus, the sporonts are bounded by
structure of the exospore.
a thick e1ectron dense wall (Figs. 6-7) ....-hich develops
into exospore of the spore wall.
Taxonomy
Dividing sporonts are common and their nuclei con-
tain spindle plaques made up of an electron-dense pla-
The microsporidium described here belongs in-
que, closely associated with the nuclear membrane
dubitably to the genus Nosema Naegeli. 1857 because
which is depressed (Fig. 6). Under this plaque, in the
it is monomorphic, disporous and ail its stages are
nucleoplasm,
electron-dense
structure,
apparently
diplokaryotic and in direct contact with the host
chromosomes. are present. Each sporont gives rise, by
cytoplasm cell (Sprague 1978, Vavra et al. 1981.
binary fission (Fig. 7), to two diplokaryotic sporoblasts.
Sprague et al. 1992)_
To our knowledge, the following seven species of
Sporoblasts and spores (Figs. 8-14)
Nosema have been described from heteroptera (Lipa
The sporoblasts are diplokaryotic (Fig. 8). Fixed. they
1977, Sprague 1977):
Nosema
adiei Shortt
and
measure about 4.8 um in length and 2.4 um in width.
Swaminath, 1924; Nosema bialovesiana Lipa, 1966 ;
Their surface is irregular and they are more or less
Nosema graphosomae Galli- Valerio. 1924 ; Nosema
elongated. Their cytoplasm becomes opaque and con-
leptocoris Lipa, 1966 ; Nosema nepae Lipa, 1966 :
tains cistemae of endoplasmic reticulum, free ribosomes
Nosema pyrrhocoridis Lipa, 1977 ; Nosema veliae
and early stages of the future polar filament. The wall
Weiser, 1961.
of older sporoblasts is thick and consists of two layers:
Nosema adiei infects the gut, the Malpighian tubules
a thick inner electron-dense layer and an outer layer thar
and the salivary glands of Cimex rotundatus. Its spores
is less dense (Fig. 9). The wall of the future exospore of
measure 3 x 1.7 um (Lipa 1977). Nosema bialovesiana
the spore is about 45 nm thick. The sporoblasts evolve
infects the midgut and the fat body of Nepa cinerae in
directly into diplokaryotic spores.
Poland. Its spores are uninucleate or binucleate and

---

Ultrastructure of Nosema omaniae sp.n. 63

---

64 K. Diarra and B. S. Toguebaye
.:.~
• ,
...il
. i
,.
p;;;
, f

---

Ultrastructure of Nosema omaniae sp.n. 65
Figs. 1-2. Light microscopie appearance of Nosema omaniae . 1 - a sectioned fat body with numerous spores of microsporidium (Bars - 30m 1:
2 - fat body lobe with spores (Bars - 15 urn)
Figs. 3-4. Merogony. 3 - meront with one diplokaryon ( Bar -Ium): 4 - dividing meront (curved arrows) showing two diplokarya (Bar - 1 urnj
Figs. 5-7. Sporogony. 5 - early sporont. The arrows indicate small dense vesicles on the outer surface of the envelope (Bar -1 um): 6-
diplokaryotic sporont with a thick electron-dense envelope. Spindle plaques (arrowheads are observed. In the nuc\\eoplasm. chromosomes are
ï
present (Bar - l um); 7 - onset of the binary fission (curved arrow) of the sporont with two diplokarya (Bar - 1 urn)
Figs. 8-14. Sporoblasts and spores. 8 - sporoblast with one diplokaryon showing an immature polar filament (Bar - J urn): 9 -detail of the wall
of older sporoblast showing two layers: an inner electron-dense layer (IL) and an outer layer that is less dense (OL) (Bar - 0,4 um): 10 - a
young spore. It possesses an anchoring dise. an immature polar filament and a thin endospore (Bar - 1 urn): II - fresh spores (Bar - 5 um):
12 - longitudinal section of a mature spore (Bar - 3 urn): 13 -longitudinal section of a mature spore showing the diplokaryon and the detail of
the polaroplast (Bar - 3 um): 14 - detail of the wall of mature spore (Bar - 1 prn)
Abbreviations: AD - anchoring dise. C - chromosomes. D - diplokaron, EN - endospore, ER - endoplasmic reticulum. ES - envelope of the
sporont, EX - exospore, IFB - infected fat body. IL - innerelectron-dense layer. LP - lamella polaroplast, OL - outer layer that is less.
P - polaroplast. PF - polar filament. VP - vesicular polaroplast
measure 2.8-3.3
X
1.9-2.2 urn. The meronts are
from Graphosomae italicum. Data concerning the in-
uninucleate or binuc1eate and measure 2-5 urn, The
fected tissues and the size of spores were not
given
sporonts are elongated and measure 3-4 um (Lipa 1977.
(Lipa 1977). Nosema leptocoris parasitizes the midgut
Sprague 1977). Nosema graphosomae was reported
epithelium of Leptocoris trivattus of V.S.A. The meronts

---

66
K. Diarra and B. S. Toguebaye
measure 24 um and 1 or 2 nuclei were seen (Sprague
characteristics: difference in its host organisrn: size of
1977). Nosema nepae parasitizes the midgut, the fat
spores; the absence of monokaryotic stages. We believe
body and others tissues of Nepa cinerae in France and
that it is a new species and we propose the name Nosema
in Poland. The sporonts have a larger nuclei and darker
omaniae derived from the generic name of its host.
cytoplasm. The spores are polymorphie, either piriform
or elongated and measure 5-5.5 x 1.5 um (Lipa 1977.
Sprague 1977). Nosema pvrrhocoridis parasitizes the
REFERE:'iCES
rnidgut, the Malpighian tubules, the fate body and the
Colley F.C.. Lie K.L Zaman V.. Canning E.U. (1975) Light and
hemocytes of Pyrrhocoris apte rus. The young schizonts
electron rnicroscopical study of Nosema eurvtremae. J./nvertebr.
Parho/. 26: 11-20
are uninucleate and have 2-3 um in diameter. The
Lipa J. J. (1977) Nosema pvrrhocoridis n. sp .. a new microsporidian
sporonts are elongated and their length is up to 8 um,
parasite of red soldier bug (Pyrrhocoris apterus L.) (Heteroptera,
The spores are diplokaryotic and ovoid, Fixed, they
Pyrrohocoridae). Acta Protozool. 16: 135-]·W
Sprague V. (1977) Systernatics of Microsporidia. In: Comparative
measure 3.0-6.0 x 1.8-3.0 urn (Lipa 1977). Nosema
Pathobiology. Œds. L. A. Bulla. Jr., T. C. Cheng). New- York. 2:
veliae parasites Velia currens in France. It causes the
1-510
Sprague V. (1978) Characterization and composition of the genus
formation of peri-intestinal cysts, then progressive and
Nosema. Miscel. Pub/. Entomol. Soc. Amer. Il: 5-16
massive infection of fat cells and oenocytes, resulting in
5prague V.. Becnel J.J., Hazard E.L (1992) Taxonorny of phylum
microspora. Critical Rev. Microbiol. 18: 285-395
parasitic castration. The small schizonts measure 1.5 urn
Toguebaye B. 5., Marchand B. (1984) Etude ultrastructurale des
and the later larger schizonts measure 2-4 um, The
stades de développement et de la mitose sporogonique de Nosema
henosepilachnae n. sp, (Microspora, Nosematidae) parasite de
spores are polymorphie. Those seen at Banyuls (France)
Henosepilachna elaterii (Rossi 1794) (Coleoptera, Cocci nelli-
are curved and measure 5.5-7 x 3 um. Those seen at
dae ). Protistologica 20: 165-179
Caen (France) are more regularly ovoid. The macro-
Vavra J .. Canning E. C .. Barker R. J., Desportes LI 1981) Characters
of microsporidian genera. Parasitology 82: 131-142
spore measure 9-11 urn in length (Sprague 1977).
Youssef N. N.. Hammond D. \\1. (1971) The fine structure of the
None of these Nosema has been described by electron
developrnental stages of microsporidian Nosema apis Zander,
Tissue & Cell 3: 283·294
microscopy: it is not possible to compare their fine
structural features. The Nosema species described here
differs from these seven species by three fundamental
Received on 6th June. 1994: accepted on 13th October. 1994

---

ACTA PROTOZOOLOGICA
VOL. 29, No. 2, pp. 163-168 (1990)
Etude d'une infection microsporidienne naturelle chez Anopheles
gambiae Giles (Diptera, Culicidae), moustique vecteur du
paludisme au Sénégal
K a r a m 0 k 0 DIA RRA et B h e n S. T 0 GUE B A Y E
Laboratoire de Parasitologie, Département de Biologie Animale, Faculté des
Sciences, Université C. A. DIOP de Dakar, Dakar, Sénégal
Receiueâ on 8th May, 1989
Synopsis.
La
microsporidie Vavraia sp. (Microspora, Pleistophoridae)
a été trouvée chez des larves de Anopheles gambiae (Diptera, Culici-
àae) récoltées à Dakar (Sénégal, Afrique de l'Ouest). Elle détruit essen-
tiellement le tissu adipeux. Tous ses stades de développement sont à
noyaux isolés. Les plasmodes sporogoniaux subissent, dans des vésicu-
les sporophores, une plasmotomie et des divisions multiples en rosette
pour donner des nombreux sporoblastes, Les vésicules sporophores ont
une enveloppe épaisse. Elles contiennent souvent 8, 16 ou 32 spores. De
grands nombres de spores sont parfois observés. Ces spores sont ovoides
et mesurent 6,40 à 7,90 um de long (moyenne 7,08 ± 0,19 um) sur 4,60
à 6,20 um de large (moyenne 5,50 ± 0,17 [lm).
Les microsporidies infectent de nombreuses espèces des moustiques.
Elles se transmettent aussi bien par la voie orale que par la voie trans-
ovarienne et jouent un rôle important dans la réduction des populations
naturelles des moustiques (Wei s e r et Pra s e r t ph 0 n 1981). Selon
de nombreux auteurs, dont K e Il y et al. (1981), Ca n n i n g (1982) et
Va v r a et al. (1984), ces microsporidies présentent un intérêt certain
en lutte biologique.
Les prospections effectuées chez des moustiques de la région de Da-
kar nous ont permis de trouver une microsporidie chez Anopheles gam-
biae, vecteur du paludisme au Sénégal. Dans ce travail, nous décrivons
(en microscopie photonique) les lésions occasionnées par cette microspo-
ridie ainsi que son cycle de développement.

---

164
K. DIARRA ET B. S. TOGUEBAYE
Matériel et techniques
Les larves de Anopheles gambiae ont été récoltées dans les plans d'eau de la
région de Dakar (Sénégal, Afrique de l'Ouest). Sur 121 larves disséquées, 8 hé-
bergeaient une microspor idie au niveau de leur tissu adipeux, soit un taux de
parasitisme de 6,6%. Les lésions tissulaires provoquées par la microsporidie et
les différents stades de son cycle de développement ont été étudiés en microsco-
pie photonique. Les tissus adipeux infectés ont été fixés au Carnoy, puis colorés
à l'Azan de Heidenhain. Les frottis des stades de développement de la microspo-
ridie ont été colorés au Giemsa.
Résultats
Histopathologie
Les larves infectés ne présentent aucun signe clinique extérieur. Des
coupes histologiques réalisées chez ces larves révèlent que la microspo-
ridie infeste essentiellement le tissu adipeux. L'accumulation des spores
dans les cellules adipeuses provoque l'hypertrophie de celle, puis leur
désagrégation. Le tissu adipeux est alors transformé en une aggrégation
de masses plus ou moins désorganisées (Pl. 1 1).
Les stades de développement
Les mérontes et la mérogonie (Pl. 1 2-5)
Les stades mérogoniaux sont des éléments plurinucléés (plasmodes
mêrogoniaux) mesurant en moyenne 7 à 21 um de diamètre. LeU!' cyto-
plasme est plus ou moins clair et leurs. noyaux sont souvent en division
(Pl. 1 4, 5). Des plasmodes mêrogoniaux à 3, 4, 8, 16, 22 et 26 noyaux
isolés ont été observés (Pl. 1 2-5).
Les sporontes et la sporogonie (Pl. 1 6-8)
En fin de mérogonie, chaque plasmode mérogonial se retracte dans
une vésicule sporophore et devient ainsi un plasmode sporogonial (Pl.
1 6). Les plasmodes sporogoniaux sont plurinucléés et leur diamètre va-
rie entre 10 et 22 um. Leur cytoplasme est souvent dense et intensément
coloré. Ils subissent une plasmotomie et des divisions multiples en roset-
te (Pl. II 7, 8).
Les sporoblastes et les spores (Pl. II 9-14)
Les sporoblastes sont unincléés et souvent au nombre de 8, 16, 32 ou
parfois plus de 32 dans une vésicule sporophore (Pl. II 9, 10). Ils sont

---

MICnOSPOnIDIE O'ANOPHELES
IGü
- - - - - - - - - - - - - - - - -
d'abord sphériques puis s'allongent et se transforment directement en
spores. Les spores sont ovoïdes et uninucléées (Pl. II 11-13). Elles me-
surent 6,40 à 7,90 um de long sur 4,60 à 6,20 um de large (moyenne
7,10 ± 0,19 X 5,50 ± 0,17 um). Les vésicules sporophores ont une enve-
loppe épaisse (Pl. II 14).
Discussion
L'examen histologique des larves atteintes montre que le tissu adi-
peux est souvent totalement détruit. Ceci prouve que le développement
de la maladie dans ce tissu est trop rapide pour permettre une régénéra-
tion compensatrice des adipocytes.
La microsporidie responsable de cette maladie est polysporée, sa spo-
rogonie se déroule dans une vesicule sporophore et tous ses stades de
développement sont à noyaux isolés. Deux genres de microsporidies pré-
sentant ces caractères sont connus chez les mousiques. Ce sont les gen-
res Pleistophora Gurley, 1893 et Vavraia Weiser, 1977 (C ha pm a n et
Kellen 1967, Pillai 1974, Canning et Hazard 1982).
Selon Ca n ni n g et Ha z a r d (1982), les critères génériques des
Pleistophora et des Vavraia sont les suivants.
Pleistophora: noyaux isolés à tous les stades de développe men t; sta-
des mérogoniaux limités par une paroi épaisse qui sera à l'origine de
l'enveloppe de la vacuole sporophore; division des plasmodes mérogo-
niaux par plasmotomie; sporogonie généralement polysporée se dérou-
lant dans une vésicule sporophore et se faisant par divisions successives
-du plasmode sporogonial pour donner des sporoblastes uninucléées qui
évoluent en microspores et en macrospores..
Vavraia: noyaux isolés à tous les stades; stades mérogoniaux limités
par une membrane plasmique recouverte d'une paroi amorphe qui sera
{\\ l'origine de l'enveloppe de la vacuole sporophore; division des méron-
-tes par plasmotomie ou par division multiple; sporogonie se déroulant
dans une vésicule sporophore et se faisant par division multiple en ro-
sette du plasmode sporogonial pour donner des sporoblastes uninucléés
.qui donnent un seul type de spores.
Certains auteurs ne sont pas d'accord avec ces critères. Ainsi par
exemple, F a y e et al. (1990), après des observations faites chez Pleisto-
phora senegalensis, pensent qu'il est délicat de garder comme critère
générique chez les Pleistophora, la double séquence sporogonique qui
-donne à la fois des microcpores et des macrospores. La r s son (1986,
1988), après des observations faites chez Vavraia holocentropi, propose
qu'Il faut supprimer de la diagnose du genre Vavraia le caractère "sporo-

---

16G
K. DIARRA ET B, S. TOGUEBAYE
gonie par division multiple en rosette" et y ajouter le caractère "sporo-
gonie aboutissant à la formation de microspores et de macrospores".
Comme on peut le constater, les critères génériques chez les micro-
sporidies font encore l'objet de beaucoup de débats. En tout cas, la mi-
crosporidie trouvée chez A. gambiae que nous venons de décrire pré-
sente les caractères des microsporidies du genre Vavraia tel qu'il a été
défini par C an n in g et Ha z a r d (1982).
A l'heure actuelle, a notre connaissance, seules 3 espèces de micro-
sporidies du genre Vavraia ont été décrites. Ce sont: Vavraia culicis
Weiser, 1974, Vavraia cyclocypris Voronin et Melnikova, 1984 et Vavra-
ia holocentropi Larsson, 1986.
V. culicis se développe chez de nombreuses espèces de moustiques
dont Aedes aegypti, A. taeniorynchus, Aedes triseriatus, Anopheles al-
bimanus, A. dureni, A.
jranciscianus, A. gambiae, A. quadrimaculatus,
A. stephensi, A. triseriatus, Culex fatigans, C. pipiens (hôte type), C. pi-
piens quinquefasciatus, C. salinarius, C. tarsalis, C. territans et Culiseta
longiareolata (Wei se r et Col u z z i 1972, S pra gue 1977, Wei se r
1977, K e Il y et al. 1981, Ca n n i n g et Ha z a r d 1982, Pur r i n i et
al. 1986). Cette espèce produit des spores ovales dont les dimensions
varient légèrement selon les espèces hôtes. Chez A. gambiae plusieurs
dimensions ont été notées: 3,7 X 2,2 J.1m (microspores vivantes), 4 X
X 2,6 um (microspores en frottis), 4 X
2,5 um, 5,1 X 3,7 !lm (macros-
pores en frottis), 5,9 X 3,7 (macrospores). Chez Culiseta longiareolata
les dimensions suivantes ont été notées: 3,8-4,8 X 2,4 J.1m (Wei s s e r
et Col u z z i 1972, S pra gue 1977).
Vavraia cyclocypris a été décrite par V 0 r 0 ni n et Mel n i k 0 v a
(1984) chez un Ostracode, Cyclocypris ovum. Ses vacuoles sporophores
ont une enveloppe fine et ses spores mesurent 3,4 X 1,7 um (3,3-3,5
J.1m X 1,6-1,8 um),
Vavraia holocentropi a été signalée chez un Trichoptère, Holocentro-
pus dubius (L ars son 1986). Sa sporogonie se fait par fragmentation
du plasmode sporogonial et aboutit à la formation de microspores (1,7-
1,8 X 2,2-3,0 um) et de macrospores (2,0-2,1 X 3,8-6 um),
V. cyclocypri et V. holocentropi peuvent être séparées définitivement
de notre espèce cae elles diffèrent d'elle par des caractères fondaman-
taux tels que "polymorphisme sporal", et "vacuole sporophore à enve-
loppe fine". Par contre V. culîcis, ne diffère de notre espèce que par la
taille de ses spores. Ce caractère discriminant est insuffisant pour créer
une nouvelle espèce. C'est pourquoi nous appelons momentanément la
microsporidie trouvée chez Anopheles gambiae du Sénégal Vavraia sp.

---

MICROSPORIDIE D'ANOPHELES
167
- - - - - - - - - --
REMERCIEME~TS
Ces recherches ont bénéficié d'un soutien finan,;::ier du Programme special
PNUDlBanque mondiale/OMS de recherche et de formation concernant les mala-
dies tropicales.
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SUMMARY
The microsporidia Vavraia sp, (Microspora, Pleistophoridae) was found in larvae
of Anopheles gambiae (Diptera, Culicidae) collected in Senegal, It destroyed the
adipose tissue. All its developmental stages had isolated nuc1ei. Sporoaonial plas-

---

168
K. DIARRA ET B. S. TOGUEBAYE
modia underwent plasmotomy and multiple fission by rosette formation into nu-
merous spororoblasts within spotophorous vesicles. The sporophorous vesicle has
a thick wall. They usually contained 8, 16 or 32 spores. Sometimes large numbers
of spores were observed. The spores were ovoid and measured 6.40-7.90 urn
4.60-6.20 um (mean 7.08 ± 0.19 um .: 5.50 ± 0,17 urn).
EXPLICATIO~ DE PLANCHES I-II
La microsporidie Vavraia sp.
1: Tissu adipeux totalement envahi. Les points noirs correspondent aux stades de
développement de la microsporidie (X450)
2-5: Plasmodes rnèrogoniaux. 2 -
plasmode à 3 noyaux (.< 1500), 3 -
plasmode
à 4 noyaux (X 1200), +-5 -
plasmodes plurinucléés dont certains noyaux sont en
division (têtes de flèche) (X 1200)
6-8: Plasmodes sporogoniaux (X 1200). 6 -
formation de la vacuole sporophore
(VS), 7-8 -
division des plasmodes sporogoniaux. L'enveloppe de la
vacuole
sporophore (têtes de flèche) est épaisse
9-10: Vacuoles sporophores contenant des sporoblastes uninucléés dont le nombre
varie (X 1200)
11-13:
Vacuoles
sporophores
contenant 8, 16 et environ 32 spores
uninucléés
(X1200)
14: Vacuole sporophore vivante. Son enveloppe (EV) est épaisse (X120Q)

---

ACTA PROTOZOOL. VOL. 29, No. 2
PLANCHE 1
K. Diarra et B. S. Toguebaye
auctores phot.

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ACTA PROTOZOOL. VOL. 29. No. 2
PLANCHI' Il
-
11
.ti.
12
K. Diarra ct B. S. Togucbayc
auctores phot.

---

Europ. J. Proristol. 27, 134-140 (1991)
European Journal of
June 21, 1991
PROTISTOLOGY
On the Development Cycle and Ultrastructure of
Vavraia culicis Weiser, 1947 (Microsporida,
Pleistophoridae) with Comments on the Taxonomy
of the Genus Vavraia Weiser, 19771
Karamoko Diarra and Shen Sikina Toguebaye
Laboratoire de Parasitologie, Département de Biologie Animale, Faculté des
Sciences, Université C. A. Diop de Dakar; Sénégal
SUMMARY
Vavraia culicis was studied using light and electron rnicroscopy. The hosts were larvae of
Anopheles gambiae collected in Senegal. Merogonial and sporogonial plasmodia had isolated
nuclei. A thick amorphous coat was formed externally ra the plasma membrane of the
merogonial plasmodium, which developed into the envelope of the sporophorous vesicle.
Division of merogonial and sporogonial plasmodia occurred by plasmotomy. Only one type of
spores was produced. The polar filament was anisofilar. Meiosis was not observed.
Introduction
previous study [6], this microsporidium was idenrified as
Vauraia and its life cycle has been described by using light
Numerous microsporidia belonging to the genera Nose-
microscopy. The ultrastructural features of this Vauraia,
ma Naegeli, 1857, Thelobania Henneguy, 1892, Pleisto-
which is in fact Vavraia culicis Weiser, 1947, are given.
phora Gurley, 1893, Duboscqia Pérez, 1908, Parathelo-
This ulrrastructural srudy gives an opportuniry to reeval-
bania Codreanu,
1966,
Amblyospora
Hazard
and
uate the diagnostic characters of the genus.
Oldacre, 1975, Hyalinocysta Hazard and Oldacre, 1975,
Pilosporella Hazard and Oldacre, 1975, Culicospora
Weiser, 1975, Hazardia Weiser, 1977, lssia Weiser, 1977,
Material and Methods
Vavraia Weiser, 1977, Edhazardia Becnel, Sprague, Fuku-
da and Hazard, 1989 and to the group Microsporidillm
Infected larvae of Anopheles gambiae were col1ected from
Balbiani, 1884 have been described in mosquitoes [3,4,5,
pools of Dakar (Senegal, West Africa).
7, 8, 10, 13, 14, 16]. Sorne of them, namely Nosema,
Amblyospora and Vavraia are being thoroughly studied in
Light microscopy. Smears of parasitized specimens were fixed
different parts of the world because they offer sorne
in rnethy! alcohoI and stained with Giemsa. Semithin plastic
embedded sections were srained with toluidine blue solution.
porential for biological control of mosquitoes [1, 2, 9].
During our investigations on mosquitoes from Senegal, a
Electron microscopy. Small pieces of infected tissues were fixed
microsporidia was found in Anopheles gambiae. In a
in 2.5% (v/v) glutaraldehyde in 0.1 M sodium cacodylate buffer
(pH 7.2) at 4 "C for 10-24 h. After postfixation in 1% (w/v)
osmium tetroxide, in cacodylate buffer for 1 h at 4 "C, the
specimens were dehydrated in ethanol, cleared in propylene oxide
1 This investigation received financial support from the UNDP:
and embedded in Epon. Ultrathin sections were eut on Porter
World bankJ\\X'HO Special program for Research and Training in
Blum MT 1 ultramicrotome, srained wirh uranyl acetate and lead
Tropical Diseases.
citrate and examined under a Jeol 100 cx Il microscope.
0932-4739/91/0027·0134$3.5010
© 1991 by Gustav Fischer Verlag, Srurrgarr

---

Ultrastructure of vauraia culicis . 135
Observations
4.50 ± O.L6 um), Sporophorous vesicles can contain 8, L6,
32 or more spores (Figs. 6, ", L9).
Histopathology
Young spores (Fig. 23) have a spherical nucleus and a
posterior vacuole containing electron dense marerial. The
The microsporidian develops in adipose tissue (Fig. L)
polaroplast, the endospore and the polar filament are
and in the muscles (Fig. 2). In case of strong infestations,
being formed.
the tissues are entirely destroyed and replaced by the
The mature spores (Figs. 24,25) have an opaq~e
successive developmental stages of the microsporidium.
cytoplasm and a large posterior vacuole. The exospore IS
thin and regularly undulating, The endospore is ~etween
Meronts and Merogony
110 nm and 150 nm thick, except at the anchoring dise
The merogonic stages (Figs. 3, 8, 9) are plasmodial with
where it is only 50 nm thick.
several unpaired nuclei, They are in full contact wirh the
The polaroplast (Fig. 26) possesses an anterio~ lamell~r
cytoplasm of the ho st cell. Their cytoplasm is rich in
part and a posterior vesicular part. The polar fI1ame.n~ IS
ribosomes but very poor in endoplasmic reticulum. They
anisofilar (Figs. 23,25,27) with 12 to 13 coils compnsl.ng
are surrounded by a plasma membrane covered by a thick
8-9 anterior wide coils (120 nm) and 3-4 posterior
layer of e1ectron dense material (Figs. 8, 9, 12). The
narrow coils (70 nm). The transverse section of the polar
thickness of the electron dense coat varies berween 80 nm
filament (Fig. 28) coils shows the same organisational
and 150 nm depending on rnaturiry of the meront. Divi-
structure as in the sporoblast but the various layers have
sion of plasmodia occurred by plasrnotomy (Fig. 9).
evolved further. The central opaque axis is now composed
of two dark layers separated by a thin clear zone. Radiant
striations can be seen in the intermediate c1ear zone. The
Formation of the Sporophorous Vesicle and
outer laver remains with the sarne structure. At its anterior
Sporogony
part, th~ polar filament is slightly swollen and abuts on the
At the end of merogony, the plasma membrane of
anchoring disc which is enclosed in a short polar sac.
merogonial plasmodia retracts from the ~all (Figs. 1O? Il,
13, L4), thus leaving a clear space which progressively
exrends, The sporophorous vesicle (Fig. 15) is thereby
Discussion
formed, conraining a sporogonial plasmodium (Figs.
Il, 16). Its envelope, which is the former merogonial
Characters of V. culicis
plasmodium wall, and its matrix are then rearrang~d
At the present stage of our knowledge, only three species
during sporogony. Indeed, at the end of the sporogenesis,
of Vauraia have been described, namely: Volvraia culicis
the envelope becomes smooth and reorganizes into rwo
Weiser, 1947, Vavraia cyclocypris Voronin and Melni-
opaque layers separated by a c1ear layer (Fig. 20) while the
kova, 1984 and Vauraia holocentropi Larsson, 1986.
granular rnarrix, from the isolation of sporoblasts, con-
V. culicis infects several mosquito species, including
tains a few opaque and globular vesicles (Figs. 18, 19).
Aedes aegypti, Aedes taeniorbynchus, Anopheles albima-
Within the sporophorous vesicle, the division of the
nus, Anopheles dureni, Anopheles [ranciscianus, Ano-
sporogonial plasmodium occurs by plasmotomy. Indeed,
pheles gambiae, Anopheles quadrimaculatus, Anopheles
the sporogonial plasmodium divides stepwise through
stephensis, Anopheles triseriatus, Culex [atigans, Culex
mulrinucleate segments (Figs. 4, 17) into many uninucleate
pipiens (type host), Culex salinarius, Culex tarsalis, Culex
sporoblasts (Fig. 18). Synaptonernal complexes were never
territans and Culiseta longiareolata. It produces oval
observed during sporogony.
spores, the dimensions of which vary slightly depending on
their hosts. The following dimensions were noted In
Sporoblasts
Anopheles gambiae: 3.7 x 2.2 urn (living microspores),
Sporophorous vesicles contain 8, 16, 32 or sometimes
4.0 x 2.6 um (microspores in smears), 5.1 x 3.7 urn and
more than 32 sporoblasts (Figs. 5, 18). They are uninu-
5.9 x 3.7 um (macrospores). ln Culex pipiens, the spores
cleare. The cytoplasm shows the beginning of a polar
measure 4 X 2.5 urn and in Culiseta longiareolata they are
filament (Fig. 21), which arises from an aggregate of
3.8-4.2 urn long and 2.4 um wide [5, 9, 16, 17]. Canning
e1ectron dense material, considered by
and Hazard [5] have examined this species through
severa] authors to
be the Golgi appararus. The immature polar filament has a
electron microscopy in Anophèles stephensis, Anopheles
globular anchoring disc (Fig. 22). The transverse sections
quadrimaculatus and Anopbeles albimanus. They put in
through the polar filament coils show a central opaque
evidence rhat sporogony occurred by multiple division
axis, an inrerrnediare c1ear layer and a dense surface coat
with rosette formation and produced one type of spores
surrounded by a unit membrane (Fig. 27). Sporoblasts
having anisofilar polar filament with 15 coils.
become spores.
Our observations pointed out thar, in A. gambiae, the
sporogony of V. culicisis done by plasmotomy (division of
Spores
the sporogonial plasmodium into sporoblasts occurred by
stepwise separation into progressively smaller segments)
The spores of V. culicis of Dakar are uninucleate and
and
produces
only
one
type of spores
measuring
ovoid in shape. They measure 6.40 to 7.90 um in length
7.08 ± 0.19 um X 5.51 ± 0.17 um and having 12 to
and 4.60 to 6.20 um in width (average 7.10 ± 0.19 urn X
13 coils.

---

136 . K. Diarra and B. S. Toguebaye
......
" .
•,!tl . . .~
~
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•
.w.
5

---

Uitrastructure of Val-raia culicis . 137
~
17
Figs. 12-15. Formation of the sporophorous vesicle and of rhe envelope of rhe sporogonial plasmodium. - Fig. 12. Envelope -
of a
merogonial plasmodium. C = amorphous coat; P~1 = pla smic membrane; W = \\\\'all, x 80000. - Fig. 13. Wirhdrawal of rhe plasma
membrane (arrows) of rhe sporogonia! plasmodium leaving clear space, x 54000. - Fig. 14. lncornplere rhickening (arrows) of rhe
cnvelopc of sporogonial plasmodium, x 54000. - Fig. 15. Complerely rhickened cnvelope of rhe sporogonial plasmodium wirhin rhe
sporophorous vesicle (SV). EV = envclope of rhe sporophorous vesicle, x 54000. - Fig. 16. Plasmorornv of rhe sporogonial
plasmodium. N = nucleus, x 10000. - Fig. 1-. Division of rhe sporogonial plasmodium by plasmorornv, x 8000.
vauraia culicis is therefore a species which has a wide
produce a plasmodium wirh 32 nuclei and pansporo-
host range arnong rnosquiroes and its characters vary
blasts wirh persistent or subpersisrenr membranes and
widely according to the host species.
32 spores.
Canning and Hazard [5], afrer a srudy by electron
microscopy of Val'r,lia culicis, a type species of the genus,
Diagnosis of the genus V,wraia
have redefined the diagnosis of Val'raia as foilows:
According ra Weiser [16], the diagnosis of this genus is
- Nuclei are unpaired throughout merogony and spo-
as follows: uninuclcare sporonts divide five times and
rogony. Meiosis is absent .
• Fig. I. lnfecred adipose tissue wirh sporophorous vesicles conraining spores, x 120. - Fig. 2. Infccred muscle tissue wirh rnixed
plasmodial and sporogonial stages, x 300. - Fig. 3. Merogonial plasmodium, x 250. - Fig. 4, Sporogonial plasmodium dividing by
plasmororny. SV = sporophorous vesicle, x 250. - Fig. 5. Sporophorous vesicle with devcloping sporoblasrs, x 250. - Fig. 6. Spo-
rophorous vesicle wirh 16 mature spores, x 250. - Fig. 7. Frcsh sporophorous vesicle wirh mature spores, x 400. - Fig. 8. Mero-
gonial plasmodium, N = nucleus, x 7150. - Fig. 9. Mcrogonial plasmodium at the onser of plasrnororny. N = nucleus, x 9600.-
Fig. 10. Firsr stage of the formation of sporophorous vcsicle. The plasma membrane retracrs (arrows) from rhe wall. N = nucleus,
x 8700. - Fig. Il. The sporophorous vesicle is formed. Ir conrains a sporogonial plasmodium. N = nucleus, x 12000.

---

138 . K. Diarra and B. S. Togucbaye
Fig. 18. Sporoblasts within a sporophorous vesicle. Note the presence of rwo globular vesicles (arrows), x 8000. - Fig. 19. Sporo-
phorous vesicle wirh young spores. The arrow indicares a globular vesicle, x 8000. - Fig. 20. The envelope (EV) of a mature
sporophorous vesicle, Ir is reorganized as a double-layercd structure, x 50000. - Fig. 21. A sporoblasr, GA = Golgi appar arus; N =
nucleus, PF = polar filament, x 20000. - Fig. 22. Anrerior part of a sporoblasr showing the anchoring dise (AD), x 75600. -
Fig. 23. A young spore. N = nucleus; P = polaroplast; PF = polar filament, x 20000.

---

Ulrrasrructure of V<lL'r,li<l culicis
. 139
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Figs. 24 and 25. Longitudinal sections of spores. The spore of Fig. 27 shows anisofilar polar filament with 8 widc coils and 3-4 narrow
coils, x 34500. - Fig. 26. Anterior end of a mature spore showing details of the anchoring dise (AD) and of the polaroplasr. LP =
larnellar polaroplast; n = nucleus; VP = vesicular polaroplasr, x 40 500. - Fig. 27. Transverse sections through the young polar
filament coils, x 53 000. - Fig. 28. T ransversc sections rhrough the mature polar filament coils, x 53 000.

---

140 . K. Diarra and B. S. Togucbavc
- Meronrs are surrounded bya plasmalemrna and J thin
4 Bccncl J. J., Sprague V., Fukuda T. and Hazard E. I. (198Y1:
layer of arnorphous nurcnal, secrered exrernally. The
Dcveloprncnr of fdhû;:,lrdhl aedis .Kudo, 1930
N. G.,
arnorphous COJt becornes the cyst WJII.
N. Comb. (Mirrosporid.r: Arnblyosporid.ic in the mosquito
- Division of rneronrs occurs bv plasrnotornv and also
Acdcs Jegypti (L.) (Diptera: Culicidac'. J. Prorozool., 36.
119-130.
by multiple fission.
5 Canning E. U. and Hazard E. I. (19)12): Gcnus Pleistophor.i
- The sporogonial pl.isrnodium undergoes multiple
Gurlcy, 1893: an avsernblugc of at lc.ist rhrce genera.
fission by rosette formation into uninuclcate sporoblasts.
J. Protozool., 29, ]9-4Y.
Only one type of spores is produced.
6 Diarra K. et Togucbaye B. S. (1990): Etude d'une infection
- Sporophorous vesicles usually conrain
8,
16 or
microsporidicnne naturelle chez Ancpbclcs gJl1lvI.Je Giles
32 spores; larger numbers are also possible.
(Diprera, Culicidac), moustique vecteur du paludisme au
Larsson [12] proposed the modification of the diagnosis
Sénégal. Acta Prorozool., 29. 163-168.
given by Canning and Hazard [5j in the following way:
7 Hazard E. 1. and Oldacre S. W. (\\ 975\\: Revision of Micro-
delerion of "rosette-lib? division in sporogony" and
sporida .Prorozo.i) close ro Thelohania, wirh descriptions of
one new farnily. eighr new genera and thirtecn new specics.
addition of "sporogony comprises production of nurner-
U.S. Dep. Agric. Tech. Bull., /530, 1-104.
ous microspores and a 5Il13l1er number of macrospores,
8 Issi 1. V. and Pankova T. F. (1YS3): .\\ new lssi.t globuliter :
polar filament anisofilar'.
sp, n.
(Noscmaridac.,
from
Anopbclcs
m.iculipcnnis.
Our observations poinred out thar sporogony is done by
Parasitologia, /7. 189-194.
plasmotomy and produces only one type of spores.
9 Kelly J. F., Anthony D. W. and Dill.ird C. R. ! 19811:
The diagnose of the genus Yauraia given bv Canning
A laborarory l'valuation of the rnicrosporidian 'i/Jl'r.JÙZ culicis
and Hazard [5J is suggesred ra be rnodified in the following
as ail agent for mosquito control. J. Invcrtcbr. Parhol., 3-,
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reference ro sexua1ity. J. Protozool., 34. 313-322.
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Key IVords: Vavraia Clllicis - Ultrastructure - '\\licrosporidia - Culicidae
Bhen S. Toguebaye, Département de Biologie Animale, Faculté des Sciences, Université C. A. Diop de DJkar, Dakar, Sénégal

---

Study on Amblyospora tritaeniorbyncbi
n. sp.
(Microsporida, Amblyosporidae) parasite of Culex
tritaeniorhynchus Giles, 1901 (Diptera, Culicidae)
with reference to sexuality
Kar.unoko DIAI{J{A &
Bhen Sikina TOG UEBA YE
1riarm. K. &- Togucb.rv«. B. S. 19')2. SlUU\\ on Amblvos., 'd trüacniorhvncbi n."p. (.\\liuo-
sporida, Amblv-oporidac I p~1 rasile of Cule» tritacn iorbvn, .,:ISC; iles. 1(JI) 1 t l liplera. Cul icid.u-)
with refere-nce to sL'"uality. J. .-V-". /.001. ]()(): '171-~~S
.4I1lhIVOSI)()/'{I trttacniorhvuchi n sp. is .1 new l1liu()"por:,::,in para..,ite of the mosquito Culex
tritaeuiorhvncbus t Diptcra. Culicidac ). lt infects the auip' .~;,' rls.,;ue of larvae and adults of hoth
sexes. Gamctogenesi«. plasmogarny, nlerogony and il,. .xtosporoblastic sporogony were
studicd hv 1ight and electron rnicroscopy. The mci. ,,:, 'res are barrel-shapcd in Iorm,
uninuclcate. huploid und mensure H.'lO ± 0.1.3li111 X 6 ..32:= . I,l) urn. The polaroplast is larnellar
and the polar filament b .misofilar with H.'l to 9.5 coils. T;~,' large rnctabolic granule" present
xmall electron clear vcxiclc-;
Etuck: dAll1hlyospora tritacniorhynchi n, SI). t Microsp., ..... ia. Amblyosporidaeï parasite dl'
Culex tritaeniorhvnchus Giles. 1901 ïDiptcra, Culicidac
mise en étidence de la sexualite-
Ambivospora tritacniorbinchi est une nouvelle micros!" "[die parasite du moustique Cl/lex
tritaeniorbvncbuss Diptera. Culicidae ). Elle parasite le lis,., .idipeux des larves et adultes des
deux sexes. La gamélogenl'sc. la plasrnogarnie, 1:.1 mérog(':-rc' et la sporogonie octosporoblas-
tique ont ète: étudiées en microscopie photonique et c-:èctronique. Les méiospores sont
uninucléécs. haploïdes. en l'arille de baril et mesurent 8. ~,: ± O.131Im X 6 ..32 ± 0,0<) um, Le
polaroplasn- est lamellaire et le filament polaire est ani-« :-::alre avec H,S ;l 9,::; tours de spire.
Les gros granules metaboliques présentent des vésicule- c;~tires aux électrons.
Key words: '.licrospora. Amblyospora tritaeniorbyncbi, i.ltrastructure, sexuality. Culicidae,
Sénégal
K. Diarra & B. S. Toguebaye, Laboratoire de Parasitologie Département de Biologie Animale,
Faculté des Sciences. Université Ch. A. Diop, Dakar, Sénl'pl.
INTRODUCTION
The present paper describes a new
species observed in C tritaenioryncbus.
Investigations undertaken on rnos-
quitoes of Dakar region (Senegal) re-
vealed the presence of a microsporidium
MATERIAL AND METIIODS
of the genus Amblvospora Hazard and
Oldacre, 1975 in Culex tritaeniorbyn-
Infected larvae of Culex tritaenior-
chus larvae and adults ofboth sexes. The
byncbus Giles, 1901 (Diptera, Culicidae)
Amblyospora
are polymorphie and
were collccted in a brackish pool in
cause manifest infection in larvae ofboth
Dakar Zoological Park (Senegal, West
sexes. The criteria generally used for
Africa).
their identification are the characteristies
of their octosporoblastic sporogonial
For light mieroscopy, smears of in-
stages.
fected larvae were stained with Giernsa's
solution.
For electron microscopy, small pie-
©
1992 AGAR Publishers
ces of infected tissues were fixed in 2.5%

---

472
.I(){R.\\AL (JF ArNicAS /,()(Jf.( )(,'}
f()<)«())
/(/:1'{ F /lI: /,()( JL(J(1IF iIFRICH.\\J:'
(VIV) glutaraklchydc in 0.1 M sodium
gamonts .ind the g.unetcs wcrc in direct
cacodylate buffer (pl l 7.2) at "laC for 10-
contact with the cytoplasm of their host
24 h. Al'ter washing in buffcr and post
cells.
fixation in 1ü/b (W/V) osmium tctroxidc,
in cacodylate buffer for 1 h at 4aC, the
\\X!e IU\\'e observee! thar the garnctcs
pièces were washcd, thcn dchydratcd in
are often couplcd (Figs 3.
Il).
Binu-
ethanol. cleared in propylene oxide and
eleate cclls ( Fig. ,~ ) may reprcscnt the
ernbcdded in epon. L'Itrathin sections
stage tollowing cytoplasmic fusion of
were eut on a
Porter Blum
MT1
gametes ( plasmogarny). The lWO nuclei
ultra microtome, staincd with
uranyl
of these l'cils fuse to form
urunucleate
acetate and lead citrate and cxamined
cells considcred lo he zygotes ( Fig. =)).
using a Jeol 100 ex microscope.
The nucleus of thcxe zygotes thereafter
undergoes a simple mitosis and the two
nuclei ensuing of this division
come
RE8ULTS
togcther to form a di plokaryotic rueront
( Figs. 6. 1.2>.
Gametogenesis and plasmogamy
Merogony
Exarnination by light and electron
microscopy of infected larvae revealed
Meronts were
recognised as di-
plurinucleate plasrnodia dividing by
plockaryotic cells also in direct contact
multiple fission ( Figs. 1. 9 ). The nuc1ei
with the cytoplasm of the host cell and
of these plasmodia are unpaired. The
bounded by a simple plasma membrane.
cytoplasm contained numerous free ri-
Their cytoplasm was dense and contains
bosomes and was surrounded by a
nurnerous cisternae of rough endoplas-
simple plasma membrane (Fig. 9 ). The
mic reticulum to which many ribosomes
division of these stages. believed to be
are attached (Figs. 6, 7. 12. 13).
gamonts, gave rise to uninucleate game-
tes ( Figs. 2, 10). These gametes were
Meronts with two diplokarya (Figs. 7,
small, ovoid and have uniformly simple
13 ) undergo binary division to give rise
plasma membrane. Their cytolasru has
to two new meronts each with a single
numerous free ribosomes (Fig. 10). The
diplokaryon, or, through one or severa!
1
3
.,
r
,
.. •t
•
1tf-6
7
Fig. 1-8. Developmental stages of Amhlyospora tritaeniorbvncbi in larvae of C. tritaeniorbvncbus . Ail are
Giernsa- stained (Bars: 10 urn) (l) Dividing gamont: (2) Gamete: <3. -i) Gametes undergoing plasmogarny,
(5) Uninucleate zygote; (6) Diplokaryotic meront; (7) Dividing meront; (8) Sporophorous vesicle with
sporoblasts.

---

[)/,INN,l ,-:. J()(;{ 1:'/i.1}f:' A~(lIl.Y< )';l'( )I{:\\ THlTAF:"I< lI<IIY!\\I:1 Il
·,7.3
fissions of their nuclci, they lxxorne-
wall thickens, the nucleus bccomes
plurinuclcate rucrogonial plasmodia.
polar in position and the polar filament
which will giv« rise, al'ter plasmotomy. to
starts devcloping in the cvtoplasm (Fig.
severa] new diplokaryotic meronts.
16>. The
mature
xporob la st
t hu s
possesscd : a nucleus situatcd at the
Sporogony
a nt er ior pole. an anisofilar
polar
filament showing, in transverse section,
We have ohscrved only the octospor-
a central core, an interrnediate clear layer
ohlastic sporogony. Sorne of the meronts
and a peripheral dense layer (Fig. 17J,
do not divide
and their surface is
sorne posterosornes and a posterior
progressivcly thickened hy deposition of
vacuole
at the
posterior pole, an
a coat of electron-dense matcrial. This
arnorphous
anchoring dise and a very
coat of electron-dense material will
thick wall composed of severa] more or
hecorne the envelope of the sporo-
less electron-dense layers (Fig. 17).
phorous vesicle. The plasma membrane
of the cell retracts l'rom the envelope.
The spores (Figs. 18, 19, 20) were
therehy leaving a clear space in which
uninucleate, barrel-shaped in fonn with
metabolic granules appear. The sporo-
truncated ends and measured 8.50 ±0.15
phorous vesicle containing sporogonial
um in length and 6.32 ± 0.09 urn in width
plasmodium is thus forrned (Fig. 14 ).
(9.50 to 7.50 um x 7 to 5.60 um). The wall
can attain 0.20 um thick. It was compo-
Tubules which appear in the sporop-
sed of a thick, sometirnes undulating
horous vesicle (Figs. 14, 15) dissappear
exospore, with several layers of varying
during sporogenesis. The metabolic
electron
density
and of a clear
granules were of different sizes, The
endospore. The polar filament was anis-
srna l le r ones
w e re
compact and
ofilar with 8.50 to
9.50 coils. The
electron-dense. whereas the bigger ones
uncoiled part and the first coils had a
present some srna ll electron clear
diarneter of about 0.20 um whereas the
vesicles (Fig. 15).
last coils only have 0.10 um diameter.
When evaginated, the polar filament
The carly sporogonial plasmodium
measured approximately 80 um (Fig.
was
binucleate and elongated in form
20). The polaroplast was lamellarand the
(Fig. 14). Its nuclei were separate and in
posterior vacuole weil developed.
each of them, synaptonernal complexes
appear, which indicate the start of meio-
sis (Fig. 14). The meiotic and mitotic
DISCUSSION
divisions of these nuc!ei resulted in the
formation of an octonucleate sprogonial
Taxonomy
plasmodium, which becornes rosette
shaped and divided into eight uni-
Selection of the identification criteria
nucleate and haploid sporoblasts (Fig.
of Aniblyospora spp is hampered by the
16).
existence of sporogonial polyrnorphism
(Andreadis 1983, 1985.1988a; Sweeney
Sporoblasts and spores
et al. 1988; Becnel & Sweeney, 1990;
Dickson and Barr 1990; Lukes & Vavra
Sporoblasts arising l'rom the fragmen-
1990). Nonetheless, we shall use the
tation of the sporogonial plasmodium
criteria defined by Hazard and üldacre
were uninucleate. In the first instance,
(975) and reiterated by Sprague (977),
they have an irregular form and their wall
Weiser (977) and Larsson 0988a).
has the same structure as that of the
sporogonial plasmodium . Afterwards,
Taking into consideration the charac-
these sporoblasts become ovoid, their
teristics
of the
octosporoblastic

---

474
.I0l R,\\>IL OF .tF~lC·L\\ /.OOf.( )(l')
f()(J((J)
~I:TlF ut: /.O()U)( 111:' .IIRI(>II.\\1:'
Fig. 9-13.- Amblyospora tritaeniorhyncbi.sts)) A g.nnont dividing into gametes . 1\\: nucleus (Bar: 31lm);( 10)
A gamete. N: nucleus (Bar: 2Ilm); (11) Partially fused gamètes. I\\: nucleus (Bar: 2Ilm): (12) A dlplokaryonc
nieront. 0: diplokaryon (Bar: 2 urn): (13) A rueront with two diplokarva. D: diplokaryon (Bar: Ium 1.

---

1ilANNA Co ïO(;C ï:ïi.1 vt: A.\\IIlLY( )SI'( )f{A TH IT:\\ F\\ [1 )IU 1Y:\\U Il
sequences stages for the sake of comp.i-
Howcver. the A mhlvospora
of C.
ring the Amblyospora of C. tritaenior-
tritaen iorbvuch us
diJTcrs l'rom these
hvuchus to the 9H other Amblvospora
.
.
three specic.' in structure of sporonts,
described in Culicidae (Spraguc, 1977 ;
sporohlasts. spores and of mctabolic
Lord &: Hall. 19H 1 ; Vavra et al. 19Hcî ;
granules and in absence of tetrasporo-
Toguebaye &: Marchand. 19W;; Kcttlc &
hlast ic sporogony and of mucous
Piper, 19HH; Larsson, 19HHh; Becncl &
ernbedding the rneiospores. Wc think
Swcency. 1990; Dickson &: Barr, 1990;
thar this specics is new and we propose
Lukes &: Vavra. ]1)90), the present spe-
to narne it Amhlyospora tritaeniorbyncbi
cics.
hy the form and sizc of its
n. sp, drawn l'rom the denomination of
meiosporcs ixclosed to A. californ ica, A.
its host.
culicis and A, p,ip,muea .
Sexuality
A mblyospora californ ica (Kcllen &
Lipa, 1(60) Hazard &: o Idacre , 1975,
It is known that sexual stages in
infects oenocytes of male and fernale
Amblyospora
of mosquitoes occur in
larvae as well as the adipose tissue of
male and fernale larval hosts.
male larvae and pupae of the U.S.A.
mosquito
Culex
tarsa lis .
Fresh
In the present work,
stages which
meiospores are oval or ellipsoidal and
were uninucleate and thus differed l'rom
measure 6.8 to 10.4 um long and 5,0 to
the diplokarvotic meronts, were
inter-
6.5 um large, They are embedded in a
prered as gamètes. Coupling of the
thick mu COLIS envelope. The polar fila-
gametes suggesting thar plasmogamy
ment has 12 to 14 coils and the
took place. Gamètes were also observed
polaroplast is lamellar and vesicular.
by
Hazard et a/. (1985), Becnel et al.
Sporonts and early sporoblasts possess a
(1987,
1989), An dre a dis 0988a),
vacuolated cyroplasm. Metabolic granu-
Sweeney et al. (988).
However the
les are dense (Hazard & Oldacre, 1975 ;
garnetes observed here do not have the
Lipa & Bartkowski, 1981).
nipple-Iike structure observed by Ha-
zard et al. ( 1(85) and by Becnel et al.
Amblyospora culicis
Toguebaye &
(987) respectively in
Culicospora
Marchand, 1985 was observed in Culex
magna and in Microsporidium sp. of
quinquefasciatus
in Senegal (West
Aedes aegypti. Gametes of Amblyospora
Africa). Fresh meiospores have an ovoid
culicis and Ambtyosporaconnecttcus do
shape and measure 8.55 ± 0.13 um x 6.46
not have also the nipple-like projection
± 0.08 um . The polar filament has 10 to
(Toguebaye 8.: Marchand, 1986; Andrea-
I l coils and the polaroplast has a lamel-
dis, 1988a).
lar part and a vesicular one. Sporonts and
young sporoblasts possess
dense
where do the gamonts of mosquito's
cytoplasm. The metabolic granules are
Amblyospora come from ? ln a previous
denses (Toguebaye & Marchand, 1985).
paper, Toguebaye and Marchand (986)
had proposed thar gametes arise direc-
Aniblyospora gigantea
(Kellen &
tely l'rom meiospores, since observations
Wills, 1962) Hazard and Oldacre, 1975 is
revealed thar these meiospores had been
a parasite of Culex erytbrotborax in the
hatched within the cells in which then
USA. It infests oenocytes and the adipose
were produced. But Andreadis 0988a )
tissue of male larvae. Meiospores
does not agree
with this hypothesis .
measure 8.10 ± 0.06 um x 5.48 ± 0.04 um.
According to him and to Sweeney et al
The sporogonial plasmodium produces
(988), gametogenesis and plasmogarny
8 or sometimes 4 spores. Not much is
take
place in
Iarval infections of
known of its ultrastructure (Hazard &
Amblyospora
derived from spores
Oldacre, 1975 ; Sprague, 1977).
formed in copepods. According to

---

-!7()
f(){H,\\I11- (JI: :11'1'1<:'1.\\ re» JU )(;)
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18.,.
16
Fig. ]+20_- Amblvospora
IJ"I/(l('lIiorhYllchi.- (I-j) Sporopirorou-. n:sick' (S\\-l conlaining a hinuck-atc
sporogonial plasmodium. The nuck-i (;\\il are sep.rrutcd and xhow synaptoncm.il complexes (SCl_ \\lG:
metabol«: gra nule ; T: tubular formations (Bar:) um i: ( 1':;) Sporophorous vesicle with lolx-d sporogonial
plasmodiurn. '\\ote the tubular extensions (urrows ) of the plasmodium wall. ;\\IG rnetabolic gr;lllutl' : ".
nucleus (Bar: 3Ilm): ( 16) A young and immature spore _AD: anchoring dise: ]\\: nucleus: PF: polar filament
; Pt: posterosome : l'V: posterior vacuole (Bar: Iuru ): (17) Part OLl well-developed sporoblust clo;;L' ln the
wall showing the distinct lavcrs of the immature polar filament. \\\\: wa]] «1.25Ilm);( IH) ;\\lature spore. The
polar filament (PF) has S wide cotis and -l.5 narrow coils, The pol.iroplast (l') is lamellar. E:\\: endospore
; EX: exospore : N: nucleus: P\\-: posterior vacuole ( Illm J: (19) Living mature spores (Bar: -Ilm J:( 20) EjL'cted
polar filament (nrrows ), (Dar: .., um i.

---

1J/ltJ<J<A (~. ti» ;l/;ji.\\} 1:. A\\,II\\LY( )SI'( )\\{A THITAE:\\[( )I{f 1Y~ClII
,IT7
xcvcr.il .uuhors ( Andrcadis. 19H':;. ]9H(>.
---.1l)8?b . .·Imhlrmj)om COIlIll'cliCIIS sp.
19HHa. /1;
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Swccncv el al.
IlJH':;. 19HH;
<.\\ae) : horizontal transmission stlldics
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Dickson &: Barr. J 9l)(); Lukes &: Vavr.r,
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'17X
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Nu'r I I JI: /( )(iux ,II: .1/-A'I(,:1/\\1:'
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~TL'. 11)7') (\\linu"pura. Till'Iollanii-
Î<JS:;. lntcrrm-di.u;: IlIl.,t fur an .1111-
d~IL' J, with dl'''uiplil ln of tWI) .,[x'ciL'''.
IJ/)'fJ"jJura "P (\\11Lnl"p()LI) II1kctin;..:
Svs! fJarasilulugr.
Il: 5-1-
thL' Illo"qull r J.
culc» a nnulirostris.
l.ipa . .1 .1 & BartkO\\\\"ki,.1 1I)H 1. l.iuht .ind
/. lnrertcbr. Pathet. Il): I)H·I ()2.
L'lL,etron l1liUO"l'lIIX' "tudy of .11/1-
Toguel;a\\L'.
B. S. &
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B.
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---

Arch. Protistenkd. 144 (1994): 212-220
ARCHIV
C by Gustav FischerVertag Jena
Na
PR0115TEN
KUNDE
Light and Electron Microscope Study of the
Octosporous Phase of the Life Cycle of Amblyospora
senegalensis n. sp. (Microspora, Amblyosporidae),
Parasite of Culex thalassius (Diptera, Culicidae)
KARAMOKO DIARRA & SHEN S. TOGLIEBAYE
Laboratoire de Parasitologie, Département de Biologie Animale,
Faculté des Sciences, Université Cheikh Anta Diop de Dakar, Sénégal
Summary: Amblyospora senegalensis n. sp. is a new microsporidian parasite of the mosquito
Culex thalassius from Senegal. It infests the adipose tissue of larvae. Gamonts, gametes, me-
roginial and sporogonial stages were observed by using light and electron microscopy. The oc-
tosporoblastic sporogony involves meiosis to produce eight thick-walled meiospores in a spore-
phorous vesicle. The meiospores are oarrel-shaped, uninucleate, haploid and measure 6.72 ±
0.51 x 4.07 ± 0.13 pm, The polaroplast is lamellar and the polar filament is anisofilar with 9 coils.
The metabolic granules are large and are either electron-dense or strewn with lucent zone.
Key Words: Microspora; Amblyospora senegalensis; Ultrastructure; Gametogenesis; Culex
thalassius; Sénégal.
Introduction
Although the study of microsporidian infections in mos-
In 1985 WEISER & IBRAHIM described Parathelohania ara-
quitoes has been the subject of much research through-
biensis. parasite of Anopheles gambiae and Amblyospora
out the world, the data on these parasites in African
kadunae, parasite of Culex quinquefasciatus in Sudan.
mosquitoes remain very limited.
In Senegal TOGUEBAYE & MARCHAND (1985, 1986) de-
As far as we know the firststudies date from 1959 in Li-
scribed Amblyospora culicis, parasite of the larvae and
beria. where Fox & WEISER reported Nosema steg-
adults of Culex quinquefasciatus.
omyae MARCHOUX. SAUMBENl and SIMOND. 1903. para-
Research on microsporidia in Africa was continued by
site of Aedes aegypti.
PuRRINI et al. (1986) in Tanzania, where exploration en-
In 1974HAzARD & ANTHONY described Parathelohania
abled them to find and study by light microscopy micro-
africana and Parathelohania octolagene//a in Anophe-
sporidia belonging ta the genera Amblyospora. Vavraia
les gambiae and Anopheles pretoriensis in Nigeria.
and Parathelohania, parasites of the larvae of Anophe-
WEISER & ?RASERTPHON (1981), aguin in Nigeria. de-
les spp. and Culex spp.
scribedby lightmicroscopy five speciesof microsporidia,
In 1991 DARWISH & CANNING described Amblyospora
parasite of Anopheles gambiae and Culex quinquefas-
aegypti parasite of Culex pipiens in Egypt, in light and
ciarus. These microsporidia are: Parathelohania afri-
electron microscope studies, In Senegal DIARRA & To-
cana, Amblyospora coluzzii, Nosema salivaria. Amblvo-
GUEBAYE (1992) found Amblyospora tritaeniorhvnchi,
spora nigeriana and Amblyospora kadunae.
parasite of Culex tritaeniorhvnchus.

---

Life Cycle of Amblyospora senegalensis n. sp.
213
Recently, explorations undertaken in the Dakar region
Gametogony
enabled us to find for the first time a microsporidium be-
longing to the genus Amblyospora HAZARD et OLDACRE,
Examination ofthesmears under a light microscope and
1975, in Culex thalassius. Infected larvae have a com-
the sections of infected larvae under an electron micros-
pletely whitish body and a hypertrophied thorax. The
cope revealed the presence of muItinucleate cells with
present work is a description of the octosporous phase of
isolated nuclei (Figs. l A, 11), in the process of dividing.
the life cycle of this microsporidium.
We assume the se cells to gamonts. By plasmotomy
these gamonts give uninucleate gametes which have a
diameter of roughly 9 ± 1.50 urn (Fig. lB). Under the
e1ectron microscope they exhibit a cytoplasm contai-
ning many ribosomes and cistemae of endoplasmic
Material and Methods
reticulum, and a nucleus with heterogenous chromatin
(Fig. 1K).
The infected larvae were gathered from pools in the Dakar
region, in the Zoological Park and in hollows called
.niayes". For light microscope examination smears of in-
fected larvae were stained with Giemsa. For electron
Merogony
microscopy, fragments of infected larvae were fixed for
1 hour in 2.5 % glutaraldehyde in 0.1 M sodium cacodylate
The merogonial phase is marked by the division of the
buffer (pH 7.2) at 4 "C, post fixed for 1 hour in 1 % osmium
nuclei of the meronts with one diplokaryon (Figs. 1C,
tetroxide in cacodylate buffer, dehydrated through a graded
2A), to give either meronts with two diplokarya (Figs.
ethanol series, c1eared in propylene oxide and embedded in
ID, 2B) or merogonial plasmodia with several diplo-
Epon. Ultrathin sections were eut on a Porter Blum MT 1
karya which fragment into meronts with one diplo-
ultramicrotome, stained with uranyl acetate and lead citrate
karyon. Ultrastructural study shows that the meronts are
and observed under a JEüL 100 C X II electron micro-
scope.
directly in contact with the cytoplasm of the host cell.
They are bounded by a simple plasma membrane. Their
cytoplasm contains many ribosomes. Long cistemae of
endoplasrnic reticulum are often observed (Fig. 2A).
Their nuclei, whose chromatin is heterogenous, are as-
Abbreviations
sociated in diplokarya (Figs. 2A-B).
AD
anchoring dise
D
diplokaryon
EN
endospore
Octosporous sporogony
ER
endoplasmic reticulum
ESV; envelope of the sporophorous vesicle
In light rnicroscopy the sporogonial stages identifiable
EX
exospore
are the sporonts, the sporoblasts and the spores contai-
LP
lamellar polaroplast
ned in the sporophorous vesicles. Inside the sporo-
MG
metabolic granule
phorous vesicle the sporont nuclei separate (Fig. 1E)
N
nucleus
PF
and undergo two successive divisions resuIting in the
polar filament
PV
posterior vacuole
formation of a tetranucleate sporont (Fig. 1F), then an
S
spore
octonucleate one (Fig. 1G). The average diameter of the
SC
synaptonemal complex
sporophorous vesicles is roughly 14.30 ± 0.90 urn. The
SV
sporophorous vesicle
octonucleate sporont fragments to give eight sporo-
VP
vesicular polaroplast
blasts. Each sporoblast evolves into a spore (Fig. IH).
W
wall
Fixed spores measure 5.50 ± 0.60 urn x 3.51 ± 0.50 urn
and fresh spores (Fig 1I) are ovoid and measure 6.70 ±
0.50).lm x 4.10 ± 0.10 urn.
Transmission electron microscopy revealed that me-
ronts are transforrned into presporonts (Fig. 2C). The
Results
presporonts are cells with one diplokaryon whose
plasma membrane is covered with an electron dense
Gamonts, gametes, merogonial and sporogonial stages
wall (CANNING & SINDEN 1973; TOGUEBAYE & MAR-
were observed. AlI these stages have nuclei with a rnott-
CHAND 1985; DIARRA & TOGUEBAYE 1992). The wall is
led appearance due to the uniforrn dispersion of the
released and the plasma membrane is coverd with a new
chromatin in the nucleoplasm.
layer of electron dense material (Fig. 2D).

---

214
K. OIARRA & B. S. TOGUEBAYE
B
c
-
H·

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Life Cycle of Amblyospora senegalensis n. sp.
215

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216
K. DIARRA & B. S. TOGUEBWE
~-.
•
-1'-
•
o

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Life Cycle of Amblvospora senegalensis n. sp.
217
Thus a young sporont is formed contained in a sporo-
The evolution of the rnetabolic granule was rnonitored
phorous vesicle whose envelope is the old wall of the
during sporogony. At the beginning of sporogony the
presporont (Fig. 2E).
granules are large and are either electron-dense or
Inside the sporophorous vesicle the separation of the
strewn with lucent zones (Fig. 2F). The size of these me-
two nuclei of the young sporont takes place simulta-
tabolic granules diminishes progressively, and they are
neously with the elaboration of the sporont wall.
then resorbed at the end of sporogony (Fig. 3A).
During their separation (Fig. 2E) electron-dense mate-
rial appears between the two nuclei, and their nucleo-
plasm exhibits synaptonernal complexes which denote
Discussion
their entry into the prophase of the first division of
meiosis.
Gametogony
The two successive divisions of meiosis result in the
formation of a sporogonial plasmodium with eight
ln the course of our study gamonts fragmenting into ga-
haploid nuclei (Fig. 2F) which undergoes multiple fis-
metes were observed. This was also observed by HA-
sion by rosette formation (Fig. 2G) into eight uni-
ZARD et al. (1985) in Hazardia milleri, Culicospora
nucleate sporoblasts. The sporoblasts evolve into spores
magna and Microsporidium sp. of Aedes aegypti, by
(Fig.3A).
ANDREADlS (1 988b ) in Amblyospora connecticus, by
The sporoblasts (Fig. 3B) have a thick envelope made
SWEENEY et al. (1988) in Amblyospora dyxenoides, by
up of several layers of more or less electron-dense ma-
BECNEL et al. (1987 and 1989) in Culicospora magna
terial. Their cytoplasm contains a voluminous nucleus
and Edhazardia aedis, and by WElSER & ZIZKA (1991)
with heterogenous chrornatin and an immature polar fi-
in Amblyospora punctor.
lament. The young spore (Fig. 3C) is uninucleate. The
ln the present work the gamètes observed do not have
polar filament is anisofilar and exhibits in cross section
the nipple-shaped structure exhibited by the garnetes of
a dense central axis, a lucent intermediate layer and a
Culieospora magna and Edhazardia aedis (HAZARD et
dense peripheral layer. The anchoring dise is amor-
al. 1985; BECNEL et al. 1989). The gamètes of Amblyo-
phous. The polaroplast is lamellar in its anterior part and
spora connecticus (ANDREADlS 1988a) and Amblyospora
vesicular in its posterior part. The wall is thick and is
tritaeniorhynchi (DIARRA & TOGUEBAYE 1992) do not
formed by several more or Jess electron dense layers.
have this shape either,
The mature spores (Fig. 3D) have an undulate, complex
Conceming the origin of the garnonts. all the authors
wall. Il is formed by a lucent endospore and an exospore
agree that in the Culicospora, the Hazardia and the Ed-
constitued of several more or less electron-dense layers
hazardia the gamonts come directly from the hatching
and can reach a thickness of 300 nm. The polar filament
of the uninucleate spores formed in the mosquito larvae
is anisofilar with nine coils. The rectilinear part and the
(HAZARD et al. 1985; BECNEL et al. 1987, 1989). On the
first four coils have a diameter of only about 90 nm. The
other hand. in the Amblyospora of mosquitoes the origin
posterior vacuole is weil developed.
of the gamonts is variously interpreted.
Fig. 1. Developmental stages of Amblyospora senegalensis observed by light and electron microscopes.
A-I. Stages observed by light microscope. A. Dividing gamont. B. Gamete. C. Diplokaryotic meront. D. Dividing rneront
(arrows). E. Binucleate sporogonial plasmodium after separation of the two nuclei of the diplokaryon. F. Tetranucleate
sporogonial plasmodium after the first meiotic division. G. Octonucleate sporogonial plasmodium. H. Eight mature spo-
res within the sporophorous vesicle. I. Fresh mature spores. J-K. Stages observed by electron microscope. J. Dividing ga-
mont. K. A gamete (A-H. Ali are Giemsa-stained. Scale bars: A-I. 5 urn; J-K. 0.5 urn).
Fig. 2. Stages observed by electron microscopy. A. Diplokaryotic meront, B. A meront with two diplokarya. C. A pre-
sporont. Note the plasma membrane (black arrow) under the wall (black arrow-head). D. Plasma membrane of the pre-
sporont after the wall is separated (black arrow-head), Il is covered on the outside by electron-dense material (arrow). E.
Sporophorous vesicle with young sporont. The two nuclei separate and electron-dense material appears between them
(white arrow). The nucleoplasm of two nuclei exhibits synaptonemal complexes. Elaboration of the young sporont wall
is made by fusion of electron-dense material (black arrow) on the outside of its plasma membrane. F. Sporogonial plas-
modium. Inside the sporophorous vesicle, note the presence of a large metabolic granule. G. Fission by rosette formation
of the sporogonial plasmodium. (Scale bars: A-G. 0.5 /-l m).
Fig. 3. Ultrastructure of sporoblasts and spores. A. Sporophorous vesicle with mature spores. B. Sporoblast with a thick
envelope. C. Young spore. D. A mature spore. (Scale bars: 0.5 urn).

---

218
K. DIARRA & B. S. TOGUEIlA~E
In a previous work on Amblyospora culicis. TOGUEBAYE
Amblyospora bolinasae infests the oenocytes of male
& MARCHAND ( 1986) put forward the idea that the ga-
larvae of Aedes squamiger in the U.S.A. Its living oc-
metes arise directly from the hatching of the octospores,
tospores measure 6.89 ± 0.08 x 4.85 ± 0.0411m (HAZARD
since they had observed these spores emptied of their
& OLDACRE 1975). Amblyospora campbelli infests the
contents but had not observed any gamonts. For SWEE-
oenocytes and the fat body tissue of the larvae and adults
NEY et al. (1988) then for ANDREADIS (1988a) and BEC-
of both sexes of Culiseta incidens in the U.S.A. It pro-
NEL ( 1992) the gamonts do not arise from the octospores
duces binucleate spores of the Nosema type measuring
formed in the mosquitoes but rather in the infesting un-
21.96 ± 3.8 x 6.23 ± 0.73 and octospores measuring 5.98
inucleate, haploid spores formed in the intermediate
± 0.28 x 4.16 ± 0.25 I1m. The polar filament has nine
host, the copepod.
coils (DICKSON & BARR 1990).
Recently BECNEL & SWEENEY (1990) showed that in
Amblyospora dyxenoides infests the fat body of the lar-
Amblyospora trinus the infesting uninucleate spores
vae and oenocytes of adult females of Cu/ex annuliro-
which form, according to SWEENEY et al. (1988) and
stris in Australia. Its octospores measure 6.3 ± 0.4 x 4.1
ANDREA DIS (1988a), in a copepod, develop rather in the
± 0.4 I1m. Its polar filament has seven to twelve coils
larvae of the mosquito host, Cu/ex halifaxi.
(SWEENEY et a1.1988).
As far as Amblyospora senegalensis is concerned, we
Amblyospora il/dico/a infests the fat body of the larvae
cannot specify the origin of its gamonts for the moment.
of Cu/ex sitiens in India. Its octospores are covered with
mucus and measure 6.7 x 4.0 I1m. Its polar filament has
seven coils. During octosporous sporogony, tubular for-
Taxonomy
mations have been observed inside the sporophorous ve-
sicle (VÂVRA et al. 1984).
Basing our conc1usion on the diagnosis of the Amblyo-
Amblyospora noxia infests the oenocytes and fat body
spora, the microsporidium described in Cu/ex tha/assius
of the larvae of both sexes of Cu/ex thriambus in the
belongs indubitably to the genus Amblyospora HAZARD
U.S.A. The meronts are uninuc1eate and binucleate, oc-
and OLDACRE. 1975. The observations made by AN-
casionally tetranucleate. Its living octospores measure
DREADIS (1985. 1986, 1988a and b. 1989. 1990), SWEE-
6.58 ± 0.07 x 4.47 ± 0.04 I1m (HAZARD & OLDACRE
NEY et al. (1985,1988), BECNEL (1986,1992), BECNEL
1975).
& SWEENEY (1990), DICKSON & BARR (1990), LUKES &
Amblyospora nigeriane infests the fat body tissue of the
VÂVRA (1990), who demonstrate polymorphism and he-
larvae of Cu/ex pipiens quinquefasciatus in Nigeria. Its
teroxeny in mosquito Amblvospora. reveal the comple-
octospores measure 6-7 x 3.5-4 I1m. During sporogony
xity of the life cyc1e of these microsporidia. Neverthe-
of the octosporous phase the nuc1ei divide, producing
less, the criteria defined by HAZARD & OLDACRE (1975)
plasmodia with 2, 4 and 8 nuc1ei with a diameter of
and adopted by SPRAGUE (1977) and LARSSON (1988a)
14-20 I1m. During this phase metabolic granules appear
may be utilized.
and are then resorbed at the end of sporogony. These
Moreover. these criteria were recently used by DARWISH
granules can reach a maximum size of 3.66 x 2 I1m. The
& CANNING (1991) to describe a new species.
sporophorous vesicles are 14 to 16 Ilm in diameter
When we compare the Amblyospora of Cu/ex tha/assius
(WEISER & PRASERTPHON 1981).
with the other Amb/yospora described in the Culicidae
Amblyospora opacita infests the fat body of the larvae
(SPRAGUE 1977; LORD et al. 1981; VÂVRA et al. 1984;
of Cu/ex territans in the U.S.A. Its octospores measure
TOGL'EBAYE & MARCHAND 1985; KETILE & PIPER 1988;
5.5 - 6.0 x 3.5 - 4.0 I1m and 8.0 - 8.5 x 4.5 - 5.5 I1m
LARSSON 1988b; BECNEL & SWEENEY 1990; DICKSON &
(KUDO 1922).5.83 ± 0.09 x 4.19 ± 0.03 I1m (CHAPMAN
BARR 1990; LLKE~ & V;WRA 1990; DARWISH & CAl"NING
et al. 1966). 5.9 ± 0.03 x 4.1 ± 0.03 I1m (ANDERSON
1991; DIARRA & TOGUEBE 1992), we see that it resern-
1968). They are covered with a thick envelope of
bles nine species by the size of its octospores.
mucus. The polar filament has seven to nine coils. Inside
Among these Amblyospora four have never been descri-
the sporophorous vesic1e we note the presence of granu-
bed by electron transmission microscopy. They are Am-
les grouped into c1umps (HAZARD & OLDACRE 1975).
blyospora bolinasae (KELLEN & WILLS. 1962) HAZARD
Amblyospora pinensis infests the fat body of the larvae
& OLDACRE, 1975, Amblyospora noxia (KELLEN &
of Cil/ex sitiens in Australia. Its octospores measure 5.9
WILLS, 1962) HAZARD & OLDACRE, 1975. Amblyospora
± 0.3 x 3.8 ± 0.2 I1m. The living octospores have a polar
nigeriana WEISER & PRASERTPHON, 1981 and Amblyo-
filament which has seven coils and they are contained in
spora unica (KELLEN & WILLS, 1962) HAZARD & OL-
a sporophorous vesic1e whose dimensions vary from
DACRE, 1975. The complete Iife cyc1e of Amblyospora
14.9 to 1211m (KETTLE & PIPER 1988).
campbelli (KELLEN & WILLS, 1962) HAZARD & OL-
Amblyospora unica infests the oenocytes and fat body
DACRE, 1975 and Amblyospora dyxenoides SWEENEY,
of the male and female larvae of Aedes melanimon in the
GRAHAM & HAZARD, 1988 is weil known.
U.S.A. Its meronts are uninucleate, binucleate and occa-

---

Life Cycle of Amblvospora senegalensis n. sp.
219
sionally tetranucleate. Ils octospores measure 6.53 ±
- (1991): Horizontal transmission and subsequent deve-
0.12 x 4.97 ±0.08I-1m (HAZARD & OLDACRE 1975).
lopment of Amblyospora californica (Microsporida:
The Amblyospora described here differs from the nine
Amblyosporidae) in the intermediate and definitive
species cited above, Il is distinguished from Amblyo-
hosts. Dis. Aquat. Org. 13: 17-28.
- & SWEENEY, A. W. (1990): Amblyospora trinus n. sp.
spora bolinasae, Amblyospora unica and from Amblyo-
(Microspora, Amblyosporidae) in the Australian mos-
spora campbelli by the nature of its host, from Amblyo-
quito Cu/ex ha/ifaxi (Diptera: Culicidae). J. Protozool.
spora dyxenoides,
Amblyospora pinensis, Amblyo-
37: 584-592.
spora opacita and Amblyospora indicola by the number
- HAzARD, E. I., FUKUDA, T. & SPRAGUE. V. (1987): Life
of coils in the polar filament of its octospores, from Am-
cycle of Culicospora magna (KUDO, 1920) (Microspora:
blyospora nigeriana by the size of the sporophorous ve-
Culicosporidae) in Culex restuans THEOBALD with spe-
sicles and the sporogonial stages, and from Amblvo-
cial reference to sexuality. J. Protozool. 34: 313-322.
spora noxia by the character of its merogonial stages.
- SPRAGUE, v., FUKUDA, T. & HAZARD, E. I. (1989): Deve-
We believe it is a new species and propose to cali it Am-
lopment of Edhazardia aedis (KUDO, 1930) N. G .. N.
blyospora senegalensis from the name of the country
Comb. (Microsporida: Amblyosporidae) in the mos-
where its host was collected.
quito Aedes aegypi (L.) (Diptera: Culicidae). J. Proto-
zool. 37: 584-591.
CANNING, E. U. & SINDEN, R. E. (1973): Ultrastructural ob-
Remarks: The slide with the holotype (N° 43117) and the
servations on the development of Nosema algerae
slides with the paratypes (W 43218) are deposited in the
VAVRA and UNDEEN (Microsporida, Nosematidae) in the
International Protozoan Type Slide Collection. Smithsonian
mosquito Anopheles stephensi LISTON. Protistologica 9:
Institution, Washington. D.C., U.S.A.
505-515.
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clops albicans. J. Inverter. Pathol. 51: 46-57.
- HAZARD, E. I. & GRAHAM, M. F. (1985): Interrnediate
Authors' address: KARAMOKO DIARRA, Laboratoire de
host for an Amblyospora sp. (Microspora) infecting the
Parasitologie, Département de Biologie Animale, Faculté
mosquito, Culex annulirostris. J. lnvertebr, Pathol. 46:
des Sciences, Université Cheikh Anta Diop de Dakar,
98-102.
Sénégal.
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16/10/97
09:50
• Zool. Beitrâge 38/1. Duncker (1/15766, Voigt-72A, diarra.3d) S/Ge • S. 1 V. 4
Zool. Beitr, N. F. 38 (1): 1 - 13
(1997)
(Laboratory of Parasitology, Department of Animal Biology, Faculty of Sciences
and Technologies, University C. A. DIOP of Dakar, Dakar, Senegal)
Amblyospora dakarensis sp, n.
(Microspora, Amblyosporidae), parasite of
Culex tritaeniorhynchus (Diptera, Culicidae):
ultrastructure of the octosporous phase of the life cycle
with particular reference to unusual sporogony
KARAMOKO DIARRA and BREN SIKINA TOGUEBAYE
Received October 23, 1996
Abstract
Amblyospora dakarensis sp. n. is the second species of microsporidia found in
the fat body of larvae of Cule xtritaeniorhspiclvus from Senegal The fresh meio-
spores were ovoid, uninuc1eate and measured 8.57 ± 0.61 x 6.6 ± 0.55 lJ.Il1 (7.8-
9.6 x 6 - 7.8 um). The exospore was thick, the polaroplast was lamellar, the poster-
ior vacuole weil developed, and the polar filament was anisofilar with 7 to 7.5
coils (4 broad proximal and 3 to 3.5 narrow distal coils) arranged in a single row.
During the octosporous sporogony, binuc1eate spores showing variability in size
and shape were sometimes formed associated with uninuc1eate spores within the
same sporophorous vesicle. Three forms of these spores werè observed: ovoid
spores (macrospores) measuring (12.3 x 8.1 um (10.2 -15.1 x 7.8 - 9 J.lID); elongated
spores measuring 12.0 x 6.6 JUD (11.3 -13.6 x 5.8 - 7.3 JlID) and pyrifonn spores
measu.Ing 15.0 x 9.0 JlID (14.5 -16.9 x 8.6 - 10.1 um). Their wall and polaroplcst
were similar ta those reported for the normal spores. The polar filament of ovoid
macrospores was anisofilar with 7 coils, that of pyriform spores was isofilar with
7 coils and the elongated spores exhibited an anisofilar polar filament with nine
coil~
Introduction
During a survey of Senegalese mosquitoes for pathogenic microorgan-
isms, several larvae of Culex tritaeniorhynchus were found infected with
a new rnicrosporidiurn belonging to the genus Amblyospora Hazard and
Oldacre, 1975. In 1992. we described another microsporidi urn , Amblyo-
spora tritaeniorhynchi from this same Culex species (DIARRA & TOGUEBAYE
1992).
The criteria generally used. for the identification of Amblyospora spe-
cies are the r~aracteristics of their octosporous sporogonial stages

---

16/10/97
09:43
• Zoo!. Beitrâge 38/1, Duncker (#15766, Voigt-72A, diB.rra.3d) S/Ge • S. 2 V.•
2
Karamoko Diarra and Bhen Sikina Toguebaye
{HAzARD & OLDACRE 1975; SPRAGUE 1977; LARsSON 1988; DARWISH &
CANNING 1991; SPRAGUE et al. 1992; DIARRA & TOGUEBAYE 1992, 1994;
ANDREADIS 1994). The present work is a description of the octosporous
phase of the life cycle of the 'second species of Amblyospora found in
Culex tritaeniorhynchus from Senegal.
Materials and methods
Larvae of Culex tritaenioriumchus were collected in December 1993 from brack-'
ish pools localized in Dakar (Senegal, West Africa). 24 of 789 larvae had micro-
sporidian infections.
For light microscopy, smears of infected adipose tissue were stained with
Giemsa.
For e1ectron microscopy, small pieces of infected adipose tissue were fixed .over-
night in 2.5 % (VfV) glutaraldehyde in 0.1 M sodium cacodylate buffer (pH 7.2) at
4 "C. After washing in buffer and post fixation in 1 % (VVfV) osmium tetroxide, in
cacodylate buffer of 1 h at 4 "c. the pièces were washed, then dehydrated in etha-
nol; cleared in propylene oxide and embedded in Epon. Ultrathin sections were
eut on a REICHERT-JUNG ultramicrotome, stained with uranyl acetate and lead
citrate and examined using a JEOL 100CXII.
Results
The microsporidia attacked particulary the fat body. The infected
larvae showed white spots in the thorax that became hyperthrophied.
Developmental stages in light microscopy
The youngest stages observed were uninucleate and diplokaryotic cells.
The uninucleate cells (Fig. 1) interpreted as gametes measured about
7.5 um in diameter. The diplokaryotic cells (Fig. 2) are meronts; they
rneasured about 7.5 urn in diameter. Sporogonial plasmodia have also
been observed. The tetranucleatc
';Jnial plasmodia (Fig. 3) meas-
ured 19.2 um in diameter and the diameter of the octonucleate plasrno-
dia (Fig. 4) was 19.4 urn. These plasmodia were surrounded by a sporo-
phorous vesicle. Octonucleate plasrnodia divided into eight sporoblasts
within a sporophorous vesicle. Fixed and stained sporoblasts measur-
ed 6.52 ± 0.85 x 4.65 ± 0.6 um (6.6 -7.2 x 3.6 - 5.4 1lIIl). The sporoblasts
evolved into spores within a sporophorous vesicle (Fig. 5). Fixed and
stained
normal
octospores
measured
6.9 ± 0.7 x 5.11 ±
um
(5.7-
ü . ô
9 x 4.2 - 6.6 urn). Fresh normal spores (Figs. 6, 7) were ovoid and meas-
ured 8.57 ± 0.61 x 6.6 ± 0.55 urn (7.8 - 9.6 x 6 - 7.8 um).
Examination of fresh smears readily revealed a great number (22 %) of
unusual spores (Figs. 6, ï). These spores were either ovoid of a great size

---

H/10/97
12:38
• ZooL Beitrtge 38/1, Duncker (#15766, Voigt-71A, di.a.rra.3d) S/Ge • S. 3 V. "
Diarra and Toguebaye: Ultrastructure of Amblyospora dakarensis sp. n.
3
Figs.1-7. Light mic:roscopy of developmental stages. (Figs. 1- 5: Stages stained
by Giemsa; Figs. 6 - 7: Fresh spores).
Fig. 1. Gamete (Bar- 5 J1D1). Fig. 2. Meront with ;fne diplokaryon (Bar - 5 um).
Fig. 3. Tetranucleate sporogonialplasmodia (Bar ZJlDl). Fig. 4. Octonuc1eate spor-
ogonial plasmodium (Bar- 5 J1Ill). Fig. 5. Sporophorous vesicle with eight mature
spores (Bar - 5 J1D1). Fig. 6. Fresh smear showing normal spores (NS), elongated
spores (ES) and macrospores (MS) (Bar- 5 um), Fig. 7. Fresh smear showing usual
spores (NS), pyriform spores (PS) and macrospores (MS) (Bar - 5 um).
(macrospores) (Fig. 6) measuring 12.3 x 8.1 J.I.l1l (10.2.-15.1 x 7.8 - 9 um),
or elongated (Fig. 6), measuring 12.0 x 6.6 urn (11.3 -13.6 x 5.8 - 7.: .
or more pyriform (Fig. 7), measuring 15.0 x 9.0 um (14.5 - 16.9 x 8.6 -
10.1 JilI1).
Ultrastructure
Gametes
The transmission e1ectron microscopy revealed uninucleate more or
less elongated gamètes (Fig. 8). These cells were in direct contact with
the cytoplasrn of the host cell. Their cytoplasm contained many ribo-
somes and cisternae of endoplasmic reticulum. Their nucleus were volu-
minous with dispersed chromatin in the nucleoplasm.

---

14/10/97
12:38
• ZooL Beitrige 38/1, Duncker (#15766, Voigt-72A, diarra.3d) S/Ge • S. 4 V. 4
4
Karamoko Diarra and Bhen Sikina Toguebaye
Figs. 8 -Tl, Ultrastructure of gamete, meronts and sporonts.
Fig. 8. Gamete with one nucleus (Bar - 3 pm). Fig. 9. Meront with one diplokar-
yon (Bar - 3.5 J1m). Fig. 10. Meront
with
two diplokarya (D)
(Bar - 3.25 J1.In).
Fig. Il. Binucleate (N) sporont with primordium of the envelope of the future
sporophorous vesiele (curved arrow). Arrows-heads indicate synaptonemal com-
plexes (Bar - 3.25 J1m).

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14/10/97
12:39
• ZooL Beitrâge 38/1, Duncker (#15766, Voigt-72A, diarra.3d) SIGe • S. 5 V. "
Diarra and Toguebaye: Ultrastructure of Amblyospora dakarensis sp. n.
5
Meronts
The meronts were diplokaryotic cells bounded by a simple plasma
membrane (Figs. 9, 10). Their cytoplasm contained many ribosomes and
cisternae of endoplasmic reticulum. They were in direct contact with the
cytoplasm of the host cell. During merogony, cytokinesis was delayed
with production of temporary cell containing two pairs of nuclei (Fig. 10).
Merogony apparently was limited to binary division; cells with more two
diplokarya were not observed.
Usual sporogony
At the beginning of the sporogony sorne of the meronts transform into
transitional form that we interpret as presporonts bounded by an elec-
tron dense walL This wall will become the envelope of the sporophorous
vesicle. lt separated from the plasma membrane leaving the episporontal
space in which metabolic granules accumulated (Fig. 11). The early spor-
ogonial plasmodium (sporont) is binucleate. The two nuclei separated
and their nucleoplasm exhibited synaptonemal complexe indicating that
the nuclei were in prophase of the first division of meiosis. The two suc-
cessive divisions of meiosis resulted in the formation of a sporogonial
plasmodium with eight haploid nuclei. This stage underwent multiple
fission by rosette formation (Fig. 12) into eight uninuc1eate sporoblasts
(Figs. 13, 14). The sporophorous vesicle containing the dividing sporonts
and sporoblasts presented metabolic granules (Figs. 12, 13) whereas in
vesicles containing spores these metabolic granules have disappeared
(Fig. 14).
Unusual sporogony
Inside the same sporophorous vesicle, sorne sporogonial plasmodia gave
tise to uninuc1eate and binucleate sporoblasts (Fig. 17) which evolved
respectively into uninuc1eate and binucleate spores (Figs. 19, 24). This
sporogony is not abortive but the spores were usually fewer than eight.
Usual sporoblasts and spores
The usual sporoblasts (Fig. 13) arising from the fragmentation of the
sporogonial plasmodium had an irregular form. Their cytoplasm was
dense and contained numerous ribosomes and cisternae of endoplasmic
reticulum. The immature spores (Figs. 14, 15) were ovoid and thick-
walled. Their polar filament was coiled with a heterogenous diameter

---

14/10/97
12:39
• Zool. Beit.râge 38/1, Duncker (#15766, Voigt-72A, diarra.3d) S/Ge • S. 6 V. 4
Figs. 12 - 17. Ul trastructure of usual sporogonial stages.
Fig. 12. Cytokinesis of the octonucleate sporogonial plasmodium. MG - metabolie
granule; SV - sporophorous vesic1e (Bar - 3.4 um), Fig. 13. Sporophorous vesicle
with sporoblasts. MG - metabolic granule; N - nucleus (Bar - 3.3 J1D1). Fig. 14.
Sporophorous vesicle with 4 immature spores (Bar- 3 um). Fig. 15. An immature
spores with a thiek wall (W), an immature polar filament (PF), and posterosome
(pt) (Bar- 0.9 pm). Fig. 16. Mature spore. EN: endospore; EX: exospore; N:
nucleus; PF: polar filamen t; PV: posterior vacuole (Bar - 1.35 pm). Fig. 17. Mature
spore showing lamellar polaroplast (PL) and the anchoring dise (AD) of polar fila-
.
ment (Bar - 0.8 um),
\\ /

---

16/1(1./97
09:44
• Zoo!. Beitrige 38/1, Duncker (115766, Voigt-72A, diarra.3d) S/Ge • S.7 V. •
Diarra and Toguebaye: Ultrastructure of Amblyospora dakarensis sp. n.
7
and their nucleus was situated at the anterior pole. Dense materials were
present at the posterior pole.. Mature spores (Figs. 16, 17) were thick-
walled (350 nm). The exospore was unduJated and its structure was char-
acteristic of the genus Amblyospora. The polaroplast was lamellar, the
posterior vacuole was weil developed, and the polar filament was anisa-
filar with 7 to 7.5 coils (4 broad proximal and 3 to 3.5 narrow distal
coils) arranged in a single row.
Unusual sporoblasts and spores
Unusual sporoblasts (Fig. 18) were binuc1eate and their wall thickened
(Figs. 19, 20) during their. maturation into spores. Mature unusual spores
show variability in size and shape. Three forrns were observed. in ultra-
thin sections. Elongated forms(Fig. 22) were binuc1eated and their wall
was similar to that reported for normal spores. Their polar filament is
anisofilar with nine coils (5 broad proximal and 4 narrow distal coils).
The polaroplast was lame1lar. The big ovoid forrns (macrospores) (Fig. 23)
were also binucleate. The structure of their wall, polaroplast, polar fila-
ment and posterior vacuole was similar to that reported for the normal
spores. The pyriform fonns (Fig. 24) were also binucleate with a wall and
a polaroplast identical to °that of the normal spores. The posterior
vacuole was weil developed. The polar filament was isofilar with seven
coils.
Discussion
Taxonomy
Studies carried out in light and electron microscopy reveal that the
microsporidium found in Culex tritaeniornsmcnus is undoubtedly a
member of the genus Amblyospora as defined by HAZARD & OLDACRE
(1975) and confirmed by several authors among them SPRAGUE (1977),
WEISER (1977), LARsSON (1988) and SPRAGUE et al. (1992). The metabolic
granules observed in episporontal space of this microsporidium are simi-
lar to Edhazardia aedis granules metabolic, the type species of the
genus Edhazardia, parasitizing Aedes aegypti (see BECNEL et al. 1989).
But this microsporidium is not an Edhazardia species. Indeed, the micro-
sporidia of the genus Hedhazardia are heterosporous with three sporula-
tion sequences in one host species (see BECNEL et al. 1989). The first
sequence is a Nosema-like sporulation that occurs in the adult female
host and ends with binucleate and thin-walled spa-es. The second
sequence occurs in the host larvae and produces Ianceolate, uninuc1eate
_ _
0'--

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H/10/97
12:39
• Zool. Beitrâge 38/1, Duncker (#15766, Voigt-72A, d.iarra..3d) s/~ • S. 8 V. 4
8
Karamoko Diarra and Bhen Sikina Toguebaye
;:~'" :"
•...\\."..
•.-:- .
::.-.'~.
~-;
Figs. 18 - 24. Ultrastructure of unusual sporogonial stages.
Fig. 18. Cytokinesis of sporogonial plasmodium into uninucleate and binucleate
sporoblasts within the same sporophorous vesicle. N -
nucleus (Bar - 2 um).
Fig. 19. Binucleate
sporoblast.
N
-
nucleus
(Bar - 2.4 um), Fig. 20. Immature

---

16/10/97
09:46
• Zool.rBeitrâge 38/1, Duncker (#15766, Voigt-72A, diarra.3d) S/Ge • S. 9 V. 4
Dia rra and Toguebaye: Ultrastructure of Amblyospora dakarensis sp. n.
9
and thin-walled spores with isofilar polar filament as seen in Culico-
spora magna and Amblyospora trinus (see BECNEL et al. 1987 and BECNEL
& SWEENEY 1990). The third sequence, restricted in the host larvae, pro-
duces uninuc1eate and thick-walled spores (meiospores) .with anisofilar
polar filament as seen in Amblyospora spp. On the ether hand, the meta-
bolic granules of the present species are also identical to Amblyospora
californica metabolic granules (HAzARD & OLDACRE 1975).
According to ANnREADIS (1994), at least 80 named and unnamed micro-
sporidia of the genus Amblyospora have been reported from mosquitoes.
After that, another new species has been described (DIARRA &'TOGUEBAYE
1994). Four of these Amblyospora are close to the Amblyospora species
described herein by the size of their meiospores. These are Amblyospora
californica (KELLEN & LIPA 1960), Amblyospora culicis (TOGUEBAYE &
MARCHAND
1985),
Amblyospora gigantea
(KELLEN
& WILLS
1962),
Amblyospora tritaeniorhynchi (DIARRA & TOGUEBAYE 1992).
Amblyospora californica (KELLEN & LIPA 1960) infects Culex tarsalis in
USA. Its meiospores are oval or ellipsoidal and measure 6.8 to 10.4 J.UI1
long and 5.0 to 6.5 J..lID large. The polar filament is anisofilar with 12
to 14 coils and the polaroplast is lamellar and vesicular (HAzARD &
OLDACRE 1975, LIPA & BARTKOWSKI 1981). However, A. califomica differs
by the number of the polar filament coils and by the structure of the
polaroplast of its meiospores, not to mention the different host and
different region.
Amblyospora culicis is a parasite of Culex quinquefasciatus in Senegal.
Its
meiospores
have
an
ovoid
shape
and' measure
8.55 ± 0.13 x
6.46 ± 0.08 JllTI. The polar filament is anisofilar with 10 to 11 coils and
the polaroplast is lamellar and vesicular (TOGUEBAYE & MARCHAND 1985).
A. culicis differs from the present species by the number of the polar
filament coils and by the structure of the polaroplast of its meiospores.
Amblyospora gigantea is a parasite of Culex erythrothorax in the USA.
The meiospores measure 8.10 ± 0.06 x 5.48 ± 0.04 IJ.ID.. Not much is known
about its ultrastructure (HAzARD & OLDACRE 1975) and it differs from the
present species by its widely different host and region.
uninuc1eate (US) and binucleate (BS) spores in the same sporophorous vesicle
(1.8 JlID.). Fig. 21. Mature uninucleate and binuc1eate spores in the same spore-
phorous vesic1e (Bar - 1.8 um), Fig. 22. Elongated and binucleate (N) spore. (Bar-
2.25 urn). Fig. 23. Ovoid and binuc1eate (N) macrospore. PV - posterior vacuole
(Bar - 1.7 J1m). Fig. 2~. Pyrüonn and binucleate (N) spore. PV - postenor vacuole
(Bar- 2.4 um),

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14/10/97
12:40
• Zool. Beitrâge 38/1, Duncker (#15766, Voigt-72A, diarra.3d) S/Ge • S. 10 V. 4
10
Karamoko Diarra and Bhen Sikina Toguebaye
Amblyospora tritaeniorhynchi infects Culex tritaeniorhynchus in Sene-
gal. Meiospores are barrel-shaped, measure 8.5 ± 0.13 x 6.32 ± 0.09 lJ.1Il
and possess an anisofilar polar filament having 8.5 to 9.5 coils. The
polaroplast is lamellar (DIARRA & TOGUEBAYE 1992). However A. tritae-
niorhynchi differs from the present species by the shape and the number
of the polar filament coils of its meiospores. The number and the
arrangement of polar filament coils are taxonomie characters for micro-
sporidia (ANDREADIS 1994; LARsSON 1986; LUKES & VAVRA 1990).
We therefore consider that the species described herein is new and we
propose to name it Amblyospora dakarensis sp. n. from the name of the
city where its host was collected.
ilmblyospora dakarensis is the second species described in Culex tri-
taeniorhynchus. It is not the first time that one species of mosquitoes is
the host of more than one species of Amblyospora. Amblyospora kadunae
and A. nigeriana for example were collected from the same mosquito
host (Culex pipiens quinquefasciatus) and in the same geographicallocal-
ity (Kaduna, Tiga Dam and North of Kaduna in Nigeria) (WElSER & PRA-
SERTPHON 1981).
Lite cycle
The species of the genus Amblyospora parasitizing mosquitoes have at
least three sporulation sequences in their life cycle. The first sporulation
sequence (Nosema-like sporulation), restricted to
the oenocystes of
Iernale and male larvae and adults, results in the formation of diploid,
binucleate and thin-walled spores in direct contact with the host cell
cytoplasm. The second sporulation sequence, restricted in fat body cells
of host larvae of the both sexes, produces eight haploid, uninucleate and
thick-walled spores (meiospores) within a sporophorous vesicle. These
'. two sporulation sequences have been observed in all species of the genus
which have been studied in detail (LIPA & BARTKO\\\\'SKI 1981; LORD et al.
1981; AN'DREADIS 1983, 1985a; SWEENEyet al 1988; LUlŒS & VAVRA 1990).
In sorne species, a third sporulation sequence has been dernonstrated.
The meiospores from larvae were found to be infectious for cyclopoid
copepods, which serve as intennediate hosts, and in which lanceolate,
haploid, uninucleate and thin-walled spores are forrned. Usually, each
spore is individually contained within a delicate sporophorous vesicle
(A....DREADIS 1985b, 1986, 1988; SWEENEyet al. 1985, 1988, 1990; BECl>i"EL
1986, 1992). Re1atively recently, BECNEL & SWEEl'.'EY (1990) showed that
Amblyospora trinus, found in Culex halifaxi is heterosporous with two
sporulation sequences in the host larvae, both arising from diplokaryotic
mercnts and ending with haploid spores. One sequence involved meiosis

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16/10/97
09:57
• Zoo!. Beitrâge 38/1, Duncker (#15766, Voigt-72A, diArn.3d) S/Ge • S. 11 V. 4
Diarra and Toguebaye: Ultrastructure of Amblyospora dakarensis sp. n,
11
to produce eight thick-walled meiospores in a sporophorous vesicle. The
other sequence involved nuclear dissociation to produce lanceolate, uni-
nucleate and thin-walled spores in a subpersistent sporophorous vesicle.
Usually one or two mature spores are contained within the sporophorous
vesicle.
The simultaneous formation of uninuc1eate and binucleate sporoblasts
and spores within a same sporophorous vesicle observed. in Amblyospora
dakarensis is probably the result of sorne developmental defect in a por-
tion of the population.
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16/10/97
09:51
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16/10/97
09:51
• Zool. Beitnge 38/1, Dunc.ker (#15766, Voigt-72.A, d.i.arra.3d) SIGe • S. 13 V. 4
Diarra and Toguebaye: Ultrastructure of Amblyvspora dakarensis sp. n.
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Parasitol. 28: 291 - 301.
Address for correspondence:
Dr. BREN S. TOGUEBAYE
Department of Animal Biology,
Faculty of Sciences and Technologies,
Dakar, Senegal
West Africa

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-Titre: Recherches sur la faune microsporidienne des
Arthropodes d'eau douce du Sénégal.
- Nom du Candidat: DIARRA Karamoko
-Nature du mémoire: Thèse de Doctorat d'Etat ès Sciences Naturelles.
Composition du Jury:
Président:
Mr.
Bernard
MARCHAND
Professeur, Université Paris VI
Membres:
MM.
Georges
BOUIX
Professeur, Université Montpellier II
Samba
DIALLO
Professeur, U. C. A. D., Dakar
Ousmane
FAYE
Maître de Conférences, U. C. A. D., Dakar
Omar
NDIR
Professeur, U. C. A. D., Dakar
Louis Joseph
PANGUI
Professeur, E. 1. S. M. V., Dakar
Bhen Sikina
TOGUEBAYE
Professeur, U. C. A. D., Dakar
-Soutenu le 16 Janvier 1998 à 16 heures en Amphi 7.
Résumé: Des recherches sur la faune microsporidienne des Hétéroptères, des
Diptères et des Ostracodes d'eau douce du Sénégal nous ont permis de trouver neuf
espèces de Microsporidies dont six ont été nommées. Ce sont: Amblyospora
tritaeniorhynchi Diarra et Toguebaye, 1992, Amblyospora senegalensis Diarra et
Toguebaye, 1994, Amblyospora dakarensis Diarra et Toguebaye, 1997, Nosema
omaniae Diarra et Toguebaye. 1995, Nosema stenocypris Diarra et Toguebaye, 1996
et Vavraia culicis .'. Weiser, 1947
, qui parasitent respectivement Culex
tritaeniorhynchus, Culex thalassius, Culex tritaeniorhynchus, Omania coleoptrata,
Stenocypris major et Anopheles gambiae. Le cycle de développement et les
caractères ultrastructuraux de ces espèces ont été mis en évidence. Le
polymorphisme et l'hétéroxénie chez les Amblyospora de moustiques que nous avons
étudiés n'ont pas été observés mais nous confirmons l'existence de la sexualité chez
ces Microsporidies. L'étude ultrastructurale de Vavraia culicis a permis de modifier
la diagnose du genre. Chez Nosema omaniae, nous avons, pour la première fois, mis
en évidence, au niveau des sporoblastes et des spores, une enveloppe particulière
caractéristique de cette espèce. Sur le plan pathologique, les Microsporidies décrites
sont responsables d'actions hypertrophiantes et lytiques chez leurs hôtes dont la
principale conséquence est probablement la réduction de la longévité des individus
parasités. L'étude épidémiologique des microsporidioses rencontrées montre que les
Amblyospora sont largement distribués dans la Région de Dakar et que Vavraia
culicis infeste faiblement et de façon irrégulière ses hôtes.
Mots clés: Microsporidies, Ultras truc ture, Biologie, Pathologie, Epidémiologie,
Amblyospora, Nosema, Vavraia, Arthropodes d'eau douce, Hétéroptères, Diptères,
Ostracodes, Sénégal.

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-Titre: Recherches sur la faune mlcrospor'idlenne des
Arthropodes d'eau douce du Sénégal.
- Nom du Candidat: DIARRA Karamoko
-Nature du mémoire: Thèse de Doctorat d'Etat ès Sciences Naturelles.
Composition du Jury:
Président:
Mr.
Bernard
MARCHAND
Professeur, Université Paris VI
Membres:
MM.
Georges
BOUIX
Professeur, Université Montpellier II
Samba
DIALLO
Professeur, U. C. A. D., Dakar
Ousmane
FAYE
Maitre de Conférences, U. C. A. D., Dakar
Omar
NDlR
Professeur, U. C. A. D., Dakar'
Louis Joseph
PANGUI
Professeur, E. I. S. M. V., Dakar
Bhen Sikina
TOGUEBAYE
Professeur, U. C. A. D., Dakar
-Soutenu le 16 Janvier 1998 à 16 heures en Amphi 7.
Résumé: Des recherches sur la faune microsporidienne des Hétéroptères, des
Diptères et des Ostracodes d'eau douce du Sénégal nous ont perrni s de trouver neuf
espèces de Microsporidies dont six ont été nommées. Ce sont: Ambly osp oru
tritaeniorhynchi Diarra et Toguebaye, 1992, Amblyospora senegalensis Diarra èt
Toguebaye, 1994, Amblyospora dakarensis Diarra et Toguebaye, 1997, Nosema
omaniae Diarra et Toguebaye, 1995. Nosema stenocypris Diarra et Toguebaye, 1996
et Vavraia culicis
Weiser
, 1947, qui parasitent respectivement Culex
tritaeniorhynchus, Culex thalassius, Culex tritaeniorhynchus, Omania coleoptrata,
Stenocypris major et Ai.opheles gambiae, Le cycle de développement et les
caractères ultrastructuraux de ces espèces ont été mis en évidence. Le
polymorphisme et l'hétéroxénie chez les Ambtyospora de moustiques que nous avons
étudiés n'ont pas été observés mais nous confirmons l'existence de la sexualité chez
·ces Microsporidies. L'étude ultrastructurale de Vavraia culicis a permis de modifier
la diagnose du genre. Chez Nosema omaniae, nous avons, pour la première fois, mis
en évidence, au niveau des sporoblastes et dès spores, une enveloppe particulière
caractéristique de cette espèce. Sur l~ plan pathologique, les Microsporidies décrites
sont responsables d'actions hypertrophiantcs et lytique" chez leurs hôtes dont la
principale conséquence est probablement la réduction de la longévité des individus
parasités. L'étude épidémiologique des microsporidioses rencontrées montre que les
Amblyospora sont largement distribués dans la Région de Dakar et que Vavraia
culicis infeste faiblement et de façon irrégulière ses hôtes.
Mots clés: Microsporidies, Ultrastructure, Biologie, Pathologie, Epidémiologie,
Amblyospora, Nosema, Vavraia, Arthropodes d'eau douce, Hétéroptères, Diptères,
Ostracodes, Sénégal.

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