UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR
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FACULTE DES SCIENCES ET TECHNIQUES
ETUDE:S.,.RucrURALE·· .DEdtlAoATIONEl
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.SYNTHESEBIOMlllllETIQUE DE META801JrES
SECoPiDAfRES ISOLES D'ORGANISMES DELA .
.. COTE SENEGALAISE. PROPOSITION DE .' .
NOUVEAUX PROCESSUS BIOGENETIQUES
POUR OBTENIR LE TITRE DE DOCTEUR D'ETAT ES SCIENCES PHYSIQUES
PRESENTEE ET SOUTENUE LE 15 DECEMBRE 1995 PAR:
IBRAHIMA NDIAYE
('.,. ~:-
DOCTEUR DE 3ÈME CYCLE EN CHIMIE ORGANIQUE
(MAÎTRE ASSISTAND
MEMBRES DU JURY
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r: PRESIDENT:
M. L DIOP,
Professeur à la Faculté des Sciences et Techniques
~ MB'illRES:
M. E. BASSENE,
Professeur à la Faculté de Médecine et Pharmacie
1\\1. G. GUELLA,
Chercheur à l'Université de Trento
M.M. KONE,
Rapporteur - Maître de Conférences à la Faculté des Sciences et Techniques
M. F PIETRA,
Professeur à l'Université de Trento
M.A. SAMB,
Rapporteur - Professeur à la Faculté des Sciences et Techniques
M. F SIE SIB,
Rapporteur - Professeur à la Faculté des Sciences de Ouagadougou

---

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ETUDE STRUCTURALE,DEGRADATION ET SYNTHESE
BIOMIMETIQUE DE METABOLITES SECONDAIRES
ISOLES D'ORGANISMES DE LA COTE SENEGALAISE.
PROPOSITION DE NOUVEAUX PROCESSUS
BIOGENETIQUES

---

1
1
SlTMMARY
1
1
This thesis work has concerned the isolation, structural characterization up to
the conformational level, total synthesis, and biological assay of secondary
1
rnetabolites of two seaweeds and a sponge frorn the coasts of Senegal.
1
Of the 32 rnetabolites thus isolated, 15 are new cornpounds. Stereostructures
have been assigned frorn NMR and MS spectral data with the aid of chernical
1
degradation, total synthesis, and the preparation of derivatives.
J
Two new degradative routes of furanosesterterpenes have been clarified,
1
leading to C
or C
products; in the latter case sorne rnechanistic study has also
24
20
been carried out with other sesterterpenes to generalize the observations.
1
Sorne rnetabolites showed up as mixtures conformers in slow equilibriurn,
t
which have been studied by dynarnic NMR with the aid of simulation techniques.
1
Biogenetic routes to these rnetabolites are proposed on structural and reactive
l
basis as far as the sponge furanoterpenes are concerned, or by analogy with
biornirnetic synthesis for the algal peptide alkaloids.
r
Biological assays concerned cytotoxic and antibacterial activities ill vitro.
1
!
1

---

SOMMAIRE
INTRODUCTION GENERALE
1
PREMIERE PARTIE
GENERALITES SUR LES EPONGES ET ALGUES
3
INTRODUCTION
4
CHAPITRE 1
GENERALITES SUR LES EPONGES
5
1.1. - Déflnition et caractères généraux des éponges
5
1.2. - Classiflcation des éponges
5
1.3. - Les éponges de la côte sénégalaise
6
1.4. - Morphologie et lieu de récolte du matériel biologique: Ircinia jasciculata 9
CHAPITRE II
GENERALITES SUR LES ALGUES
10
2.1. - Déflnition et caractères généraux des algues
10
2.2. - ClassifIcation des algues
10
2.3. - Aperçu sur les CWorophycées
2.4. - Les Phaéophycées
2.4.1. - Caractères généraux et classiflcation
2.4.2. - Phaéophycées de la côte sénégalaise
2.5. - Les Rhodophycées
2.5.1. - Caractères généraux et classification
2.5.2. - Rhodophycées de la côte sénégalaise
2.6.- Morphologie et lieux de récolte du matériel biologique
19
2.6.1. - Dictyota ciliolata
2.6.2. - HaraldiopJzyllum sp.

---

DEUXIEME PARTIE
ETUDE DES METABOLITES SECONDAIRES
DE L'EPONGE IRCINIA FASCICULATA
22
INTRODUCTION
23
CHAPITRE 1
ISOLEMENT ET IDENTIFICATION DES
FURANOTERPENES
26
1.1. - Isolement
26
1.2. - Identification du sesterterpène fasciculatin (C
26
Z5 )
1.3. - Identification du norsesterterpène konakhin (C
33
Z4 )
1.3.1. -Analyses spectroscopiques
1.3.2.-Discussion sur la liaison hydrogène intramoléculaire
1.3.3.-Proposition d'un schéma de biogénèse
1.4. - Identification de l'acide carboxylique furanoterpénique (C
40
21 )
1.5. - Identification de l'aldéhyde furanoterpénique (C zo)
44
CHAPITRE II
HYPOTHESE BIOGENETIQUE PAR ANALOGIE AVEC
LA DEGRADATION OXYDATIVE DE
FURANOSESTERTERPENES (C )
"48"""
2S
2.1. - Introduction
48
2.2. - Dégradation oxydative de la fasciculatin (C Z5)
49
2.3. - Extention de la réaction de dégradation oxydative à d'autres
acides tétroniques furanosesterterpéniques (C
51
25)
2.3.1. - Dégradation oxydative de l' ircinin-l et ircinin-2
2.3.1.1 - Isolement et identification de l' ircinin-l, ircinin-2 et de ses
produits de dégradation naturelle
2.3.1.2. - Dégradation de l'ircinin-l et ircinin-2
2.3.2. - Dégradation oxydative de la palinurin
2.3.2.1. - Isolement et identification de la palinurin et de ses produits

---

r
t
de dégradation naturelle
2.3.2.2. - Dégradation de la palinurin
f
2.4. - Proposition de schémas de biogénèse de l'acide carboxylique
furanoterpénique (C
57
21 ) et de
l'aldèhyde furanoterpénique (C 20)
!
2.4.1. - Biogénèse de l'acide carboxylique furanoterpénique
2.4.2. - Biogénèse de l'aldéhyde furanoterpénique
!
CONCLUSION
63
[
TROISIEME PARTIE
~
ETIJDE DES METABOLITES SECONDAIRES
DE L'ALGUE DICTYOTA CILIOLATA
65
1
INTRODUCTION
66
1
CHAPITREI
1
ISOLEMENT ET IDENTIFICATION DES DITERPENES
70
1.1 - Isolement
70
!
1.2.- Identification du dictyolactone, de l'hydroxydictyolactone
et d'autres xénicanes similaires
71
t
1.3 - Identification de la joalin (diterpène xénicanique azoté)
79
1. 3.1. - Analyses spectroscopiques
t
1.3.2.- Proposition d'un schéma de biogénèse
1.3.3.- Activité cytotoxique de lajoalin
!
CHAPITRE II
1
ANALYSE CONFORMATIONNELLE DYNAMIQUE
DES XENICANES ISOLES
88
!
2.1 - Introduction
88
[
2.2. -Etude conformationnelle du dictyolactone et de l'hydroxydictyolactone
89
2.2.1 - Mise en évidence d'une interconversion confonnationnelle lente
1
2.2.2 - Paramètres cinétiques de l' interconversion confonnationnelle
l
t
b---~-~_·_--- ----:..-----~-~--:-:-..---

---

1
2.3 - Comportement conformationnel de l 'hydroxyacétyldicyolal
97
1
, CONCLUSION
99
1
QUATRIEME PARTIE
1
ETUDE DES METABOLITES SECONDAIRES
DE L'ALGUE HARALDIOPHYLLUM SP.
100
1
1
INTRODUCTION
101
CHAPITRE 1
1
ISOLEMENT ET IDENTIFICATION
DES METABOLITES SECONDAIRES
102
1
1.1 - Isolement
102
1.2.- Identification de composés benzéniques et indoliques usuels
102
1
1.3 - Identification et détermination de la configuration absolue de la
1
N, N-diméthylphénylalaninamide
103
1. 3.1. - Analyses spectroscopiques
1
1.3.2. - Synthèse et détermination de la configuration absolue
1.4. - Identification des alcaloïdes almazole A et almazole B
107
1
1.4.1 - Analyses spectroscopiques
1.4.2 - Etude de l'équilibre conformationnel de l'almazole A
l
1. 5. - Identification de l'alcaloïde indolique almazole C et de son précurseur
préalmazole C
120
1
1.5.1. - Analyses spectroscopiques
1.5.2. - Synthèse de l'almazole C et du préalmazole C
1
1.6. - Identification des dipeptides
136
(
1.6.1. - Analyses spectroscopiques
1.6.2. - Synthèse et détermination de la configuration absolue des dipeptides
1. 7. - Identification de l'alcaloïde indolique almazole 0
143
1. 8. - Recherches d' activités biologiques sur les nouveaux composés
149

---

1
r
CHAPITRE II
BIOGENESE DES METABOLITES
J
SECONDAIRES ISOLES
151
1
2.1. - Biogénèse des almazole A, B ,C , du préalmazole C et des dipeptides
151
2.2. - Biogénèse de l'almazole D
152
f
CONCLUSION
154
,
CONCLUSION GENERALE
156
!
PARTIE EXPERIMENTALE
159
[
2ème panie
161
3ème Panie
163
4ème panie
164
BIBLIOGRAPHIE
170

---

INTRODUCTION GENERALE
Il est généralement admis que les métabolites secondaires n'interviennent pas lors
du développement cytoplasmique des organismes végétaux ou animaux à partir duquel ils
sont synthétisés.
Leur rôle est surtout défensif ou écologique, se situant au niveau des intéractions
entre les espèces et leur biotope. La production par l'organisme de ces substances est
stimulée par des conditions stressantes (climat, agression physique ou pathogénique,
carence). Pour se défendre contre les agents pathogènes ou les prédateurs, l'organisme
marin synthétise par voie enzymatique ces molécules, généralement dotées d'une activité
biologique et parfois toxiques.
Ainsi les plus riches sources de métabolites secondaires sont les espèces molles
donc dépourvues de système de défense physique, et les espèces sessiles qui sont inaptes à
s' enfuir en cas d'attaque d'un prédateur. Ceci est le cas des algues et des éponges sans
spicules. Par contre, les espèces dotées d'un système de défense physique (éponges avec
spicules qui deviennent indigestes, échinodermes, crustacés) ou les espèces mobiles
(calmars) sont très pauvres en métabolites secondaires.
L'activité biologique de ces métabolites est à l'origine du formidable développement
de la recherche de nouvelles molécules thérapeutiques d'origine marine, souvent sans
équivalents en milieu terrestre. Ces travaux ont été sanctionnés durant ces vingt dernières
années par la découverte d'un très grand nombre de substances douées d'une forte activité
biologique(l), (2). Ainsi, les groupes pharmaceutiques les plus sceptiques au départ,
portent actuellement un intérêt particulier sur les produits naturels marins bioactifs.
Après avoir été considérée comme la source nutritionnelle d'avenir avec son
potentiel halieutique et sa flore algale, nous pouvons considérer la mer comme la
pharmacie du futur.

---

1
1.
Avec une façade maritime de 700 km environ dont un plateau continental de 20 000
1
km2 peuplé par une flore et une faune facilement accessibles, abondantes et variées, l'étude
des métabolites secondaires de ces espèces revêt une importance particulière pour le
1
Sénégal compte tenu de l'impact économique et médical potentiel.
1
Le contexte motive le choix porté sur ce thème, d'autant plus que ces organismes
n'ont jusqu'à présent fait l'objet que de peu d'études chimiques relatives aux métabolites
1
secondaires (3), (4), (5).
1
Notre étude porte sur une éponge de l'ordre des Dictyocératides (Irciniajasciculata)
et deux algues: une Dictyotale (Dictyora ciliolata) et une Céramiale (Haraldiophyllum sp.).
1
Elle est présentée en quatre parties :
1
- La première partie essentiellement bibliographique est consacrée à la classification
des algues et éponges, la morphologie et les lieux de récolte des espèces étudiées.
1
- Dans la deuxième partie, nous abordons l'étude des métabolites secondaires de
1
l'éponge Ircinia jasciculata.
l
Après identification des principaux composés, des réactions de degradations
oxydatives confinnant par analogie le lien biogénétique entre la fasciculatin (C 25) et les
l
furanoterpènes (C
et C
2l
20) ont été faites. Des schémas de biogénèse seront ensuite
proposés.
1
- Dans la troisième partie consacrée à l'algue Dictyota ciliolara, l'identification des
1
metabolites secondaires sera suivie de l'analyse confonnationnelle dynamique des xénicanes
isolés de cette algue.
1
- L'identification et la recherche d'activités biologiques, des différents métabolites
1
de l'algue Haraldiophyllum sp. seront faites à la quatrième partie.
Les structures des nouveaux composés seront confinnées par synthèse ou
[
conversion chimique.
r
2
[

---

1
1
r
(
1
PREMIERE PARTIE
1
1
('
f
1
GENERALITES SUR LES EPONGES ET ALGUES
1
r
l
l
l
CHAPITRE 1
: GEl\\TERALITES SUR LES EPONGES
1
1
CHAPITRE II
: GENERALITES SUR LES ALGUES
r
1
[

---

INTRODUCTION
Le' plateau continental sénégalais est très riche en éponges et algues. Cette richesse
pourrait être liée à la présence d'un écosystème marin favorable, et plus particulièrement à
la combinaison de plusieurs facteurs d'ordre climatologiques, hydrologiques et
géomorphologiques (6), (7) :
a) Les conditions climatiques font de la côte sénégalaise une zone de transition avec
l'influence du climat subcanarien froid et sec et du climat subguinéen caractérisé par des
courants d'air plus chauds.
b) Au point de vue hydrologique, le courant froid des canaries, un courant
équatorial plus chaud et plus salé, et l'arrivée des eaux de pluies en provenance des
embourchures guinéennes et casamançaises qui rendent l'eau encore plus chaude et
beaucoup moins salée, influencent alternativement la circulation côtière tout au long de
l'année.
c) Différents types de fonds meubles allant de la vase au sable grossier et débris
coquillier peuvent être trouvés.
d) Les fonds rocheux se présentent sous différents types (Figure l, II) (7)
- Les bancs d'origine sédimentaire,
- Les écueils côtiers,
- La zone d'origine volcanique entre Yoff et Bel-Air.
Les différents travaux relatifs à l'étude des algues et éponges de la côte sénégalaise,
permettent de constater une présence très variée d'espèces tropicales, méditerranéennes et
parfois nord atlantique (7).
4

---

CHAPITRE 1
GENERALITES SUR LES EPONGES
1.1 - DEFINITION ET CARACTERES GENERAUX DES EPONGES
Les éponges sont des animaux aquatiques, essentiellement marins, de formes,
dimensions et couleurs très variées.
Ce sont les invertébrés pluricellulaires les plus primitifs, ne possédant ni organe, ni
système nerveux, ni tissu différencié.
Grâce aux nombreux pores répartis sur le corps, d'où le nom de porifère qui leur
est donné, l'éponge pompe l'eau contenant l'oxygène et la nourriture nécessaire pour sa
survie. L'eau est ensuite rejetée avec les déchets et éventuellement les substances
nécessaires à la reproduction par un orifice plus large appelé oscule.
1.2. - CLASSIFICATION DES EPONGES
"La plupart des éponges possédent un squelette interne composé soit d'éléments
silicieux ou calcaires (les spicules), soit de fibres de spongine, soit des deux à la fois. Les
spicules et les fibres de spongine occupent une position caractéristique dans l'éponge et leur
arrangement spatial constitue la charpente squelettique différente pour chaque espèce
d'éponge. Cette charpente squelettique, la forme, les dimensions des spicules ou des fibres
de spongine sont les critères essentiels sur lesquels est basée la systématique. Les quelques
espèces d'éponges, qui ne possédent ni spicules, ni fibres, de spongine sont encroûtantes,
ce qui prouve bien que les éléments squelettiques sont essentiels à l'éponge pour élever son
corps dans la colonne d'eau" N. BOURY-ESNAULT (8).
Selon la nature et la forme des éléments du squelette les éponges peuvent être
réparties en trois grandes classes :
1. Les Calcisponges : elles sont littorales et possédent un squelette calcaire.
2. Les Hexactinellides : elles sont généralement abyssales donc très difficiles à
5

---

1
récolter. Elles possédent un squelette silicieux avec des spicules de symétrie 6.
1
3. Les Démosponges : elles sont de loin les plus nombreuses et les plus répandues
(9). Elles peuvent être littorales ou abyssales. Leur squelette est formé soit de
1
spicules silicieux de symétrie 1 ou 4 avec ou sans fibres de spongine, soit de fibres
1
de spongine seules. Parfois elles n'ont pas de squelette (espèces encroÛtantes).
1
En complément aux critères de classification liés à l'étude des éléments du
squelette, C. LEVI (l0) a proposé une méthode originale de classification basée sur le
1
mode de reproduction. Ainsi les Démosponges sont divisées en deux groupes :
- Les ovipares, constituant la sous-classe: Tétractinomorphes
1
-Les vivipares,constitués de deux sousclasses:
Homoscléromorphes, Céractinomorphes.
1
Selon la configuration de la charpente squelettique, chaque sous-classe est
subdivisée en ordres suivant le Tableau 1.
1
TABLEAU 1
1
SOUS-CLASSE
ORDRE
SOUS-CLASSE
ORDRE
[
Il
Il
Il
1
1 Homoscléromorphes Homosclérophorides
Haposclérides
1
Spirophorides
Poecilosclérides
Choristides
Céractinomorphes
-
Halichondrides
1
Tétractinomorphes Lithistides
Dictyocératides
1
Hadromérides
Dendrocératides
Axinellides
Vérongides
1
1.3. - LES EPONGES DE LA COTE SEI\\TEGALAISE
La plupart des éponges décrites ont été récoltées sur la zone littorale à partir des
grandes expéditions scientifiques des années 1950.
Cependant un certain nombre d'espèces nouvelles ont été récoltées durant ces dernières
années, soit en marée basse, soit en plongée sous-marine.
6

---

Dans le Tableau II, nous présentons les différents Démosponges de la côte sénégalaise.
Nous signalons que l'essentiel de ces espèces ont été repertoriées par C. LEVI (11), (12), (13) et
R. SOURIE (7). Cependant une mise à jour a été faite avec les nouvelles espèces identifiées
récemment.
TABLEAU II
DEMOSPONGES DE LA COTE SENEGALAISE
ORDRE
GENRE
ESPECE
LOCALITE
Il
1
Il
Il
1
Homosclérophorides Oscarella
o. lobularis
Pte BERNARD, FANN
Plakortis
P.
simplex
YOFF
Spirophorides
Cinachyra
C.
alloclada
JOAL,
FADIOUTH
C.
kukenthali
JOAL
C.
sp
Baie de HANN
Craniella
C.
cranium
Large SALOUM
Choristides
Chondrosia
C.
reniformis
Pte BERNARD
Dercitus
D.
plicatus
Pte BERNARD
Jaspis
J.
johnstoni
Pte BERNARD
Myriastra
M. paucistellata
FANN,Pte BERNARD
Pachastrella
P.
monolifera
-
Sidonops
S.
senegalensis
POPENGUINE,DAKAR
Stellata
S.
hispida
LARGE DE SALOUM
Goedia
G.
megastrella
-
ILithistides
Il Taprobane
liT.
spirophora
~[JOAL
1
Hadromérides
Cliona
C.
vastifica
-
Ficulina
F.
ficus
BAIE DE HAl\\'N
Placospongia
P.
décorticans
FANN
Polymastia
P.
agglutinans
Banc de SEMINOLE
Subérites
S.
domuncula
JOJ-l..L
Terpios
T.
fugax
Pte de BERNARD
Tethya
T.
aurantium
YOFF
Timea
T.
crassa
Baie de HANN
7

---

ORDRE
GENRE
ESPECE
LOCALITE
Il
Il
Axinella
A. polypoides
Cap de NAZE
Higginsia
H.
tethyoides
JOAL,
FADIOUTH
Pseudaxinella
P._lunaecharta
JOAL,
FADIOUTH
Axinellides
Rabderemia
R.
minutula
Pte de BERNARD
Raphidectyon
R.
spinosum
Large de SALOUM
Trikentrion
T.
loeve Carter
DAKAR
Haposclérides
Foliolina
F. pelata
Sud Baie de
Haposclérides
Halicloma
H.
cineraa
GOREE
Pte BERNARD, FANN
Poecilosclérides
Acanthacarnus
A.
sourili
YOFF
Axociella
A. pachyaxia
MBOUR
Biemna
B.
fortis
Burtonanchora
B. myxilloides
Clathria
C.
compressa
Fosse de KAYAR
Desmacidon
D.
fruticosa
Dictyoclathria
D. morisca
Cap MANUEL
Hamacantha
H.
johnsoni
Hymedesmia
H. pansa
Pte de BERNARD
H. peachi
FANN
H.
senegalensis
Pte de BERNARD
Lissodendoryx
L.
isodictyalis
YOFF
Microciona
M.
africana
Baie de HANN
M.
armata
ANSE BARNARD
M.
haplotoxa
FANN
Mycale
M.
fusiformis
GOREE-CAP MANUEL
M.
massa
M.
syrinx
FOSSE DE KAYAR
M.
senegalensis
Plage de HANN
Myxilla
M.
incrustans
YOFF
M.
rosacea
Plocamilla
P.
burtoni
ANSE BERNARD
P.
coriacea
Pytheas
P.
digitifera
Rotuloplocamia
R.
octoradiata
Pte de BERNARD
Tedania
T.
anhelans
DAKAR,
JOAL
Tylodesma
T.
digitata
banc de SEMINOLE
Heteroclathria
H.
hallezi
Plage de YOFF
Halichondrides
Halicondria
IH. sp
Pte de BERNARD
Hymerhabdia
IH.
topsenti
. ANSE BERNARD
1
8

---

ORDRE
GENRE
ESPECE
LOCALITE
Il
Il
Il
1
1
Dictyocératides
Dysidea
D.
fragilis
-
Ircinia
I .
fasciculata
ANSE BERNARD
I .
dendroides
NGOR
Dendrocératides
Aplysilla
A.
rosea
YOFF
A.
sulfurea
YOFF
Chelonaplysilla
C.
arenosa
Pte BERNARD
Darwinella
D.
australienis
YOFF
Halisarca
H.
dujardini
Baie de HANN
Dendrilla
D.
acantha
JOAL
Vérongides
Vérongia
A.
aerophoba
-
- --
- --
- --
A.sp
POPENGUINE
Aplysina
1.4. MORPHOLOGIE ET LIEU DE RECOLTE DU MATERIEL
BIOLOGIQUE
Irciniajasciculata (ESPER)(14f,elle a été récoltée en plongée sous-marine ( -33m) à
Konakhé (DAKAR).
C'est une éponge plate avec Cl à 2 cm) ct 'épaisseur; la couleur est rose, la
cons istence ferme et elle n'est pas très élastique.
9

---

CHAPITRE II
GENERALITES SUR LES ALGUES
2.1. - DEFINITION ET CARACTERES GENERAUX DES ALGUES
Les algues sont des végétaux, ne possédant ni feuilles, ni tiges, ni racines. Leur
corps est un thalle, d'où leur nom de thallophytes. Elle se reproduisent sans jamais donner
de fruits, graines ou fleurs d'où le terme de cryptogames. On connaît actuellement des
milliers d'espèces, vivant principalement dans les eaux salées et douces et
exceptionnellement en milieu terrestre.
Les algues réalisent toutes la photosynthèse et contiennent donc de la chlorophylle,
cependant la couleur du thalle n'est pas toujours verte, car un pigment spécifique lié à la
division de l'algue considérée peut s'ajouter au pigment photosynthétique fondamental.
Ainsi une première classification pourra être faite selon la couleur de l'algue.
- Absence de pigments surnuméraires :Algues vertes ou chlorophycées
- Présence de pigments surnémaires :
,--- > > > Bleu : Algues bleues ou Cyanophycées
PIGMENT - - - > > > Brun: Algues brunes ou Phaéophycées
'------ > > > Rouge : Algues rouges ou Rhodophycées
2.2 - CLASSIFICATION DES ALGUES
La classification des algues repose sur cinq critères (15) :
- Trois critères biochimiques qui sont :
* La nature des pigments photosynthétiques
* La nature des polyholosides de réserve
* La nature des polyholosides de soutien
- Deux critères morphocytologiques qui concernent :
* Le type de flagelle
* Certains détails de la structure cellulaire
A partir de ces critères, les algues sont réparties en plusieurs Divisions.
10

---

Cependant nous nous intéresserons qu'aux trois grandes Divisions d' algues marines
macroscopiques qui sont:
* Les Chlorophycées
* Les Phaéophycées
* Les Rhodophycées
Les spécificités de ces trois Divisions d' algues à l'égard des critères ci-dessus cités sont
regroupéês au Tableau III (15), (16)
TABLEAUm
CRITERES BIOCIllMIQUES ET MORPHOCYTOLOGIQUES
DE CLASSIFICATION DES ALGUES MARINES
CRITERES
Il
CHLOROPHYCEES
Il
PHAEOPHYCEES
Il RHODOPHYCEES
1
1
PIGMENTS
PHOTOSYNTHETIQUES
chlorophylles
+
+
+
carotenoides
+
+
+
biliprotéines
-
-
+
SUBSTANCES DE
RESERVE
amidon
+
-
-
floridane
-
-
+
laminarane
-
+
-
SUBSTANCES DE
SOUTIEN
cellulose
+
+
+
carraghénanes
-
-
+
acide alginique
-
+
-
et fucinique
FLAGELLES
+
+
-
ORGANISATION
CELLULAIRE
unicellulaire
+++
-
+
pluricellulaire
+
+++
+++
absence
+
présence
+++
majoritaire
Il

---

2.3. APERCU SUR LES CHLOROPHYCEES
Les Chlorophycées ou algues vertes constituent la classe la plus importante par le
nombre. Environ 7.000 espèces sont actuellement recensées dont un millier qui vit en
milieu marin. En raison de leur équipement photosynthétique, plusieurs espèces de
Chlorophycées vivent à une profondeur inférieure à 5 mètres. Elles ne supportent pas le
mode battu et vivent généralement dans les eaux calmes (baies, ports ,estuaires). Les
Chlorophycées présentent certaines analogies avec les autres végétaux: même composition
en pigments photosynthétiques, présence d'amidon et de cellulose.
2.4. - LES PHAEOPHYCEES
2.4.1 - Caractères généraux et classification
Les Phaéophycées ou algues brunes sont essentiellement marines et regroupent
environ 1.500 espèces. Elles sont des organismes pluricellulaires et macroscopiques. La
classification est basée sur des critères de reproduction sans alternance de génération (cas
des fucales) ou avec alternance de génération (autres Phaéophycées).
2.4.2 - Phaéophycées de la côte sénégalaise
Dans le Tableau IV, nous présentons, les phaéophycées sénégalaises. Nous
signalons que l'essentiel de ces espèces ont été repertoriées par R. SOURIE (7), P.
DANGEARD (17), M. BODARD et J. MOLLION (18), (19). Cependant une mise à jour a
été faite avec les nouvelles espèces identifiées récemment.
12

---

TABLEAU IV
PHAEOPHYCEES DE LA COTE SENEGALAISE
ORDRE
FAMILLE
GENRE
ESPECE
,
Il
Il
II
1
Fucales
Cystoseiracées
Cystoseira
c. senegalensis
Sargassacées
Sargassum
S. vulgare
s. sp
s. hystrix
s. ramifolium
Ectocarpales
Ectocarpacées
Feldmannia
F.
ralfsia
F.
irregularis
Bachelotia
B.
fulverscens
Giffordia
G. mitchelliae
Ralfsiacées
Ralfsia
R.
expensa
Sphacélariales
Sphacélariacées
Sphacelaria
s. tribuloïdes
s. brachygona
1
1
Dictyotales
Dictyotacées
Dictyota
D.
ciliata
D. pardalis
D.
divaricata
D.
crenulata
D. dichotoma
D. polycarpa
D. variabile
D.
naevosa
D.
ciliolata
pockockiell
P. variegata
Padina
P. vickersiae
P.
sp
P.
terastomatica
Spatoglossum
S.
solieri
S. variabile
S.
schroederi
Dictyopteris
D.
delicatula
Taonia
T.
atomaria
1Chordar ial e s
Chordariacées
Levringia
L.
atlantica
L.
brasiliensis
Il
Il
1
IScytosiPhonales
Scytosiphonacées
Colpomenia
C.
sinuosa
Il
Il
Il
1
Laminariales
Alariacées
Ecklonia
E. muratii
Punctariales
Punctariacées
Petalonia
P.
fascia
13

---

2.S. - LES RHODOPHYCEES
2.5.1 - Caractères généraux et classification
Les Rhodophycées ou algues rouges sont essentiellement marines et sont des
organismes macroscopiques et pluricellulaires. Elles possédent quelques caractères
spécifiques comme la présence des agars et carraghénanes. Ces composés sont des
polyméres de diholosides sulfatés formés à partir de galactose et/ou d'anhydride 3,6
galactose. Ils ont beaucoup d'applications dans l'industrie alimentaire et cosmétique.
Les Rhodophycées regroupent environ 4 000 espèces réparties entre deux groupes:
1) les Bangiophycidées qui sont des formes primitives, microscopiques et
unicellulaires avec comme exception le genre Porphyra, algue
macroscopique;
2) les Floridéophycidées qui sont des formes macroscopiques et
pluricellulaires donc plus évoluées.
La classification est basée sur des critères de biologie cellulaire et de reproduction.
2.5.2 - Rhodophycées de la côte sénégalaise
C'est la classe d'algues la plus représentée de la côte sénégalaise avec quelques
espèces spécifiques. Dans le tableau V, nous présentons les Floridéophycidées Sénégalaises
(7), (17), (18), (19). Une mise à jour a été faite avec les espèces identifiées récemment.
14

---

TABLEAU V
FLORIDEOPHYCIDEES DE LA COTE SENEGALAISE
ORDRE
FAMILLE
GENRE
ESPECE
Il
Il
1
1
Némaliales
Chaetangiacées
Scinaia
S.
canaliculata
S.
furcellata
S.
hormoides
Galaxaura
G.
sp
Acrochaetiacées
acrochaetium
A.streblocadiae
A. macropoda
Helminthocladiacées Helminthocladia
H.
senegalensis
Bonnemaisioniales Bonnemaisoniacées
Falkenbergia
F.
rufolanosa
F.
hillebrandii
Gélidiales
Gélidiacées
Gelidiella
G.
tenuissima
Gelidium
G.
senegalensis
G.
reptans
G.
foliosum
G. pusillum
G.
flaccidum
G.
crinale
G.
microterum
G.
sesquipedale
G.
pulchellum
G.
latifolium
G.
melanoideum
G.
arbuscula
Pterocladia
P.
capillacea
Gelidiocolax
G.
hemisphaerica
Corallinales
Corallinacées
Amphiroa
A.cryptarthrodia
A.
dilata
A.
fragillissima
A.beauvoisii
Jania
J.
rubens
J.
adhaerens
Lithophyllum
L.
lobatum
Corallina
C. mediterranea
C.
sp
1
15
"~lII'_ ........_ _ .... -,,-- •. , •••,. •
, . '
• . .

---

ORDRE
FAMILLE
GENRE
ESPECE
Cryptonémiales
Peyssonneliacées
Peysonnelia
P.
inamoena
Halymeniacées
Grateloupia
G.
lanceola
G.
filicina
Halymenia
H.
senegalensis
H.
hancockii
H.
agardhii
Cryptonemia
C.
seminervis
C.
sp
Dudresnaya
D.
sp
Gigartinales
Hypnéacées
Hypnea
H. musciformis
H.
cervicornis
H.
arbuscula
H.
unilateralis
H.
pannosa
H.
cenomyces
H.flagelliformis
H. cermoides
Caulacantacées
Caulacanthus
C. ustulatus
Plocamiacées
Plocamium
P.
coccineum
Gigartinacées
Gigartina
G.
teedi
G.
acicularis
G.
pistillata
Phyllophoracées
Gymnogongrus
G.
tenuis
G.
nigricans
G. martius
Gracilariacées
Gracilaria
G.
confervoides
G.
compressa
G. dentata
G.
camerunensis
G. henriquesiana
G.
occidentalis
G. mamillaris
,
G.
poliifera
G. verrucosa
Gracilariopsis
G.
sjostedtii
Gelidiopsis
G.
gracilis
G. variabilis
Solieriacées
Agardhiella
A.
tenera
Anatheca
A. montagnei
16

---

ORDRE
FAMILLE
GENRE
ESPECE
Meristotheca
M.
senegalensis
Rhodophyllidacées
Rhodophyllis
R.gracilariides
Sarcodiacées
Sarcodia
S.
ceylanica
Rhodyméniales
Rhodyméniacées
Rhodymenia
R.pseudopalmata
Botryocladia
B.
senegalensis
Fauchea
F.
hasslerii
Champiacées
Champia
C.salicornioides
Lomentariacées
Lomentaria
L.
firma
L. uncinata
Céramiales
Céramiacés
Antithamnionella
A.
elegans
A.
cruciatum
Ceramium
C. gracillimum
C.
tenerrimum
C. diaphanum
C.
cornutum
C.
corniculatum
C.
codii
C.
urugayense
C.
strictum
Centroceras
C.
clavulatum
Spyridia
S.
aculeata
S.
clavata
S.
filamentosa
Griffithsia
G.
tenuis
G. opuntioides
Spermothamnion
S.
investiens
Aglaothamnion
A.
tripinnatum
A.
decompositum
Bornetia
B.
secundiflora
Neomonosphora
N.
sp
17

---

ORDRE
FAMILLE
GENRE
ESPECE
Delesseriacées
Hypoglossum
H. woodwardii
H.
sp
Myriogramme
M.
costata
M.
dentata
Nitophyllum
N. punctatum
N.
sp
Haraldiophyllum
H.
sp
Pseudobranchio-
glossum
P.
senegalensis
Polyneura
P.
denticulata
Acrosorium
A.
uncinatum
Apoglossum
A.
ruscifolium
Rhodomélacées
Bryocladia
B.
thyrsigera
Streblocladia
S. neglecta
S.
collabens
Pycnothamnion
P. crustaceum
Herposiphonia
H.
tenella
H.
densa
H.
sp
H.
secunda
Polysiphonia
P.
ferulacea
P.
souriei
P.
sp
Leptosiphonia
L.
sp
Brongniartella
B. mucronata
Chondria
C.
densa
C. bernardii
C. platyclada
C.
scintillans
Laurencia
L. pinnatifida
L. undulata
L.
obtusa
L.
lata
L.
intricata
L. microcladia
L.
senegalensis
L.
scoparia
L.
poitei
Pterosiphonia
P. pennata
Dasyacées
Heterosiphonia
H.wurdemannii
Dasya
D.
sp
Dictyurus
D.
occidentalis
18

---

2.6. MORPHOLOGIE ET LIEUX DE RECOLTE DU MATERIEL
BIOLOGIQUE
2.6.1 Dictyota ciliolata Sonder (ex. Kützing)
Algue généralement solitaire de couleur jaune moutarde. Elle peut atteindre 10 à 20
cm de hauteur.Le thalle est régulièrement dichotomé
Elle a été récoltée en marée basse à la pointe de Senti (Joal).
L'algue a été identifiée par le Prof. A. Meinesz et R. Lemée de l'Université de
Nice -Sophia Antipolis.
2.6.2 Haraldiophyllum sp.
Cette algue se présente sous forme d'un tapis formé par un enchevêtrement de
petites unités de forme arrondie avec un diamétre d' lcm environ.
La couleur de l'algue varie en fontion de la profondeur où elle se trouve dans l'eau: rose
vers un mètre et rouge près de la surface (0,2-0,3m). Elle a été récoltée en marée basse aux
Almadies.
Cette algue a été identifiée partiellement paI1eDr. M. Verlaque de l'Université
d'Aix-Marseille comme étant un Haraldiophyllum. Malheureusement, nous n'avons pas
encore récolté une espèce en période de sporulation permettant d'identifier l'algue
complètement.
19

---

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---

Figure II
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o
21

---

DEUXIEME PARTIE
ETIJDE DES METABOLITES SECONDAIRES
DE L'EPONGE IRCINIA FASCICULATA
CHAPITRE 1: ISOLEMENT ET IDENTIFICATION DES
FURANOTERPE1\\TES
CHAPITRE II: HYPOTHESE BIOGENETIQUE PAR ANALOGIE
AVEC LA DEGRADATION OXYDATlVE DE
FURANOSESTERTERPE1\\TES (C1S)

---

INTRODUCTION
Les éponges du genre Ircinia de l'ordre des Dictyocératides sont très répandues à
travers le monde, ce qui explique les nombreuses études qui leurs sont consacrées, parfois
avec des espèces morphologiquement identiques mais biosynthétisant des métabolites
variés.
Parmi les composés fréquemment rencontrés dans ce genre, nous pouvons
distinguer:
• Les furanosesterpènes (CZ-j) linéaires : ces composés sont isolés essentiellement à
partir d'espèces de l'ordre Dictyoceratida, et particulièrement à partir du genre
Ircinia où ils sont généralement isolés comme métabolites secondaires majoritaires.
Beaucoup d' entre eux possédent une chaîne polyprényle entre un noyau furanne et
un acide tétronique. Le tout constituant cinq unités isoprénique (20).
Les premiers furanosesterterpènes linéaires ont été décrits au début des années 70:
ircinin-1 (la) et ircinin-2 (lb) isolés de Ircinia aras par CIMINO et al.(21).
OH
o
1 a
OH
1 b
Par la suite, plusieurs composés de ce type ont été isolés dont la grande majorité à
panir des éponges du genre Ircinia.
Parmi ceux-ci on peut citer la variabilin (2) isolée pour la première fois de Ircinia
variabilis (22), puis à panir du genre Sarcorragus et Psammocinia (23). Ce composé
23

---

CHAPITRE 1
ISOLEMENT ET IDENTIFICATION DES FURANOTERPENES
1.1ISOLE:MENT
L'éponge Irciniajasciculata a été récoltée en plongée sous-marine (-30m) à Dakar
(Konakhé). Après homogénéisation dans le méthanol suivie d'une série d'extraction dans
l'hexane puis l'acétate d'éthyle, le résidu est soumis à une "flash" chromatographie (FC)
avec gradient d' élution. Les différentes fractions soumises à une série de chromatographie
préparatives, "flash" chromatographies et HPLC nous a pennis d'isoler quatre composés:
la fasciculatin (10) déjà connue (30) et qui représente le produit majoritaire de cette
éponge, et les composés 12, 14, 15 qui sont nouveaux.
1.2 IDENTIFICATION DU SESTERTERPENE FASCICULATIN(C2s)
Après analyse des spectres de RMN et de masse, le composé 10 a été identifié
comme correspondant à la fasciculatin qui est un sesterterpène (C 25) représentant une classe
de produits naturels très rares jusqu'à l'étude des éponges de l'ordre Dictyoceratida et des
mollusques (nudibranches) qui sont leurs prédateurs (1). Cette structure a été confirmée
après étude des spectres RMN bidimensionelle COSYCH-1H) et HETCOR CH- l3C).
o
1 0
La fasciculatin a été isolée pour la première fois par CAFIERl et al. à partir de
Ircinia jasciculata de la Baie de Naples (30a). Ces auteurs avaient établi la structure sur la
base des données spectroscopiques et des transformations chimiques. En ce qui concerne la
stéréochimie, ils ont déterminé la configuration au niveau des carbones asymétriques C-2 et
26

---

C-6 comme étant S, après ozonolyse oxydative du produit. La configuration trans de la
double liaison C(7) =C(8) a été déduite de la valeur de la constante de couplage (J 7,8 = 15
Hz). Dans le cas du composé 10, cette constante de couplage est de 15,0 Hz. La
configurationE de la double liaison C(9) = C(1 0) a été détenninée quelques années plus
tard par ALFANü et al. (30b). Leur argumentation repose sur la relation qui existe entre
les déplacements chimiques en RMN du carbone 13, des groupements a (CH et CH
3
2) du
carbone quatenaire d'une double liaison isoprénique et la configuration de celle-ci. Il a été
démontré qu'en RMN du carbone 13 le méthyle sur une double liaison trisubstituée d'une
chaine isoprénique apparait plus vers les hauts champs avec une double .Li~ison E qu'avec une
double liaison Z(31). Ainsi pour le type de squelette qui nous intéresse, le déplacement
chimique de CH -C-1O peut passer de 15-16 ppm environ pour une double liaison E à 23-
3
24 ppm pour une double liaison Z. Dans le cas du composé 10, CH -C-1O résonne à 16,44
3
ppm confIrmant ainsi la configuration E de la double liaison C-9.
La stéréochimie de la double liaison C(I)=C(5') exocyclique au tétronique acide a
été établie par MANES et al. (32) sur la base de l'étude de la résonance en RMN du proton
de H-C-l après acétylation de üH-C-4'. Pour la fasciculatin la configuration Z est
supportée par un blindage de 0,59 ppm. Pour le composé 10, la configuration Z de cette
double liaison est confinnée par un blindage de 0,40 ppm.
S'~"~P1m
S'O'~PHPm
o~~Me
0 : .
(MeCO)20
1
R
"
'
- - - - -••
R
"
0 '
P y r l d l n e
o
o
0
1 0
I l
R
=
L'acétylation a été faite selon le protocole utilisé par CAFIERl et al. (30a). En ce
qui concerne les 2 carbones asymétriques C-2 et C-6, on pourrait leurs attribuer la
configuration S car nous observons un pouvoir rotatoire [a]o20= - 23,7° (c= 2,25; CHCI ),
3
27

---

qui est en accord avec celui de la fasciculatin publiée par CAFIERl et al. (30a).
SM-lE (mJz(%)): 398(16, M+') ; 383(36, M+'-Me) ; 203(15) ; 175(19) ; 149(20) ;
135(100) ; 109(21) ; 95(43) ; 81(67) ; 67(20).
Les données de la RMN sont présentées au Tableau VI. Nous signalons qu'il y a
une parfaite identité entre ces données et celles publiées par CAFIERl et al. pour le proton
(30a) et ALFANO et al. pour le carbone 13 (30b). Le Figure m, IV et V représentent
respective'ment le spectre de RMN du tH , 13C et HETCOR de la fasciculatin.
28

---

TABLEAU VI
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DU COMPOSE 10
IH
13C
13C
N°
ô(ppm)(mult. ; J(Hz))
ô(ppm)m
ô(ppm)m (30b)
CDCl
CDCl
CDCl
3
3
3
1
5,41 (d; J ,2= 10,0)
117,14 d
116,6
1
2
2,75(m(l))
30,91 d
30,9
3
1,25-1,35(m(l))
37,05" t
37,1
4
1,25-1,35 (m(l))
25,05 t
25,1
5
1,25-1,35 (m(l)
37,03 "t
37,1
6
2,13 (m(l))
36,83 d
36,9
7
5,42 (dd; J76 = 7,9; J78 = 15,0)
138,36 d
138,2
,
.
8
6,17 (ddd;J8,6= 1,1;J8.9 = 10,8;J8,7
124,75d
124,9
=15,0)
9
5,77(d(l); J9,8=10,8)
125,03 d
125,3
10
--
136,00 s
135,7
11
2,04 (t; J 11.12= 7,8)
39,28 t
39,3
12
1,67 (quint; J = 7,8)
28,06 t
28,1
13
2,38 (t; J 13,12 = 7,8)
24,33 t
24,4
2'
--
173,19 s
172 ,8"'
3'
--
99,08 s
98,9
4'
--
162,95 s
1629"
,
5'
--
142,79 s
143,1
2"
7,19 (m)
138,74 d
138,7
3' ,
--
124,98 s
124,9
4"
6,25 (m)
110,95 d
110,9
5"
7,32 (pseudo t; J5",4"= J ",2"=1,8)
142,57 d
142,5
5
CH -C(3')
1,82 (s)
3
6,03 q
6,1
CH -C(2)
3
1,03 (d, J <,2= 6,8)
20,53 q
20,6'
M
CH -C(6)
3
0,96 (d, J
,6= 6,8)
20,66 q
20,7'
Me
CH -C(l0)
3
1,71 (d, J
,9= 1,2)
16,44 q
16,
Me
,
" Ces attrIbutIOns sont mterchangeables; HO résonne à 9,1 ppm sous forme d'un signal trés
large,
29

---

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31
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1

---

Figure V
Speqtre de RMN des héterocorrélations 11-1, 13C (HETCOR) de la fasciculatin (CDCI ).
3
LA
1 1 1 1 ) ,
l
J
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A
J
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56
46
36
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140
130
120
110
100
90
80
'n
20
10
~

---

1.3 IDENTIFICATION DU NORSESTERTERPENE KONAKHIN (Cz,J
1.3.1 Analyses spectroscopiques
Ce composé isolé à partir des fractions les plus polaires posséde la fonnule brute
C24H37Cl03 , établie après analyse du spectre de RMN du carbone 13 et d'un spectre de
masse hau"te résolution.
mlz trouvé = 408,2410 ; calculé (C24H37C103) = 408,2431
Après examen des spectre de RMN, nous remarquons que ce composé présente des
signaux superposables à ceux du fragment A allant du furanne au carbone 3 de la
fasciculatin (10) (carbone 7 pour 12).
Fragment
A
Ainsi en RMN du proton, nous observons 3 signaux à ô 7,37; 7,26 et 6,30 ppm
caractéristiques d'un furanne p substitué. La présence de 2 triplets à ô 2,39 et 2,07 ppm et
d'unquiritet à ô 1,68 ppm sont attribuables respectivement à 2H-C-17, 2H-C-15 et 2H-C-
16. Les protons oléfiniques H-C-13, H-C-12 et H-C-ll résonnent repectivement à ô 5,77
ppm (d), 6,21 ppm (ddd) et 5,40 ppm (dd). Une série de multiplets à ô 1,24 ppm intégrant
6H indique la présence de 2H-C-9, 2H-C-8, 2H-C-7. Le méthyle vinylique résonne à ô
1,73 ppm (d) tandis que CH3-C-I0 apparaît à ô 0,99 ppm (d). Ces données combinées avec
celles du carbone 13 présentant aussi les mêmes similitudes (voir Tableau VII) confinnent
la présence du fragment A.
Dans la portion restante se trouvent 2 oxygènes et un chlore. La présence sur ce
fragment d'une fonction alcool et carbonyle est supportée par les deux bandes du spectre
infra-rouge à 3480 cm -I(t) et 1720 cm- 1 (m) attribuables respectivement à ces deux fonctions.
La RMN du l3C confirme l'existence d'une fonction cétone avec le signal à ô 207,96 ppm (s)
33

---

et signale 2 carbones doublets à ô 84,22 et 55,39 ppm. La RMN du lH indique la présence
de 2 protons résonant à 6 4,53 ppm(d) et 4,29 ppm(dq) attribuables à deux protons tertiaires
par le spectre HETCOR qui montre 1'héterocorrélation entre le proton à 6 4,29 ppm et le
carbone à 6 55,39 ppm puis entre le proton à 6 4,53 ppm et le carbone à 6 84,22 ppm. Ceci
permet d'établir la présence des groupements CHOH et CHCl dont les déplacements
chimiques respectifs en RMN du lH/l3C à 4,53/84,22 ppm et 4,29/55,39 leurs sont
caractéristiques. L'irradiation du proton à 6 4,29 ppm (dq, 1=5,6 Hz; 6,8 Hz) transforme le
doublet du méthyle à 6 1,57 ppm (d, 1 =6,8 Hz) en un singulet et le doublet du proton 6
4,53 ppm (d, 1=5,6 Hz) en un singulet. L'ensemble de ces données a
permis d'établir la
présence du fragment (CH -CHC1-CHOH-CO). La RMN du lH signale outre un méthyle à 6
3
0,88 ppm (d) la présence d'un système ABX avec une partie AB centrée à 6 2,83 ppm(dd),
62,57 ppm (dd) et une partie X à 6 2,00 ppm(m). La valeur des déplacements chimiques des
2 protons de la partie AB et 1AB = 18,8 Hz sont en accord avec la position d'un méthylène
en Cl d'une cétone. Dans le spectre de RMN du l3C, la résonance de ce méthylène à ô 48,38
ppm est confirmœpar l' hétérocorrélation entre ce carbone et les protons de la partie AB.
L'irradiation du proton à 6 2,00 ppm (m) transforme le système ABX en AB et le doublet du
méthyle à 6 0,88 ppm en un singulet. Ceci est confirmé par le COSY qui montre la
corrélation du
proton à 6 2,00 ppm avec le méthyle à 6 0,88 ppm et les protons de la
partie AB.
Le fragment B du composé 12 peut être établi comme suit:
OH
CI
Fragment
B
L'attribution des signaux du spectre de RMN du l3C à 6 20,96 ppm (q) ; 20,63 ppm
(q) et 27,95 (d) respectivement à CH -1; CH -C-6 et CH-6 est confirmée par
3
3
j'hétérocorrélation entre les carbones à 6 20,96 et 20,63 ppm respectivement avec les
protons à 61,57 et 0,88 ppm;puis entre le carbone à 6 27,95 ppm et le proton à 6 2,00 ppm.
34
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.....
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---

La jonction de ces deux parties au niveau des carbones 6 pour B et 7 pour A,
supportée par la corrélation entre le proton H-C-6 à ô 2,00 ppm et un signal à ô 1,24-1,35
ppm où résonne 2H-C-7, conduit au composé 12 qui est un nouveau type de
furanonorsesterterpène (C24) nommé konakhin en rapport avec le lieu de récolte de
l'éponge: Konakhé (Dakar).
konakhin
12
La constante de couplage J 11,12 = 15,0 Hz conf'mne la configuration E de la double
liaison C(1l)=C(l2), alors qu'en RMN du l3C la position du méthyle vinylique à ô 16,51
ppm ppm indique une configuration E pour la double liaison C(l3) =C(14).
La konakhin étant un produit de dégradation de la fasciculatin (10), les configurations des
carbones 6 et 10 pourraient être considérées comme étant 6S, lOS
La structure du composé 12 est supportée par les résultats de la SM-lE basse et
haute résolution (chaque fragment chloré se manifeste avec la présence des 2 pics dus au
35Cl et l'isotope 37Cl (33%)):
m/z(%):410/408 (113, M+'); 395/393 (7121, [M-CH r); 372 (14, [M-HCI]+); 357
3
(57, [M-CH -HCI] +); 135 (100).
3
Les données en RMN du proton et carbone 13 sont présentées au Tableau VII. La
Figure VI représente le spectre de RMN du proton.
1.3.2 Discussion sur la liaison hydrogène intramoléculaire
Quand le spectre de RMN du proton est enregistré dans CDCl 3 , nous remarquons
l'apparition du signal de OH sous forme d'un large singulet à ô 2,22 ppm indiquant ainsi
l'existence d'une liaison hydrogène intramoléculaire avec le carbonyle voisin. Ceci est
35

---

confirmé par la résistance à l' acéty lation du composé 12 en présence de
(CH CO)20 /pyridine à température ambiante.
3
Récemment 2 norsestenerpènes similaires à la konakhin (12) ont été publiées
simultanément à ce dernier (33). Contrairement à la konakhin, ces composés Ba et 13b qui
sont des isomères sont facilement acétylés selon le même protocole que ci-dessus, indiquant
ainsi l'absence d'une liaison hydrogène intramoléculaire.
13a/13b
R=R 2
12
R=R 1
80,2
ppm
84.22
ppm
4.30
ppm
4.85
ppm
OAc
R ~o/
OAc
5
3 l : ' /CI
Ac
R y r ( y C I
2 0
Ac 2 0
..
YY
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o
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1
/
R=R
R=R
2
1
1 2
R =
1
13a/13b
R =
2
Après examen des données de la RMN de Ba et 13b, nous remarquons que les
déplacements chimiques de H-C-3 et C-3 sont respectivement à 0 4,30 et 80,2 ppm contre
4,85 et 84,22 ppm pour le composé 12. Ce déblindage au niveau du carbone hydroxylé, qui
ne peut être imputé à une différence structurale du moins sur la partie qui nous interesse,
pourrait avoir pour origine la liaison d'hydrogène intramoléculaire.
Une différence de la stéréochimie relative, qui implique généralement une
différence conformationnelle, pourrait expliquer la présence de la liaison hydrogène
intramoléculaire sur 12 et son absence sur Ba et 13b. En effet, les configurations relatives
des centres chiraux C-2 et C-3 n'ayant pas été déterminées pour 12 et 13, les résultats de la
RMN et la résistance à l' acétylation de 12 établissent une relation diastéréoisomérique
entre ces deux composés. Cette relation, pourrait placer le fragment
36

---

(Me-CHCI-CHOH-CO-) du composé 12 dans une confonnation privilégiée perIIl:ettant la
liaison hydrogène intramoléculaire.
1.3.3 Proposition d'un schéma de biogénèse
La konakhin (C 24) qui est issue d'un nouveau type de dégradation est un
sesterterpène dégradé et halogéné. L'incorporation d'halogènes sur les terpènes dégradés
est très rare. Néanmoins, nous pouvons citer l'exemple du kumepaloxane qui est un
trinorsesquiterpène (C n ) incorporant un Br et un Cl et isolé d'un mollusque nudibranche
(35).
Le schéma biogénétique conduisant à la konakhin pourrait être établi à partir de la
fasciculatin (10) précurseur. La dégradation démarre avec l'ouverture de la lactone de
l'acide tétronique donnant ainsi un p-céto-acide qui subit à son tour une décarboxylation
conduisant à l'énol. Celui-ci sera soumis à une chloration par un chloroperoxidase. La
dicétone chlorée sera fmalement réduite pour conduire à la konakhin.
OH
OH
R~
2
hydrolyse.
_-_C_O_... R
-.....:
-......::
m /""ltC,+
o
o
o
1 0
(H)
1 2
R
37

---

TABLEAU VII
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DE LA KONAKHIN 12
IH
IH
IH ô(ppm)
13C
13C
ô(ppm)
N°
ô(ppm)(mult.; ](Hz))
ô(ppm)
corresp.110
ô (ppm)m
corresp.110
CD30D
CDC13"
CDCl3
CDC1
CDCl
3
3
1
1,57 (d; ]1,2= 6,8)
1,54
20,96 q
2
4,29(dq; ]2,1= 6,8, ]2,3=5,6)
4,33
55,39 d
3
4,53 (d; ]32= 5,6)
4,85
84,22 d
4
--
--
--
207,96 s
Partie AB du système ABX
2,60
5
5A:2,83(dd; ]A,B=18,8, ]AX=5,1)
48,38 t
2,56
5B:2,57(dd; ]A,B=18,8, ]Bx=7,8)
6
Partie X: 2,00(m)
2,03
27,95 d
7
1,24-1,35 (m)
1,2-1,3
1,25-1,35
36,85 t
37,05"
8
1,24-1,35 (m)
1,2-1,3
1,25-1,35
24,75 t
25,05
9
1,24-1,35 (m)
1,2-1,3
1,25-1,35
37,34 t
37,03 ""
10
2,15(m)
2,10
2,13
37,01 d
36,83
Il
5,40 (dd; ]11,12= 15,0; ]11.10= 8,3)
5,42
5,42
138,49d
138,36
6,21 (ddd; ]12,11=15,0; ]12,13= 10,7;
12
6,17
6,17
124,70 d
124,75
]12.10=0,8)
13
5,77 (d(l); ]13,12=10,7)
5,77
5,77
125,11 d
125,03
14
--
--
--
135,97 s
136,00 .
15
2,07 (t, ]15,16=7,9)
2,05
2,04
39,34 t
39,28
16
1,68 (quint.; ]= 7,8)
1,66
1,67
28,11 t
28,06
17
2,39 (t; ]17.16= 7,6)
2,37
2,38
24,38 t
24,33
2'
7,26 (m)
7,18
7,19
138,77 d
138,74
."
-'
--
--
--
124,98 s
124,98
4'
6,30 (m)
6,24
6,25
110,97 d
110,95
5'
7,37 (pseudo t; ]5'.4'= ]5'.2,=1,8)
7,32
7,32
142,63 d
142,57
CH -C(6 )
3
0,88 (d;JMe.6=6,6)
0,86
20,63 q
CH -C(l0)
3
0,99 (d;JMe 10=6,6)
0,96
0,96
19,51 q
20,66
CH -C(14)
3
1,73 (d; JMe. =l ,2)
13
1,71
1,71
16,51 q
16,44
*
,
..
HO sort a 2,22 ppm sous fonne cl un large Singulet;
Ces attrIbutIons sont Interchangeables.
2
[a]D °=+6,OO(c=0,1 ;CHCU; IR (film), \\'m..,cm-': 3480 (f), 1720 (m); UV(CH;OH), À
nm(E)238 (22000)
max
38

---

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---

1.4 IDENTIFICATION DE L'ACIDE CARBOXYLIQUE
FURANOTERPENIQlΠ(CZ1)
Cè composé posséde la formule brute C21H3203 , établie à partir du spectre de RMN
du BC et de la spectroscopie de masse haute résolution.
m/z trouvé = 332,2359; calculé (C21H3203) = 332,2351
L'examen des spectres de RMN nous indique la présence des signaux
superposables à ceux du fragment A de la fasciculatin (10) et de la konakhin (12).
fragment
A
Les données en RMN ainsi que les différentes constantes de couplage (voir Tableau
VITI) confirment la présence de ce fragment sur le composé 14.
COOH
fragment
B
Pour la portion restante, la RMN du BC signale la présence d'un groupement
COOH à ô 187,30 ppm (s), un CH
et un carbone tertiaire résonant
2 , un CH 3
respectivement à ô 40,90 (t), 20,67 (q) et 30,15 ppm (d). Le spectre de RMN du IH fait
apparaître en plus d'un méthyle à ô 0,93 ppm, 3 multiplets centrés à ô 1,90; 2,10 et 2,28
ppm intégrant chacun un proton. Ces signaux très complexes pourraient indiquer la
présence d'un système ABX avec une partie AB centrée à ô 2,28 et 2,10 ppm et une partie
X à ô 1,90 ppm. L' irradiation du proton à ô 1,90 ppm (m) transfonne le doublet du
méthyle à ô 0,93 ppm en un singulet et transfonne le système ABX en AB (J = 14,8 Hz).
/;:~f~~;"~=:~;j'"
40
"

---

Sans l'aide d'autres techniques, les signaux du spectre de RMN du l3C résonant à ô 40,90
(t); 20,67 (q) et 30,15 ppm (d) peuvent être attribués respectivement au CH 2 (ô(H) 2,10 et
2,28 ppm); CH (ô(H) 0,93 ppm) et au carbone tertiaire dont le proton résonne à ô 1,90
3
ppm. La valeur des déplacements chimiques en RMN du méthylène supporte sa présence en
position a du COOH. L'ensemble de ces données permet d'établir le fragment B du
composé 14.
udonction de A et B confIrmée par la corrélation entre le proton H-C-3 à ô 1,90
ppm et un signal à ô 1,25-1,35 ppm où résonne 2H-C-4, conduit au composé 14 qui est un
nouveau furanosesterterpène (C21 ) "tronqué".
COOH
1
1 4
La confIguration E de la double liaison C(8) = C(9) est supportée par une constante
de couplage J
= 14,9 Hz, alors que pour la double liaison C(lO)=C(ll) la résonance en
8.9
RMN du l3C de CH -C-ll à ô 16,48 ppm signale une double liaison E.
3
Comme pour la konakhin (12), les centres chiraux C-3 et C-7 issus de la fasciculatin
(10) pourraient être considérés comme étant 35,75.
La structure du composé 14 sera encore confIrmée à la suite de sa préparation par
dégradation oxydative de la fasciculatin (10) qui sera traitée au prochain chapitre.
Bien qu'étant nouveau, des composés de ce type, issus de la dégradation naturelle
du sesterterpène correspondant sont déjà connus. Parmi ceux-ci se trouvent les composés
3a, 3b (24a) et 4 (23b) déjà cités dans l'introduction.
Les données en RMN du IH et l3C sont présentées au Tableau VIII. La Figure VII
représente le spectre de RMN du lH .
41
.,.'

---

TABLEAU VIII
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DU COMPOSE 14
IH
lH Ô(ppm)
l3C
l3C
Ô(ppm)
N°
Ô(ppm)(mult. ; 1(Hz))
corresp./ 10
Ô(ppm)m
corresp./ 10
CD 0D
CDCl
CDCl
CDCl
3
3
3
3
1
--
--
187,30 s
2
2, 10(m) et 2,28 (m)
40,90 t
3
1,90 (m)
30,15 d
4
1,25-1,35 (m)
1,25-1,35
36,79 t
37,05 •
5
1,25-1,35 (m)
1,25-1,35
24,64 t
25,05
6
1,25-1,35 (m)
1,25- 1,35
37,19 t
37,03 •
7
2,13 (m)
2,13
36,96 d
36,83
8
5,37 (dd; 1
= 14,9; 1
= 7,9)
5,42
138,45d
138,36
8•9
8.7
6,21 (ddd; 1
= 14,9; 1
= 10,8;
9.8
9. 10
9
6,17
124,74 d
124,75
1 =0,8)
9•7
10
5,76 (d(I); 1
= 10,8)
5,77
125,04 d
125,03
109
11
--
--
136,05 s
136,00
12
2,07( t; 112 l3 = 7,8)
2,04
39,32 t
39,28
13
1,68 (quint.; 1 = 7,8)
1,67
28,08 t
28,06
14
2,39 (t; 114. =7,8)
2,38
24,37 t
13
24,33
2'
7,26 (m)
7,19
138,78 d
138,74
3'
--
--
124,99 s
124,98
4'
6,30 (m)
6,25
110,96 d
110,95
5'
7,37 (pseudo t;]5'.2,=15',4'= 1,8)
7,32
142,62 d
142,57
CH -C(3)
0,93 (dO); l
=6,6)
3
Md
20,67 q
C(5')
CH -C(7)
1,00 (d; l
=6,6)
3
0,96
Me .7
19,67 q
20,66
CH -C(11)
3
1,72 (d; l
=I,O)
1,71
Me . IO
16,48 q
16,44
. Ces attrIbutions sont interchangeables.
20
[a]D
= + 10° (c = 0,1; CHCI 3);
UV (CH 30H), À
nm(E): 238 (21000);
max
SM-IE (mJz(%)): 332(16, M+"); 317 (100, [M-CH ]+); 315 (1, [M-OHr); 250(11);203(5).
3
42
...-
.._.--.-
.....-.. ...
.._--".---
-~
...........-_....-_..~
...._--~.~... ~
~
~.'-_.
-~
.;:~-
'~
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' . "
J "
•

---

".-.
...
-~
...
~--......-
...
~~
...-
......
-
......
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u..- .~~ ::J ..... u > ...... ......
.2
'"0
u
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u 0 E
0.. o u:J -
~. z
~
'o:t
=-,,*,-=0
6BEOZ
==:========--
-
o
<0
\\
N
.•
u o
o I
Il
J
~
1
N
1l6Z
L&Z
OZZO&
HiZO&
0
&
0&
J
"..J
__
rOZoll
OHOII
-~=~::>
&œO&~
\\
~ C----"-< r ," :-
~ Q. ~
43

---

1.5 IDENTIFICATION DE L'ALDEHYDE FURANOTERPENIQUE (C20)
Ce composé qui se caractérise par son instabilité posséde la formule brute C2oH3002'
établie après analyse du spectre de RMN du l3C et l'obtention du pic moléculaire du spectre
de masse haute résolution.
m/z trouvé = 302,2245; calculé (C2oH3002)= 302,2245
Comme il a été constaté lors de l'étude des composés 12 et 14, l'examen des
spectres de RMN indique la présence des signaux caractéristiques du fragment A de la
fasciculatin (voir Tableau IX) avec comme exception le CH 2 en bout de chaîne résonant à ô
37,05; 36,85 et 36,79 ppm respectivement pour les composés 10, 12 et 14 et qui subit dans
ce cas un sensible déplacement vers les hauts champs: ô 30,65 ppm (t). Ce blindage
permet de prévoir que le fragment B lié à ce carbon, présente au voisinage de celui-ci un
changement de structure comparativement aux composés 12 et 14.
La nature du fragment B a été établie après étude des spectres de RMN. Ainsi le
spectre l3C révéle la présence d'un CHO résonant à ô 205,36 ppm (d) et confIrmée en
RMN du proton par un signal à ô 9,59 ppm (d; J=2,0 Hz) caractéristique d'une aldéhyde.
Le reste des signaux de la RMN du proton concernant B se présente sous forme d'un
doublet à ô 1,07 ppm intégrant 3H, et un multiplet centré à ô 2,31 ppm intégrant 1H.
L'irradiation de ce derruer transforme le doublet du méthyle à ô 1,07 ppm en un singulet
et le doublet de l'aldéhyde à ô 9,59 ppm en un singulet. En RMN du 13C le reste des
signaux concernant B se présente sous forme d'un quadruplet à ô 13,40 ppm et d'un
doublet à ô 46,31 ppm, caractéristique d'un carbone tertaire en position C( d'un CHa.
La synthèse de toutes ces données conduit au fragment B: CH 3-CH-CHO.
La jonction de celui-ci avec le fragment A conduit au composé 15.
1
CHO
1 5
44

---

Pour CH -3 et ses homologues dans 10, 12, et 14, les calculs effectués avec des
2
méthodes empiriques (36) donnent des déplacements chimiques en 13C proches de ceux
observés.
Comme pour les composés 12 et 14 et selon la même méthodologie, les
configurations des doubles liaisons C(7) =C(S) et C(9) =C(l 0) sont établies comme étant E,
alors que les configurations des centres chiraux C-2 et C-6 pourraient être considérées
comme éÛmt 25,65.
La structure du composé 15 sera encore confIrmée à la suite de sa préparation par
une réaction de dégradation oxydative de la fasciculatin (l0) qui sera traitée au prochain
chapitre.
Ce type de composé est rare et représente le premier cas d'un aldéhyde,
formellement, furanoditerpène (C 20) issu de la dégradation naturelle d'un sesterterpène
(C2S)'
Les données en RMN du lH et 13C sont présentées au Tableau IX. La Figure VIII
représente le spectre de RMN du proton.
45

---

TABLEAU IX
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DU COMPOSE 15
IH
IH Ô(ppm)
13C
13C
Ô(ppm)
N°
ô (ppm)(mult. ; J(Hz»
corresp./ 10
Ô(ppm)m
corresp./ 10
CDCI)
CDCl)
CDCI)
CDCl)
1
9,59(d; J1,2 = 2,0)
205,36 d
2
2,31 (m)
46,31 d
3
1,24 -1,30(m)
1,25-1,35
30,65 t
37,05 •
4
1,24-1,30 (m)
1,25-1,35
24,74 t
25,05.
5
1,24-1,30 (m)
1,25-1,35
37,13t
37,03 •
6
2,15 (m)
2,13
36,92 d
36,83
7
5,42 (dd; J7,8= 14,8; J7,6= 8,3)
5,42
138,08 d
138,36
6,18 (ddd; J8,7= 14,8; J8,9= 10,7;
8
6,17
124,97 d
124,75
J8.6=0,8)
9
5,77 (dO); J9,8=1O,7)
5,77
124,97 d
125,03
10
--
--
136,27 s
136,00
11
2,05 (t; J
12= 7,5)
2,04
39,32 t
39,28
11
12
1 ,67(quint; J = 7,6)
1,67
28,11 t
28,06
13
2,38 (t; J I3. =7,5)
2,38
24,39
12
t
24,33
2'
7,19(m)
7,19
138,81 d
138,74
3'
-_.
--
125,00 s
124,98
4'
6,25 (m)
6,25
110,98 d
110,95
5'
7,33 (pseudo t; J5'.2,=J5',4'= 1,8)
7,32
142,64 d
142,57
CH)-C(2)
1,07 (d;JMe.2=6,9)
13,40 q
CH)-C(6 )
0,98 (d;JMe6=6,6)
0,96
20,75 q
20,66
CH)-C(10)
1,72 (d;JMe.9=1,4)
1,71
16,51 q
16,44
. Ces anributions sont interchangeables.
20
[0:]D
= +9° (c = 0,08; CHC!);
UV (CH)OH), À
nrn (E): 238 (20200);
max
SM-lE (mJz(%»: 302 (4, M +); 287 (53, [M-CH)] +); 274 (9, [M-CO] +); 259 (57, (M-
CH)COr); 220 (10); 203 (16); 81 (l00).
46

---

Et"S"1
g;S
<::;';
ZOE· OOE·'
2L2·
•
1
;
i
-
~U
I
o
OSS·S
-
-01
-r~
47

---

CHAPITRE II
HYPOTHESE BIOGENETIQUE PAR ANALOGIE AVEC LA
DEGRADATION OXYDATIVE DE FURANOSESTERTERPENE (C2S)
2.1 INTRODUCTION
Après l'identification des premiers furanoterpènes (C 21 ) tronqués ircinin-3 (3a) et
ircinin-4 (3b) (24a) jusqu'au début des années 80, l'origine biogénétique de ces composés qui
ont souvent coexister dans la même espèce avec le furanosesterterpène (C 25) correspondant fut
l'objet de beaucoup de spéculations. En s'appuyant sur la parenté structurale, et la coexistence
dans la même espèce, MINALE et al. ont proposé l'idée que les C 2! sont issus de la
dégradation des sesterterpènes (C25) avec la perte de 4 atome5de carbone plutôt que la
biosynthèse par l'addition d'un carbone supplémentaire à un diterpène (C 20) précurseur (24b).
Cette hypothèse créera un certain intérêt aussi bien auprès des taxonomistes (37) que des
chimistes. Ainsi FAULKNER (38) proposera un schéma biogénétique dans lequelJa perte des 4
atomes de carbone a lieu par une coupure oxydative d'une a- dicétone obtenue après hydrolyse
de l'acide tétronique.
OH
Z~
COOH
(OX)
-----+~
r COOH
o
Ce schéma a été mimé par GONZALEZ et al. (39) qui sont parvenus à obtenir J'acide
(C:'J) sous forme d'ester méthylique à partir de la variabilin (2) qui est un acide tétronique
furanosesterterpénique conjugué.
Dans le présent travail, la découverte d'un nouveau type de dégradation naturelle
avec l'isolement du furanoterpène (C 20) issu de la perte de 5 atomes de carbone de la
48

---

fasciculatin a été un facteur motivant pour procéder dans des conditions proches ou
différentes de celles de GONZALEZ et al. à la dégradation oxydative de la fasciculatin.
Notre objectif étant de vérifier la lien biogénétique entre l'aldéhyde (C 20) et la fasciculatin
(C ), ~t de proposer en conséquence un schéma de biogénèse conduisant au (C 20)'
25
Pour mieux étoffer nos arguments et savoir les facteurs structuraux liés à cette
dégradation, la réaction a été étendue à d'autres acides tétroniques sesterterpéniques (C 25)'
conjugués' ou non, après avoir vérifié la coexistence au sein de la même espèce des produits
de dégradation (C !) et (C
2
20) avec le précurseur (C 25 ).
2.2 DEGRADATION OXYDATIVE DE LA FASCICULATIN (C2S)
La méthode élaborée par GONZALEZ et al. consiste à chauffer au reflux pendant
12 h le sesterterpène dissout dans le dioxane en présence de Al 0 basique et H 0 (30 %).
2
3
2
2
Pour optimiser la réaction et avoir des conditions opératoires plus douces permettant
d'éviter éventuellement une racémisation, nous avons tester plusieurs méthodes en faisant
varier la base, le solvant ou la température. Ceci nous a conduit dans un premier temps à
un protocole opératoire proche de celle de GONZALEZ et al. et qui a permis d' isoler non
seulement l'acide (C2]) attendu, mais aussi l'aldéhyde (C 20) qui n'a jamais été observé dans
les travaux antérieurs. Protocole 1
OH
R~COOH Rdt. 48%
1 4
010 x 1 n 1 1 Q. 1 H,O, (30%)
A I , O , b l . I Q u e / 4 h . 4 0 '
o
ou
1 4 h .
2 0 '
R , - - C H O
Rd t.
7%
1 5
1 0
R
=
1
49

---

Les spectres de RMN des composés 14 et IS sont parfaitement superposables avec
ceux obtenus à partir des mêmes composés d'origine naturelle. Les spectres de masse
(basse et haute résolution) et les pouvoirs rotatoires sont également identiques confirmant
ainsi les configurations S, S des centres chiraux des produits naturels.
L'évolution préférentielle de la réaction vers l'acide (C 21) (Rdt = 48 %)
pourrait s'expliquer par la basicité du milieu qui favorise une rapide ouverture de la lactone
de l'acide tétronique conduisant ainsi à une a -dicétone qui par coupure oxydative avec
H 0 donne le (C
2
2
21 ).
Après avoir soupçonner que l'évolution de la réaction vers l'aldéhyde (C 20) ne passe
pas nécessairement par l'ouverture préalable de cette lactone, nous avons sensiblement
modifier le protocole opératoire en supprimant la base. Dans ce cas nous remarquons que
seul l'aldéhyde (C20) se forme. Protocole n.
OH
~COOH
Dio x • n • • q . 1 H, 0, ( 30% )
1 4
R 1
4 h ,
4 0 '
ou
' 4 h ,
2 0 '
o
R , - - C H O
Rd t .
7%
1 5
1 0
=
Dans le premier protocole opératoire, la différence sur la température et le temps de
réaction par rapport aux conditions de GONZALEZ et al., n' ont pas été négligeables et
pourraient être les raisons pour lesquelles ces auteurs n'ont pas pu observé la présence de
l'aldéhyde (C20) issu de la variabilin (2). En effet, nous avons remarqué qu'une température
élevée et lou un temps de chauffage assez long conduisent à une décomposition
progressive de l'aldéhyde (C20) et de l'acide carboxylique (C ).
21
50

---

2.3 EXTENSION DE LA REACTION DE DEGRADATION OXYDATIVE A
D'AUTRES ACIDES TETRONIQUES FURANOSESTERTERPENIQUES (C 2S)
2.3.1 Dégradation oxydative de }'ircinin-1 et ircinin-2
2.3.1.1 Isolement et identification de l'ircinin-l, ircinin-2 et de ses produits de
dégradation naturelle
L' ircinin-l et 2 ont été obtenus à partir d'une éponge non identifiée de l'ordre
Dictyoceratida récoltée au large de Venise (Italie). Ces acides tétroniques sesterterpéniques
ont été isolés sous forme d'un mélange d'isomères (la,12E (70%); 1b,13Z (30%). De
cette même espèce ont été également isolés les deux acides (C 21 ) (3a; 3b) et aldéhydes (C )
20
(16a,16b) correspondants. Ces derniers se présentent séparément sous forme d'un mélange
d' isomères dans les mêmes proportions que pour l' ircinin-l et ircinin-2.
COOH
21
1 9
3 .
COOH
3 b
20
CHO
1 4
1 9
1 6.
CHO
1 6 b
(La numérotation des composés ci-dessus a été adoptée pour des raisons de commodité).
Du point de vue biogénétique la coexistence entre l'ircinin-l et 2 (C ) avec l'acide (C ) et
25
21
51

---

l'aldéhyde (Czo) confInne les résultats observés avec la fasciculatin (10) qui est comme
l'ircinin-l et ircinin-2 un acide tétronique sesterterpénique conjugué.
- L'identification des composés la et lb a été obtenue par comparaison des données de la
RMN avec celles de la littérature (21), (32). On rappelle que ces deux isomères sous
fonne d'un mélange ont été isolés pour la première fois par CIMINO et al. (21), cependant
la séparation a été faite par MANES et al. (32).
- Les composés 3a et 3b sont identifiés après l'obtention du pic moléculaire en
spectroscopie de masse et comparaison des données de la RMN avec celles de leurs
homologues séparés sous fonne d'esters méthylique (24a). Nous signalons que la RMN du
l3C révéle la présence du groupement COOH à ô 187,07 ppm.
- Les isomères 16a et 16b qui sont nouveaux possédent chacun la fonnule C ZoHZ6 03 établie
à partir du spectre de masse haute résolution.
mlz trouvé = 314,1880; calculé (C ZoHZ603) = 314,1881
En raison de la présence des 2 isomères, l'attribution de certains signaux de la
RMN n'a pas été faite, cependant avec les autres signaux attribuables par comparaison avec
celles de la et lb (32) et les résultats de la masse haute résolution, nous avons pu
confInner la structure de 16a et 16b. Les signaux propres à chacun des isomères sont
discernables en raison de la grande différence d'intensité des pics. De C-l à C-15 les
déplacements chimiques des protons et carbones des isomères 16a et 16b sont comparables
respectivement à ceux de la et lb du présent travail et à ceux publiés par MANES et al.
(32) (voir Tableau X). La présence du groupement CHO est confinné par le spectre de l3C
qui révèle un signal à ô 205,35 ppm, alors que le spectre du lH révéle la présence de 2
doublets d'intensités très inégales à ô 9,58 ppm (d; 1=2,0 Hz) pour 16a et à ô 9,59 ppm
(d; 1=2,0 Hz) pour 16b.
52

---

Les structures de 16a et 16b sont supportées par les résultats de la SM-lE basse et
haute résolution:
m/z(%)= 314 (21, M+"); 286 (9, [M-CO]+)
147(7%)
167(1%)
57(5%)
81(38%)
233(15%)
71 (2%)
1 0
1 2
1 5
2
5
20
CHO
1 9
!
CHO
1 4
1 9
175(14%)
229
(5 % )
1 6 a
1 6 b
53

---

TABLEAU X
RNIN DU PROTON ET CARBONE 13 DES ISOMERES 16a ET 16b
16a
16b
IH ô(ppm)
l3C ô(ppm)
IH
IH
carresp .11 a
l3C
carresp.l1 a
IH
ô(ppm)
N°
ô(ppm)(mult. ;J(Hz));
(32)
ô(ppm)m
(32)
ô(ppm)(mult. ;J(Hz))
carresp.
CDC1
C
CDC1
CDC1
/lb (32)
3
6D6
CDC13
3
3
CDC13
1
7,35 (pseudo t; J = 1,8)
7,15
142,92 d
142,8
7,33 (pseudo t;
7,33
1= 1,8)
2
6,31 (d(l); J21= 1,8)
6,14
119,19 d
111,1
6,31 (d(1))
6,28
3
--
--
125,7
--
--
4
7,28 (m)
7,08
139,72 d
139,6 *
7,28(m)
7,25
5
3,72 (s)
3,52
25,18 t
25,5
3,72 (s)
3,69
6
--
--
153,8
--
--
7
5,89 (s(l))
5,82
107,35 d
107,3
5,89 (s(l))
5,86
8
--
--
121,5
--
9
7,07 (d(l), J9.7= 0,9)
7,02
137,43 d
137,3*
7,08 (d(l), 197 =
7,04
0,9)
10
2,37 (t(l); 110 11 = 6,9)
2,35
24,13 t
24,1
2,27
11
2,18(m)
2,22
28,28 t
28,4
1,55
5,13 (tq; 112.11 = 6,9;
12
5,22
124,28 d
124,1
1,97 (m)
1,97
J I2.14 = 1,2)
13
--
--
135,5
--
--
14
1,52 (d; 114.12 = 1,2)
1,50
15,84 q
15,8
1,66(d; 114.15 = 1,2)
1,60
5,10(tq; 115,16=6,9;
15
1,97 (t(l); J I5 16= 7,2)
1,93
39,45 t
39,4
5,05
115.14 =1,2)
16
1,23 (m)
25,03 t
17
1,23 (m)
29,95 t
18
2,32 (m)
46,19 d
2,32 (m)
19
1,07 (d; J I9.18 =6,9)
13,32 q
1,06 (d; 119.18 ==6,9)
20
9,58 (d; 120.18= 2,0)
205,35 d
9,59 (d; 120.18 = 2,0)
* Ces attrIbutIOns sant mterchangeables.
54

---

2.3.1.2 Dégradation de l'ircinin-} et ircinin-2
Les réactions de dégradation ont été développées selon les protocoles opératoires 1
et II exposés précédemment.
OH
p . 1
P . 1
2 0
~21
------il>.. R 2 - - CH 0
R
COOH
....- - -
2
ou
P. 1 1
16a/16b
3 a 1 3 b
o
1 a 1 1 b
1 0
R =
2
1 9
Dans tous les cas les résultats sont semblables à ceux de la dégradation oxydative de
la fasciculatin (10). Les spectres de RMN et de masse des produits de dégradation 3a/3b et
16a116b sont superposables avec ceux des produits obtenus naturellement.
2.3.2 Dégradation oxydatiye de la palinurin
2.3.2.} Isolement et identification de la palinurin et de ses produits de dégradation
naturelle
La palinurin (17), qui est un acide tétronique sesterterpénique non conjugué, a été
isolé à partir d'une autre éponge non identifiée de l'ordre Dictyoceratida récoltée au large
de Venise.
De cette même éponge, a été également isolé l'acide (C 21 ) 18 issu probablement de
la dégradation de la palinurin. Nous remarquons ainsi, que contrairement aux deux éponges
précédemment étudiées où les acides tétroniques conjugués coexistent avec l'acide (C 21) et
l'aldéhyde (C 20) correspondants, celle-ci se caractérise par la synthèse d'un acide tétronique
55

---

OH
0!x
0
-.......:
X.
P.I
20
R~~~OH ...._P_._I- R
----~ ... R,-CHO
,
3
21\\0
ou
P . I I
o
\\
\\ 8
9
1 7
10
R =
3
14
1 9
Les spectres de RMN et de masse du composé 18 sont superposables avec ceux du
produit d'origine naturelle.
Les résultats de ces réactions confmuent ceux obtenus avec les produits naturels et qui
concernent particulièrement l'absence de l'aldéhyde (C zo) 19. En effet, contrairement aux
acides tétroniques conjugués 10 et la lIb, le protocole opératoire l ou II ne conduit pas à
l'aldéhyde (Czo)' L'acide (CZI ) est obtenu selon le protocole l et nécessite donc la présence de
la base.
2.4 PROPOSITION DE SCHEMAS DE BIOGENESE DE L'ACIDE
CARBOXYLIQUE FURANOTERPENIQUE (C2l) ET DE L'ALDEHYDE
FURANOTERPENIQUE (Czo)
A partir des résultats obtenus nous pouvons faire quelques remarques :
1 - les acides tétroniques furanosesterterpéniques conjugués (C 25) coexistent avec les produits
de dégradation (C ZI ) et (C zo), alors que pour leurs homologues non conjugués seule la présence
de l'acide carboxylique furanoterpénique (C ZI ) est notée.
2 - Ces réactions d'origine naturelle trouvent équivalence avec les réactions de dégradation
oxydative développeés au laboratoire; ces réactions indiquent en plus le lien entre la formation
de l'aldéhyde furanoterpène (C zo) et la conjugaison de l'acide tétronique (C Z5) précurseur.
3 - Dans tous les cas, la présence de la base lors des réactions de dégradation est requise pour
la formation des acides (C ZI )' alors que les aldéhydes (C zo) sont obtenus à partir des acides
tétroniques conjugués avec ou sans la présence de la base.
57

---

OH
2 0
p , 1
p , 1
/"".... 2 1
R - - CHa
R
COOH
0 0 4 J - - -
R
ou
p, 1 1
15
R=R
14
R=R,
a
1
16a/16b
3a/3b
R=R
R=R 2
2
10
R=R,
la/1b
R=R 2
R'=
1
R 2 =
OH
20
p , 1
p , 1
/ " ' - . 2 1
R - - CHa
R 3
COOH
C 1 1 4 - - -
3
o u
p,
1 8
a
"x· 19
1 7
R =
3
P(I): Dioxane/ H 0 (30%)/ Al 0
basique/ 4h à 40
2
2
2
3
Oc ou 14h à 20 Oc
P(II): Dioxane/ H 20i30%)/ 4h à 40 Oc ou 14h à 20 Oc
L'ensemble de ces infonnations montrent que la dégradation chimique conduisant
aux acides carboxyliques furanoterpéniques (C 21) et aux aldéhydes (C 20) passe par deux voies
différentes.
58

---

2.4.1 Biogénèse de l'acide carboxylique furanoterpénique
Comme nous 1ravons rappelé dans l'introduction, la biogénèse des acides
carboxyliques furanoterpéniques (C21 ) fut l'objet de beaucoup de discussions qui ont abouti au
schéma proposé par FAULKNER (38) à partir d'idées émises par le groupe de MINALE et
al. (24b). Le composé 14 qui est issu d'un acide tétronique conjugué aura un schéma de
biogenèse identique à celui proposé par FAULKNER.
OH
h Y d roi Y s el>
•
0 _
R,
"
o
o
1 0
l
~OH
R
=
R 1
Il
1
o
, 4
D'autre part nous pouvons signaler que la dégradation d'un acide tétronique non
conjugué comme la palinurin (17), et qui n'était pas prévœpar FAULKNER
en raison de son absence dans la liuérature suit le même processus. Cependant la perte des 4
atomes de carbone qui conduit à l'acide 18 aura lieu par une rupture oxydative d'un a-cétol.
Ce type de rupture en présence de H 202 en milieu alcalin fut 1r objet d'un article bien
argumenté de OGATA et al. (40) qui montrent par la même occasion que dans certains cas
l'aldéhyde intennédiaire peut être isolé.
59
~~ ...... _ ~ ~... _
...... - . _ •.•.•.• ~...
'#. "~.'_.-.-,_.-. • • • • • ~.- - .
• • • • - - _ . • • .
o • •
~..... ' -.;.

---

OH
h Y d roi Y • e..
Il
.~
-
o
'*0
1 7
l
R3 =
- [,;y'J
1 8
2.4.2 Biogénèse de l'aldéhyde furanoterpénique
Les observations faites ci-dessus suggérent que l'aldéhyde (C zo) 15, comme les
composés 16a et 16b obtenus à partir d'un autre sesterterpène sont issus d'un nouveau type de
dégradation des acides tétroniques sesterterpéniques conjugués avec la perte de 5 carbones. Il
a été démontré que la dégradation chimique vers le (C zo) emprunte une voie différente de celle
du (CzJ En effet, contrairement à l'acide (C Z1)' dont l'étape initiale de la formation passe par
une ouverture de la lactone, la dégradation vers l'aldéhyde (C zo) démarre très probablement
par la formation d'un hydroperoxyde par attaque de HzOz sur le carbone 1 du sesterterpène,
suivie de l'ouverture du cycle et la perte de 5 atomes de carbone.
OH
OH
0
~
•
-
R 1
OH
0
1 0
j
R
=
R , - C H O
1
1 5
60

---

Pour ce qui concerne le processus conduisant à la perte des 5 atomes de carbone, nous
pouvons proposer un autre mécanisme qui s'inspire de celui de HATANAKA et al. (41) et
concernant la décompostion en aldéhydes d'un hydroperoxyoctadéca-9(Z), 11 (E)-diénol au
moyen d'une lyase du cWoroplaste du thé. Ces auteurs ont utilisé 180 pour le groupement
HOO et 160 pour H 0. Ceci a permis de mieux suivre l'évolution des oxygènes.
2
+
to OHJ
..
R1
1
OH
OH
h Y d r 0 p e r 0 x y d e
d e
1 0
l
H
OH
R--CHO
~?O
..
R1S~
1
+ - -
~
1 5
R1
2 oJ
H
OH
OH
R
:=
1
En nature, la formation de l'hydroperoxyde suivie de la coupure conduisant au (C 20),
trouve analogie avec des exemples concernant la peroxydatian enzymatique d'acides gras
polyinsaturés ; l' hydroperoxyde formé sera coupé sous l'action d' une lyase conduisant ainsi à
des aldéhydes (42).
61
,.' ,

---

1 5
1 2
9
COOH
Acide
i n ole n i que
2 0
L i P 0 x y 9 e n a 5 e
(c 0 n 1 i e n 1
1 l'enzyme dioxygenase)
HOO
1 5
9
COOH
2 1lLyu,
1 5
9
OHC
COOH
\\ . / V C H O
22
2 3
Si nous reproduisons ce cas au sesterterpène 10 on aura:
OH
Lipoxygenase
L Y a s e
•
R , _ C H O
1 5
OH
o
1 0
R
=
1
62

---

CONCLUSION
L'étude des métabolites secondaires de l'éponge Ircinia jasciculata nous a permis
d'isoler et d'identifier 4 composés dont 3 qui sont nouveaux :
- La fasciculatin (10) est un acide tétronique furanosesterterpénique (C 2S) conjugué
déjà connu (30). Ce composé isolé comme métabolite principal de cette éponge est
le précurseur des trois autres nouveaux produits (12, 14, 15) formés par différents
types de dégradation.
- Le norsesterterpène 12 est un composé original au point de vue du squelette et
représente l'un des rares terpènes dégradés incorporant un halogéne. Il est issu d'un
nouveau type de dégradation de sesterterpène (C 2S)' Un schéma de biogénèse a été
proposé pour expliquer sa formation.
- l'acide carboxylique furanoterpénique 14 bien qu'étant nouveau ne présente pas
une originalité; il fait partie de la famille des acides (C 21) issus de la dégradation
bien connue des sesterterpènes correspondants.
- L'aldéhyde furanoterpénique 15 est le premier du genre. L'isolement de ce
composé a donc permis de mettre en évidence un nouveau type de dégradation avec
la perte de 5 atomes de carbone d'un sesterterpène. Cette dégradation naturelle a été
mimée avec succès à l'aide d'une réaction de dégradation oxydative de la
fasciculatin (10) en présence de H 0 dans le dioxane.
2
2
La coexistence de l'aldéhyde (C 20) avec d'autres acides tétroniques sesterterpéniques
été vérifiée. Ainsi nous avons remarqué sa présence uniquement avec les acides tétroniques
conjugués. Quand l'acide tétronique n'est pas conjugué, seule la présence de l'acide (C )
21
est notée.
63

---

Ces constatations, faites à partir des produits naturels, trouvent analogie avec les
réactions de dégradation oxydative conduites dans différentes conditions.
La synthèse des résultats obtenus, aussi bien avec les produits naturels qu'avec les
réactions de dégradation oxydative, nous a permis de proposer un schéma de biogénèse de
l'aldéhyde furanoterpénique et de donner davantage de précision sur le schéma de
biogénèse des acides (C21 ) issus d'acides tétroniques non conjugués.
Nous pouvons aussi considérer comme établie la coexistence systématique des
aldéhydes (C20) avec les acides tétroniques furanosesterterpéniques conjugués
correspondants dans les éponges de l'ordre Dictyoceratida. Cependant vu la faible teneur et
l'instabilité relative constatées pour ce genre de composés, l'isolement est lié à certaines
précautions opératoires, notamment au niveau de la température.
Les résultats de cette partie ont fait l'objet de 2 publications (43), (44).
64
, ...... 'j~--•• '\\.~~.-.• • . - - ..... - • • -
• • -
•• _ _ ••• _ - - • • • • -
•
_o ..
o "
' •. ",:

---

TROISIE:ME PARTIE
ETUDE DES METABOLITES SECONDAIRES DE
L'ALGUE DICTYOTA CILIOLATA
CHAPITRE 1 :
ISOLE:MENT ET IDENTIFICATION DES
DITERPENES
CHAPITRE II :
ANALYSE CONFORMATIONNELLE
DYNAMIQUE DES XENICANES ISOLES

---

INTRODUCTION
Les espèces du genre Dictyota de l'ordre des Dictyotales sont bien distribuées dans les
régions tropicales et sont les plus étudiées de la Division des algues brunes (phaéophycées).
Les métabolites secondaires produits par ce genre présentent une très grande variété
structurale et sont souvent biologiquement actifs (45a). Ceux-ci sont généralement des
diterpènes mono ou polycycliques parfois sans équivalents en milieu terrestre.
Le pachydictyol A (20) est l'un des premiers diterpènes identifiés de ce groupe. Ce
composé, dérivé du noyau guaïane a été isolé pour la première fois d'un Pachydictyon
coriaceum (45). par la suite, il a été identifié à partir de nombreuses algues du genre
Dictyota.
20
A partir de propositions sur l' interconversion biogénétique des différents squelettes
diterpéniques des algues bmnes (45), une sélection, suivie d'une mise à jour, a permis de
regrouper les différents squelettes identifiés seulement avec le genre Dictyota dans un schéma
mettant en relief des hypothèses biogénétiques.
Ces diterpènes pourraient être biogénétiquement liés directement ou indirectement au
géranylgéraniol. Ce dernier, à partir de différents types de cyclisations peut conduire à 3
squelettes de base : le xénicane, le dolabellane et un troisième, isoprénologue du squelette
sesquiterpénique du germacrane. Ceux-ci possédent des cycles à 9, 11 et 10 chainons
respecti vement.
La xénicin (21) est le premier métabolite à squelette xénicane. Il a été isolé d'un corail
mou Xenia elongata (47). Cependant, le premier xénicane isolé d'un Dictyota est le dictyodial
(22) isolé d'un Dictyota crenulata et D. jZabeliata et présentant une bonne activité
66

---

antibactérienne (48).
OHe
22
2 1
Le squelette du dolabellane a été établi avec l'isolement du dolabelladiène (23) et
d'autres composés proches, des glandes digestives du mollusque opisthobranche Dolabella
californica qui se nourrit d'algues brunes (49). Par la suite ces composés ont été isolés du
Dictyota dichotoma (50).
23
Après l'identification du dilophol (24) isolé d'un Dilophus ligulalus (51), la présence
de l'isoprénologue du squelette du germacrane dans le genre Dictyola fut signalée avec
l'identification de l'hydroxydilophol (25) isolé du Dictyota masonii (52).
R=H
24
R=OH
25
67
~~""~.""'''''''''''---''''''-~.''''''-''''.'._'-'-''
-... -. ~-- .. _. ~ -
.' , , ~
~ ...
--

---

A partir de ces 3 squelettes de base, plusieurs types de cyclisations et réarrangements
ont conduit à différents squelettes diterpéniques dont les composés correspondants ont été
isolés à partir d'espèces du genre Dicryora (voir schéma ci-dessous: hypothèse
biogénétique) .
En dehors de ce schéma, nous pouvons citer le cas des dictalediol monoacétate ex (26) et
p (27) isolés d'un Dicryota des Iles canaries (53), et qui présentent un squelette très
singulier· dont l'origine biogénétique n'est pas encore bien défInie.
DAc
DAc
26
2 7
Dans le présent travail, nous nous proposons d'isoler et d' établir les structures des
métabolites secondaires d'une algue Dicryota ciliolata. Une étude conformationnelle
comparée des xénicanes isolés de cette algue sera ensuite abordée en profondeur .
68

---

SCHEMA DE BIOGENESE
Qarlnylgerlnlol
6·3
B·5
6/1
1 ·11
2·7
f6·8
13
6·1
~
1.10
7·9
.
3·8
1 g. 19
9
5~7.16
20
-C15_C2
17
dolabellana
1·6
~
~.odola'lane
F·l0
14
Isoprenoloque du germacrane
1·5
l
3.'
'·B
1
18
'9
16. 11
~1·5 rearrgl
dolaltane
dlclymane
10·6
de Cope
nordi terpenel
lruPlure
du cycle
!ruPlure
du cycle
ruplure
lecolpallne
Ipalane
lecodlctymane
secodo 1 as lane
O'l
<0

---

CHAPITRE 1
ISOLEMENT ET IDENTIFICATION DES DITERPENES
1.1. ISOLE:MENT
L'~lgue Dictyota dUolata a été récoltée en marée basse à la pointe de Senti à Joal.
Après homogénéisation dans le méthanol suivie d'une série d'extraction dans l'hexane et
l'acétate d'éthyle, le résidu est soumis à une "flash" chromatographie avec gradient
d'élution.
Les différentes fractions soumises à une série de chromatographies liquides haute
performance (HPLC) ont conduit à l'isolement de 13 métabolites secondaires présentant le
squelette xérucane, crénulatane et 1 troisième isoprénologue du squelette du guaïane.
Parmi ceux-ci, 4 sont nouveaux (37-40).
Après analyse des spectres (RMN et masse) et comparaison avec ceux de la littérature,
ces composés sont identifiés et possédent les structures ci-dessous.
Sur le plan stéréochimique, l'ensemble des données spectroscopiques et les pouvoirs
rotatoires mesurés, sont en accord avec ces structures.
30
R=H
28
29
31
R=CH,CO
o
32
3 3
34
70

---

1
f
28 : dictyol C (54)
32
: isodictyohemiacetal (57a)
[
29 : 2-hydroxydictyoxide (55)
33 : hydroxyacetyldictyolal(57), (58a)
30 : 4-hydroxycrenulide (56)
34 : 6,7-epoxy-hydroxyacetyldictyolal (59)
r
31 : 4-acetoxycrenulide (56b)
!.
1.2.
IDENTIFICATION DU DICTYOLACTONE, DE
L'HYDROXYDICTYOLACTONE ET D'AUTRES XENICANES
[,
SIMILAIRES
l,
III Après analyse et comparaison avec les données en RMN et masse de la littérature,
les composés 35 et 36 ont été identifiés comme étant respectivement le dictyolactone (48,
60) et l 'hydroxydictyolactone (58).
Au niveau de la stéréochimie configurationnelle, les données spectroscopiques et
les pouvoirs rotatoires mesurés sont en accord avec ces structures. Cependant, sur le plan
conforrnationnel, nous avons remarqué et confmné expérimentalement, la présence au
niveau de chacun de ces composés de deux conforrnères en équilibre, due à un lent
vacillement de la portion C(7) = C(6)-Me du cyclononène .
Une étude conforrnationnelle dynamique de ces composés sera abordée au chapitre
suivant sur la base des calculs de modélisation moléculaire, la RMN à température
variable, et la simulation de spectres.
35
R=H
36
R=OH
(cette numérotation a été adoptée pour des raisons de commodité).
71
:".~:-.-, - ."~~-""--"-'-~'1--.. -~ .... _ ...... ---_.-._ ..
".
' . . . ";

---

BI
Les spectres de RMN et de masse du composé 37 sont analysés par comparaison avec
ceux de l 'hydroxydictyolatone (36) (58). Après examen des spectres de RMN , nous
remarquons que ces 2 composés présentent des signaux similaires excepté ceux
correspondant à la zone C(7) = C(6) - Me(20).
Le changement le plus notable est constaté avec la disparition sur le spectre de
RMN du lH de 37 du signal à ô 5,30 ppm (dd) correspondant au proton oléfinique H-C-7
de l' hydoxydictyolactone (36), et l'apparition d'un signal intégrant 1H à ô 3,07 ppm
(dd);Me passe de 1,89ppm à 1,57 ppm dans 37. En RMN du 13C, cette modification est
remarquée avec la disparition sur le spectre de 37 des signaux à ô 125,28 ppm (d) et
135,36 ppm (s) correspondant respectivement aux carbones 7 et 6 de 36, et l'apparition sur
le sepctre du composé 37 de signaux sans équivalents dans 36 à ô 62,36 ppm (d) et
59,46(s).
Ces données, et la différence de 16 (l atome d'oxygène) unités de masse entre les
pics moléculaires de 36 et 37, montrent que ce dernier est le 6,7 - époxyde de
l' hydroxydictyolatone (36).
La configuration relative de ce composé est supportée par la mesure des effets NOE
entre Me-20/H-C-2; H-C-7/H-C-3; Me-17/H~-C-18et par l'observation de faibles
couplages H,H entre H-C-2/H-C-3; H-C-3/H~-C-4et H-C-10/H-C-3.
o
37
Les données en RMN du lH et 13C sont présentées au Tableau XI.
Ce composé, comme d'ailleurs 34, pourrait résulter respectivement de
l'époxydation de 36 et 33 dans l'algue exposée en marée basse sous une forte irradiation
solaire. Ceci peut être supporté par l'epoxydation de 35 après irradiation à 365 nm
(travaux non publiés).
72
. . _
. . y . . . . - : . . .
. . . . _ . _ ... _
• • _ • • •
. 0
_
•
•
_
• •
, , __
~.-.-
~ . y
. ~ .
.. ". ";

---

TABLEAU XI
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DU COMPOSE 37
.1H
13C
NOE
N°
ô (ppm)(mult.; J(Hz))
Ô(ppm)m
ô (Hirrad)-+ Ô(HobJ (%)
CDCI3
CDCI3
1
--
136,52 d
2
3,64 (d(l); J ISa= 7,4)
36,57 d
3,64
2
-+ 1,57 (9%)
3
1,96 (s(l))
50,38 d
4
4,26 (dd(l); J4,5a= 4,5; J4,5P=2,6)
68,12 d
4,26 -+ 3,07
Ha: 1,22 (dd; Jgem =14,1; J5a,4 =4,5)
5
48,13 t
Hp: 2,39 (dd; J
= 14, 1; J
gem
5P,4 =2,6)
6
--
59,465
7
3,07 (dd; J 7,Sa =11 ,0; J7,SP = 2,5)
62,36 d
3,07 -+ 1,96 (15%)
Ha: 2,29 (ddt; J
=17,6; J
gem
8a ,7=11,0; Jsa,9=2,1)
8
27,92 t
Hp: 2,98 (ddd; J
=17,6; J
gem
sp.9=8,2; J8p ,7=2,5)
9
6,90 (dt; J9,SP =8,2; J9.Sa =2,1)
134,47d
10
1,75(m)
32,26 d
Il
1,15 (m)
37,05 t
12
l,90 (m)
25,79 t
13
4,99 (sept.t; J13. =7,1; J = 1,3)
123,62d
4,99
12
-+ 1,65 (7%)
14
-
--
132,125
15
1,65 (d; J 15.13 = 1,3)
25,63 q
16
1,55 (d; J I6,13= 1,3)
17,72 q
17
1,09 (d; J'7.1O= 6,6)
17,97 q
1,09 -+ 4,52
Ha: 4,16 (dd; Jgem = 9,7; J I8a.2 =7,4)
18
68,40 t
4,52 -+ 1,09
Hp: 4,52 (dd; Jgem = 9,7; J lsp .2 =1,3)
19
--
173,29 s
20
l,57 (s)
20,18 q
[a] D
°
25= -
34° (c =
16'
,
CCI)
, 4 .
SM-IE (m1z (%»: 334(2,M +'); 319(1 ,[M-Met); 316(2,[M-H 0t); 265(1,[M-C H t);
2
5
9
109(59); 69 (98); 41(100).
73
..' "
'

---

r•
1
f
ml La structure du composé 38 a été établie après analyse par comparaison des
spectres de RMN du IH, 13C et masse avec ceux du dérivé 4-acétylé déjà connu (57a).
t
Excepté l'absence des signaux dus au groupement acétyle, l'ensemble des données
en RMN sont tout à fait similaires, alors que les résultats de la masse sont en accord avec
le produit· non acétylé.
La configuration du carbone 19, qui n'avait pas été déterminée par les auteurs du
composé 4-acétylé(57a), a été établie avec mesure d'un effet NOE sur H-C-9 (3 %) après
irradiation de H-C-19.Ceci indique une orientation p pseudoxiale pour CH30-C-19.
~ ""
•
~Me "',
H
-
•
-.
.
NOE
..
~
38
Les données en RMN du lH et 13C sont présentées au Tableau XII.
74

---

TABLEAU XiI
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DU COMPOSE 38
'H
13C
NOE
N°
ô(ppm)(mult.; l(Hz))
ô(ppm)m
Ô(H irrad}--. Ô(Hohs)
cnCI
cnCI
3
3
1
--
146,04 s
2
3,02 (5(1))
46,23 d
3,02 ---t 1,88
3
1,96 (5(1))
49,20 d
4
4,26 (dd(1); 14,sP= 4,2; 14,Sa=2,3 )
73,07 d
1
Ha: 2,31 (dd; 1gem =13,1; l sa,4=2,3)
5
49,00 t
Hp: 2,13 (dd; 1gem =13,1; l sp,4=4,2)
6
--
134,795
7
5,32 (dd(1); 1 7,Sa =11,4; 17,sP = 3,9)
125,34 d
5,32---t 1,96
Ha: 3,16 (ddt; 1gem =16,1; l Sa ,7=11,4; l sa ,9=1,9)
8
29,04 t
2,72 ---t 5,87
Hp: 2,72 (ddd; 1gem =16,1; l sp,9=7,8; l sP,7=3,9)
9
5,87 (dq; 19,sp =7,8; 19,5a =1,9)
127,34 d
10
l,60 (m)
31,18 d
Il
l,20 (m)
38,38 t
12
1,90 (m)
26,03 t
13
5,06 (sept.t; 113,12 =7,2; 1 = 1,4)
124,47d
14
--
131,51 s
15
1,67 (d; 11S,13 = 1,4)
25,71 q
16
l,58 (5(1))
17,78 q
17
1,07 (d; 117,10= 6,7)
18,68 q
18
5,09 (5)
106,63 d
5,09 ---t 3,33
19
5,29 (5(1))
107,08d
5,29 ---t 3,47 et 5,87
20
1,88 (5(1))
20,01 q
CH O-C(18)
"""()
3
.J,.J.J
5
54,61" q
CH O-C(19)
3
3,47(5)
55,52 *q
.
1,32 (d; 1= 4,2; OH) ;
ces attributions sont interchangeables. [aJo25 =-96 (c=0,28,CCI4)
Spectre de masse obtenu par impact électronique (m/z (%)): 364(1,M+'); 332(4,[M-MeOH]+);
314(2,[M-H
]+);
20-MeOH] +);300(12); 285(3,[M-C sH
271(12); 69 (95); 41(100).
9
75
~:--'''''''_.-J'::~'''''--''';'----~'---
. __.--.-...... --.-- '~'.,-, ._-...-.~_... -."

---

lit
Le composé 39 présente le même spectre de masse que l'hydroxyacétyldicryolal
(33).
* SM-lE 39, (m/z (%)): 362(4,M+); 344(2,[M- H 0r); 302(5,[M-AcOH]+);
2
284(8); 69 (l00); 43(84).
* SM-lE 33, (m/z (%)): 362(l,M+'); 344(l,5;[M-H 0]+); 302(4,[M-AcOHt");
2
284(5); 109(33); 69 (l00); 43(98).
Après analyse par comparaison du spectre de RMN du IH, tous les protons résonant
dans 33 ont été détectés sur le spectre du composé 39. Cependant, ces produits présentent
des spectres tout à fait différents. Ainsi, à température ambiante, 33 ne présente que des
signaux fIns, alors que dans les mêmes conditions 39 se manifeste avec la présence de
plusieurs signaux élargis, dont certains se séparant comme pour un couple de conformères
sous le rapport 85 : 15.
L'existence d'un effet NOE entre H-C-7 et Me-20 indique que 39 est l'isomère (6Z) de
l' bydroxyacétyldicyolal (33) (57a).
1 7
AcO
OHe
"1/
H
0
39
Les données en RMN du proton sont présentées au tableau XIII
Ce composé a été obtenu par isomérisation thermique de 33 (61).
DMSO/150°
33
----------------------------- >
39
(6E)
(6 Z)
76
...
...-...
.. -...- ..-... -
~.;-~ _._~--
:.-.---.-4.---.M~
_o.

---

En effet, lors de la RMN à température variable des xénicanes (voir chapitre II), il a été
constaté qu'à haute température a lieu une isomérisation thermique irréversible des
xénicanes (6E) en (62) ; cette réaction fut par la suite développée et étudiée profondément
sous l'angle conformationnel
et cinétique (61). Les barrières d'énergie évaluées pour les
xénicanes (62) formés se révélent être trop élevées et pourraient expliquer la rareté de
l'isomère (62) en nature: le composé 39 est l'un des rarissimes xénicanes (62) et le seul
isolé de cette algue. Le rendement est de 0,01 % par rapport à l'algue séche contre 0,035
% pour 33.
La conversion photochimique (6E) ------ > (62) en nature bien qu'étant discutable
pourrait être envisagée pour la formation de 39 à partir de 33 après une longue
exposition de l'algue en marée basse sous une forte irradiation solaire.
77

---

TABLEAUXIll
RMN DU PROTON DU CO~1POSE 39
IH ô(ppm)(mult.;J(Hz))
N°
CDCl}
2
3,50 (mG))
3
2,00 (m)
4
4, Il (m(1))
Ha: 2,10 (dd; J
=13,4; J
gem
5a,4=6,4)
5
Hp: 2,96 (dd; J
=13,4; J
gem
5P,4=9,4)
7
5,27 (dd; J7,8a=6,9; J7.8p=10,1)
Ha: 2,73 (dt; J
=13,8; J
gem
Sa ,7=J8a ,9=10,1)
8
Hp: 3,50 (m(l))
9
6,54 (dd; J9,sp= 9,2; J9,8a= 6,9)
la
1,80 (m)
Il
1,20-1,30 (m)
12
1,90 (m)
13
5,00 (t(l); J1:3.I2= 7,2)
15
1,65 (5(1))
16
1,55 (5(1))
17
1,02 (d; J17.IO= 7,0)
18
4,67 (m)
19
9,31 (5(1))
20
1,69 (5(1))
Ac
2,00 (5(1))
NOE (ô(HirradJ --. ô(HobJ : 1,69 - 5,27.
[0:]0 25= -26,OO( c = 0,17; CCI4).
78
......
.....,....-.qo-_.-....._....-.. ..• __ , __ ..,_ .. _._._ ,. _"_
-.--...~
~
' _ 0 -. • _
.'.

---

1.3. IDENTIFICATION DE LA .10ALIN (DITERPENE XENICANIQUE AZOTE)
1.3.1. Analyses spectroscopiques
Ce composé nommé joalin,en rapport avec le lieu de récolte de l'algue (Joal), posséde
la formule brute C21H31N03 établie après analyse du spectre de RMN du carbone 13 et du
spectre de masse haute résolution.
mlz trouvé
calculé
345,2303
345,2304 (C21H31N03) [M+·]
313,2031
313,2042 (C2JI27N02) [M-MeOH] +
277,1672
277,1678 (C16H23N03) [M-CSH9 +H]+
276,1602
276,1600 (C 16H22N03) [M-C sH t
9
L'attribution des signaux en RMN a été faite à l'aide d'expériences de doubles
irradiations différentielles (62) et l'enregistrement d'un DEPT (63).
L'analyse de ces spectres et celle d'un spectre COSY 120 (64) montrent que, sur les
sept insaturations du composé 40, trois sont dues à la présence de 2 doubles liaisons C = C
trisubstituées et d'une double liaison tétrasubstituée.
En effet, la RMN du IH signale 2 protons résonant à ô 5,31 ppm (dd,J=12,7; 3,9 Hz)
et 5,00 ppm Ct sept.; J =6,7; 1,5 Hz) attribuables à deux protons oléfiniques par
l'hétérocorrélation entre le proton à ô 5,31 ppm et le carbone à ô 120,92 ppm, puis entre le
proton à ô 5,00 ppm et le carbone à ô 123,96 ppm.
Le spectre COSY, qui ne montre aucune corrélation entre ces deux protons, indique
seulement la corrélation entre le proton à ô 5,00 ppm et les méthyles à ô 1,57 et ô 1,66 ppm,
puis la corrélation entre le proton à ô 5,31 ppm et 1 méthyle à ô 1,58 ppm et les 2 protons
géminés à ô 2,31 et ô 2,56 ppm.
Ces données avec les constantes de couplage impliquées confirment l'existence des
2 doubles liaisons C = C trisubstituées. Le spectre de RMN du l3C montre un signal à ô
174,60 ppm (s) qui pourrait être attribué à un carbonyle d'un ester ou d'un amide/lactame.
Le choix de ce dernier est supporté par la bande du spectre infra-rouge à 1702 cm-l et la
79

---

présence d'un azote confirmée par le spectre de masse haute résolution.
Considérant les 2 protons oléfiniques de la molécule et les 3 carbones SP2 (s) que
nous venons de décrire, nous pouvons dire que les 2 carbones SP2(S) restant sur le spectre
de RMN l3C forment la double liaison tétrasubstituée.
L'ensemble de ces données montrent que la joalin est tricyclique.
La portion partant de C-l à C-4 et le lien entre C-9 et C-l sont supportés par les
données en RMN des protons déblindés H-C-4, H-C-9, H-C-18; dont certaines
corrélations hétéronucléaires (HMBC (65)) sont indiquées par des doubles flèches sur la
structure de la joalin.
H
40
Ainsi, la substitution de l'oxygène sur C-4 est supportée par le déblindage de C-4 ( 6
94,60 ppm) et H-C-4 (6 4,70 ppm); dans les xénicanes précédents le carbone 4 hydroxylé
résonne autour de 70 ppm alors que le proton H-C(OH)-4 se manifeste autour de 4,20
ppm. Les signaux à 6 79,47 ppm(d, J=14SHz) du spectre de R.1V1N du BC, et 6 4,52
ppm(td) de la RMN du IH montrent que C-9 est un carbone allylique comportant un
groupement méthoxyle hétérocouplé à longue distance avec H-C-9.
Enfin l'enchaînement N-C(lS)-O est supporté par la résonance vers les bas champs
de C-18 et H-C-18 (ô c = 85,7 ppm ; ô = 5,59 ppm).
H
80

---

Un soutien supplémentaire à la connexion est apporté par le couplage longue
distance H-C(l8) - H-C(9) et l'hétérocorrélation longue distance entre H-C-3 et C-2; C-lO
et C-18; H-C-4 et C-18; H-C-18 et C-l; C-2 et C-19; NH et C-2.
La présence du groupement isoprénique en Cg est confIrmée par les pics à mJz 276
[M-C H ]+ et 69 [C H ]+ du spectre de masse et par la corrélation du proton résonant à ô
S
9
S
9
5,00 ppm avec les Me-15 et Me-16.
La· portion manquante C(5) - (C8 ) pourra être construite avec le COSY qui montre
la corrélation entre H-C-7 et Me-20, Ha -C-8, H p-C-8.
Les deux portions C(9)-C(4) et C(5)-C(8) peuvent être jointes sur la base de
l'hétérocorrélation longue distance entre H-C-4 et C-5, puis la correlation entre H-C-9 et
Ha-C-8, Hp-C-8.
La position ex pour H-C-9 est signalée par les faibles couplages avec les protons
adjacents ; H p-C-9 impliquerait un couplage de l'ordre de 11 Hz avec Ha -C-8. Un NOE
très intense entre H-C-7 et H-C-3 montre que ces deux protons doivent être du même côté
du cycle xénicanique nécessitant ainsi que H-C-9 soit sur le côté opposé. Un faible
couplage entre H-C-3 et H-C-4,suggérant un angle diède de l'ordre de 90 0, nous permet
d'attribuer la position ex à O-C(4).
L'effet NOE entre H-C-4 et Me-17, et une analyse conformationnelle complète avec
le programme "PCMODEL 4.0" basé sur les champs de force MMX (34), nous permet
d'établir la confIguration relative et la conformation préférentielle de la joalin comme
présentée ci-dessous.
H
H
4 0 a
81

---

Ceci est en accord avec les xénicanes décrits précédemment (66) excepté
l'incorporation de l'azote et la chiralité à C-9 qui sont les particularités de la joalin.
En effet, ce composé est le premier diterpène xénicanique incorporant un atome d'
azote, fonctionnalisé au carbone 9, et qui se présente sous une forme tricylique non décrite
auparavant même si le squelette carboné n'est pas nouveau.
Nous avons déterminé les signes des effets Cotton de la joalin :
~E(259)= +5,8;
~ E(217 ,5) = -39,6
Si ces signes sont interprétés comme pour les y buténolides, tenant compte des cas
décrits avec les réserves liées aux extrapolations basées sur les données chiroptiques de
modèles très limités (67), la configuration absolue 3S,4R, 9R, lOR, 18R peut être attribuée à
la joalin. Ceci est en accord avec tous les autres xénicanes d'origine algale précédemment
décrits (66).
En dehors du caractère exceptionnel de la présence de l'azote, la joalin se démarque
notablement des autres xénicanes précédemment décrits (66) en montrant un fort couplage
entre H-C-3 et H-C-lO (J 3,1O = 10,4 Hz). Le dictyolactone (35), qui est un exemple
typique, montre un couplage J 3,10 pratiquement nul (48) conformément à la structure de ce
composé dont la diffraction aux rayons X montre la chaîne fIxée sur C-3 dans une
conformation 35a avec le Me-17 orienté vers le côté de la lactone.
o
3 5 a
Pour la joalin (40a) le large couplage J3,IO indique, conformément aux résultats des
calculs de mécanique moléculaire (34), que le Me-17 est orienté vers le côté opposé du
lactame.
Les données en RMN du proton et carbone 13 (Figure IX) sont présentées au
Tableau XIV; le spectre COSY est présenté comme Figure X.
82
-------..",.---...~. ~-"~· ....·~f-.,.·---·

---

1.3.2. Proposition d'un schéma de biogénèse
Plusieurs diterpènes xénicaniques ont été isolés des algues brunes de l'ordre des
Dictyotales, des mollusques opisthobranches et alcyonnaires, cependant aucun d'entre eux
n'incorpore l'azote (66). La joalin dispose d'un pont oxyde entre C-4 et C-18 dont le seul
décrit précédemment dans un xénicane vient du dictyotalide A (41) isolé d'un Dictyota
dichotoma(68).
4 1
Doté d'un carbonyle lactonique à C-18 et d'un CHO à C-19, le dictyotalide A peut
être issu d'un xénicane possédant un OH en C-4 et d'un CHO au niveau des carbones 18
et 19(4-hydroxydictyodial (58b» et qui, par suite d'oxydation de C-18, subit une
estérification intramoléculaire.
Pour la biogénèse de la joalin un précurseur du même type peut être envisagé.Ainsi,
au moyen d'enzymes appropriés, CHO(l9) subit d'abord une oxydation; celle-ci est suivie
de la formation de l'amide sur C-19, l'attaque de l'azote sur le carbonyle de l'aldéhyde à
C-18, et l'aminocétalisation par OH.
83

---

1 0·2
Hooe
OHe
- - - - - + -
19
1 Q
6
(0 x)
geranylgeranlol
4-hydroxydlctyodlal
Am 1dej
e· 1 9
• H, 0
..
H, N-4--
Me1hylatlon
•
o
o
OH - e· 9
HO
Joal in
1.3.3. Activité cytotoxique de la joalin
Avec l'aide des laboratoires" Phannacia", la cytotoxicité de la joalin a été évaluée
et se manifeste par une légère activité contre les cellules de la leucémie L 1210 in vitro.
Ce résultat, bien qu'étant très limité, doit nous inciter à poursuivre les tests avec
d'autres xénicanes et sur d'autres types de cellules cancéreuses d'autant plus qu'une activité
cytotoxique signicative du dictyotalide A (41) contre les cellules B 16 de la sourie a été
signalée (68).
84

---

TABLEÀU XIV
Rl\\1N DU PROTON ET CARBONE 13 DU COMPOSE 40
IH ô(ppm)(mult.;J(Hz))
13c ô(ppm) m;(J(Hz))
N°
CDCl 3
CDC1 3
1
-
162,60 s
2
--
131,91 s
3
2,77 (d; J 310 = 10,4)
49,72 d
4
4,70 (dd; J 4,5.=3,6; J4,5P=2,2)
94,60 d
H.: 2,41 (dd; J gem =13,4; J5.,4= 3,6)
5
44,82 t
Hp: 2,10 (dd; J
=13,4; J
gem
5P ,4= 2,2)
6
--
140,05 s
7
5,31 (dd(l); J7,8.= 12,7; J7,8P= 3,9)
120,92 d
H.: 2,31 (ddd; J
=13,5; 1
8em
8.,7= 12,7; 18.,9= 3,5)
8
32,06 t
Hp: 2,56 (ddd; J
=13,5; J
gem
8P:7= 3,9; J 8P ,9= 3,1)
9
4,52 (td; J9,8P'" J9,8.= 3,1; 19,18= 1,3)
79,47 d (1 = 148)
10
1,75 (d sext.; 1 ,3= 10,4; J
10
IO,I7",l lO ,lI= 6,5)
34,78 d
Il
1,15 (m)
35,43 t
12
1,85 (m)
25,71 t
13
5,00 (t sept.; J I3,12= 6,7; J = 1,5)
123,96 d
14
--
131,58s
15
1,66(s(l))
25,53 q
16
1,57(s(l))
17,69 q
17
1,01(d; J
= 6,5)
18,08 q
17IO
18
5,59(s(l))
85,70 d (J = 172)
19
--
174,60 s
20
1,58 (d; J 20,7= 1,5)
19,80 q
CRp-C(9)
3,32 (s)
57,68 q
H-N
5,93 (s)
--
29
[n]D =-59°; [n]43/0=-102° (c=O,Ol; CHCI 3)
IR(fiIm), vrna,cm- I: 1702(f)
UV(CHPR), À""",nm(E): 205(12300); 245(f)
SM-lE (mlz(%)): 345(7,M +0); 313(4,[M-MeOH] +); 277(28, [M-69 + H] +); 276(19,[M-
69]+); 166(50); 109(39); 69 (66); 41(100).
85
..
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J
Figure X
i1;
Spectre de RMN du COSY CH-1H) de la joalin (CD
Fl
(PPM
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5 ()
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3 5
3 0
2.5
2.0
1.5
i
0

---

CHAPITRE II
ANALYSE CONFORMATIONNELLE DYNAMIQUE DES
XENICANES ISOLES
2.1. INTRODUCTION
Sur les nombreux xénicanes décrits précédemment (66), le comportement
conformationnel est très rarement analysé excepté quelques cas où l'étude est présentée
sous forme de petites notes qui signalent la présence de larges signaux en RMN (41).
Cependant en raison des multiples activités biologiques signalées: antibactériennes(48),
antifongiques(48, 60b), cytotoxiques(60b,68), une étude conformationnelle complète des
xénicanes s'avére nécessaire car la connaissance des mouvements conformationnels pourrait
être déterminant lors de l'étude pharmacodynarnique de ces systèmes biologiquement actifs.
Conformément aux structures établies par diffraction aux rayons X (48), le
dictyolactone (35) et l 'hydroxydictyolactone (36) sont décrits comme constitué chacun d'un
seul conformère 35a et 36a où H-C-3 et CH -C-6 sont placés orthogonalement au plan
3
moyen du cyclononadiène.
Pendant longtemps, ces résultats ont été adoptés excepté quelques petites notes
panni lesquelles celle de ISHITSUKA et al. qui observent la RMN dynamique d'une
structure proche : le dictyotalide A (41) (68).
En effet, pour ces auteurs, ce composé présente en RMN du IH (CDC1 ) à
3
température ambiante 3 groupements aldéhydiques sous le rapport 5: 1: 1 ; quand le spectre
est enregistré dans le DMSO à 105 oC les 3 signaux dus à l'aldéhyde deviennent un seul
singulet indiquant ainsi que le dictyotalide A existe sous 3 conformations dont une
largement majoritaire. Cependant rien n'a été signalé sur la réversibilité de ce phénomène
en refroidissant (68).
Dans le présent travail, nous nous proposons de faire une étude conformationnelle
approfondie des xénicanes dans le but d'arriver à la~ générâlisation de ce comportement.
Ainsi des calculs de mécanique moléculaire permettant de dégager les conformations de
basse énergie ont été faits. La RMN à température variable, suivie de simulations de
cenains signaux permettant ainsi d'établir les constantes de vitesse de l' interconversion
88
,', ~ -.

---

conformationnelle ont été développées.
La présence d'un seul conformère pour certains xénicanes sera également analysée.
2.2 ETUDE CONFORMATIONNELLE DU DICTYOLACTONE ET DE
L'HYDROXYDICTYOLACTONE
2.2.1 Mise en évidence d'une interconversion conformationnelle lente
Les spectres de RMN du lH et 13C (CDCI3), (Figures Xl et XII) de 35 et 36
enregistrés à température ambiante, montrent des signaux présentant une très grande
différence d'intégration 95 : 5 environ (voir Figures Xl et XII). La preuve que ces signaux
sont liés à deux conformères en équilibre lent fut donnée par des expériences de "cross-
saturation transfer" (69).
Ainsi pour chacun de ces composés, l'irradiation de H-C-2 du présumé conformère
minoritaire à 50°C dans CDCl3 conduit à un "cross-saturation transfer" de 25 % sur le
proton correspondant du conformère majoritaire.
A partir des données de la RMN du IH et 13C déjà publiées pour les composés
35(48) et 36(58a) vus sous un seul conformère, une analyse détaillée des spectres de RMN
impliquant des découplages par irradiations différentielles (62), COSY 120(64a),
HMQC(65) nous a permis d'attribuer les signaux de la RMN pour les conformères
majoritaires et minoritaires (voir Tableaux XV et XVI).
Ces données et particulièrement la mesure des effets NOE ont permis de définir
l'équilibre conformationnel
en terme de vacillement de la portion CO) = C(6)-CH 3(20)
de configuration E où CH3-20 peut passer de la position trans par rapport à H-C-3 dans le
conformère majoritaire 35a ou 36a à la position cis dans le conformère minoritaire 35b ou
36b.
89
......
....
......
~~"":",,
.,.:.~--,~-~._,
- .. -~---~- ~_.~
".. ~... _._.__._- _._._---~-_. ----- .-
,;:~..:-:'...:•• ". -~ :'..:,,! .:~'.- ~ • ~

---

o
H
" t r ans "
fi
C i s "
35a
R=H
( 9 3 : 7 )
35b
R=H
36a
R=OH
( 9 4 : 6 )
36b
R=OH
F.iI NOE 35a:
(H-C-7) 5,36 -----> 1,67 (H-C-3) [7%]; 5,36
-----> 1,98 (H p-C-5) [6%];
5,36
-----> 2,90 ( H p-C-8) [4%] ; (CH -20) 1,71 -----> 2,70 (H-C-2);
3
1 71
----- > 2 23 (H -C-5)' (CH -17) 0 93
----- >
4 52 (H -C-18)
,
' a '
3
,
' a ·
Il NOE 36a:
(H-C-7) 5,30
-----> 2,02 (H-C-3) ; (CH -20) 1,89 -----> 3,39 (H-C-2).
3
Conséquemment un déblindage marqué a été observé pour certains signaux des
conf01mères minoritaires par rapport aux protons correspondants des conformères
majoritaires.
35 : t.o(H-C-2)=0,84 ppm;t.o(H p-C-5)=0,44 ppm.
36 : t.o(H-C-2)=0,45 ppm;t.o(Ha-C-5)=0,58 ppm; t.o(C-20)=5,51ppm.
90
'..... , o.
•.
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+ .
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---

TABLEAU XV
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DES CONFORMERES 35a ET 35b
35a
35b
IH ô(ppm)(mult.;J(Hz));
13C ô(ppm)m;
IH ô(ppm)(mult.;J(Hz));
N°
CDCl
CDCl
3
3
CDCl3
1
--
136,48 5
--
2
2,70 (ddd; JZ,ISa= 7,3; J Z,9= 2,4; JZ,IS~= 1,1)
43,93 d
3,54 (dtd; JZ,ISa= 7,5; J Z,9= 2,0; JZ,IS~= 1,1)
3
1,67 (dd; J3,4a= 9,4; J3,4~= 1,7)
47,38 cl
l,50 (m)
Ha: 1,75 (m)
1,45- l,55 (m)
4
30,55 t
H~: 1,48 (m)
1,45- 1,55 (m)
Ha: 2,23 (ddd; Jgem= 12,9; JSa,4~= 2,3; J Sa ,4a= 4,7)
2,24 (m)
5
40,19 t
H~: 1,98 (ddd; Jgem=12,9; JS~,4a= 12,4; JS~,4~= 5,4)
2,42 (dt; J= 12,7; 8,9)
6
--
135,345
--
7
5,36 (dd(l); J7,8.= II,4; J7,8P=3,7)
122,96 d
5,54 (dd; J= 12,9; 4,5)
Ha: 3, Il (ddd; J
= 17,0; J
gem
Sa,;= Il,4; JSa ,9= 2,4)
3,23 (m)
8
28,78 t
H~: 2,90 (ddd; Jgem= 17,0; JS~,9= 7,7; Js~,;= 3,7)
2,98 (m)
9
6,94 (dt; J 9,8P= 7,7; J 9.8.= 2,4)
140,35 d
6,86 (dt; J=4,O; 2,0)
la
1,61 (m)
32,65 d
l,55 (m)
Il
1,17- 1,22 (m)
37,41 t
1,17-1,22(m)
12
1,92 (m)
25,94 t
1,92(m)
13
5,03 (sept.t; J= 1,5; J ,12= 7,2)
124,13 d
I3
5,03 (sept.t;-J= 1,5; 7,2)
14
--
131,66 s
--
15
1,66 (d; J=1,5)
25,64 q
1,66 (d; J=1,5)
16
l,56 ( 5(1))
17,36 q
l,56 ( 5(1))
17
0,93 (d; J 10= 6,6)
li
17,58 q
0,89 (d; J=6,7)
H.: 4,02 (dd; J
=9,6; J
gem
IS •• Z
= 7,3)
H.: 4,09 (dd; J
=9,6; J
= 7,5)
gem
1S•.2
18
68,22 t
Hp: 4,52 (dd; Jgem=9,6; JI8P,Z= 1,1)
Hp: 4,44 (dd; Jgem=9,6; J1spf 1,1)
19
--
173,27 5
--
20
1,17 (d; J=1,5)
17,68 q
l,59 (d; J=1,5)
[a]D25 = -1220 (c = 0,15; CC14)
SM-LE (m1z (%)): 302 (9; M~); 287 (3, [M-CH f); 259 (4, [M-CH COf); 233 (lI, [M-C
3
3
sH 9f);
222 (lI); 137 (40); 82 (96); 41 (l00).
91
'.:::.: ... "
. ,'. .

---

TABLEAU XVI
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DES CONFORMERES 36a ET 36b
36a
36b
'H
13C
IH
13C
N°
ô (ppm)(mult.;J(Hz));
Ô(ppm)m;
ô (ppm)(mult.;1(Hz));
Ô(ppm)m;
CDC1
CDC1
CDC1
CDC1
3
3
3
3
1
--
136,08 5
--
*
2
3,39 (d(1); J2,18a= 7,8)
35,74 d
3,84 (m)
*
3
2,02 (5(1))
50,97 d
1,80(5(1))
50,23 d
4
4,28 (m)
72,71 d
*
67,49 d
Ha: 2,17 (dd; J
= 12,8; J
gem
Sa.4p= 2,0)
2,75 (m)
5
49,05 t
46,21 t
Hp: 2,32 (dd; J
= 12,8; J
gem
SP ,4P= 4,3)
2,24 (m)
6
--
135,36 5
--
*
7
5,30 (dd(1); J7,8a=II,4; J7,8P=4,2)
125,28 d
5,60 (m)
130,80d
Ha: 3,19 (ddt; J
= 17,6; J
gem
8a,7=11,4; J8a,9=2,3)
3,23 (m)
8
29,42 t
*
Hp: 2,94 (ddd; J
= 17,6; J
gem
8P,9=7,5; J8P,7=4,2)
2,94 (m)
9
6,92 (dt; 1 ,8P= 7,5; 1
9
9,8a= 2,3)
]39,39 d
6,87 (dt; 1=7,5; 2,4)
140,24 d
10
1,61 (m)
32,25 d
*
*
Il
1,]7-],22 (m)
37,86 t
*
*
12
1,92 (m)
25,87 t
*
*
13'
5,02 (5ept.t; 1=1,5; 1 ,12=7,2)
123,90 d
13
*
123,68 d
14
--
131,875
--
*
15
1,66 (s(1))
25,64 q
*
*
16
1,56 (s(1))
17,69 q
*
*
17
1,06(d; 117,10=6,7)
18,13 q
1,02 (d; 1=6,7)
*
Ha: 4,09 (dd; J
= 9,5; J
gem
I8a,2=7,8)
4,19(dd; 1
=9,7; 1=8,3 )
gem
18
68,73 t
*
Hp: 4,44 (dd; J
= 9,5; JJ8P,2=],2)
gem
4,38(dd; J
=9,7; 1=1,3)
gem
19
--
173,39 s
--
172,78 s
20
1,89 (d; 1=1,3)
20,00 q
l,53 (d; J=l ,3)
25,51 q
* Ces sIgnaux sont superposables a ceux de 36a.
[n]D2S = -247° (c = 0,17; CCI4)
SM-IE (m1z (%)): 300 (2;
[M-H20f); 287 (10) , 249 (16; [M-CsH f); 165 (29); 136(21);
9
109(31); 81(41); 69(97); 41(100),
92
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---
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Figure XI
Spectres de RMN partiels du dictyolactone 35 (au dessous) et de l'hydroxydictyolactone 36 (au dessus) (CDC,I])
01"
NN
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II)
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C 0
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N
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1 I
'" "''''
35
R=H
36
R=OH
~~~
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111
N
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22r' LL -'
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"0
U
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Z
I
~
o
LeC"CLi - -
o
206'E21-
9L2'S21-
536" ';Ei -
ES, EE: - -
6EE '6El -
6E2'Ori -
94

---

Les calculs de mécanique moléculaire (34) ont permis de dégager pour chaque
composé 2 conformations de basse énergie: 35a / 35b ; 36a /36b en accord avec les
différents NOE mesurés et les constantes de couplage.
Les rapports de populations pour les conformères estimés avec ces calculs sont
également en accord avec ceux trouvés à partir des spectres de RMN.
Ces calculs fournissent plusieurs informations similaires sur les structures
conformationnelles de 35 et 36 :
a) La portion isoprénique fIxée à C-3 se met dans une conformation privilégiée
présentant un angle dièdre H-C(3)-C(1O)-H de l'ordre de 90 0 , ceci est confmné par le
couplage 13,10 pratiquement nul. Ainsi conformément aux résultats de la diffraction aux
rayons X de 35(48), CH -17 est orienté vers le côté de la lactone.
3
b) Les angles dièdres adjacents le long du cycle à 9 chaînons dans le conformère
majoritaire 35a possédent des signes opposés, par contraste avec les mêmes signes pour
les deux couples d'angles dièdres adjacents: C(3)-C(4)-C(5)-C(6)/ C(4)-C(5)-C(6)-C(7) et
C(5)-C(6)-C(7)-C(8) / C(6)-C(7)-C(8)-C(9) dans le conformère minoritaire 35b.
Partant de l'angle dièdre C(5)-C(6)-C(7)-C(8) et en se déplaçant dans le sens des
aiguilles d'une montre, les angles dièdres calculés sont: 162°,-110,40,2,-89,132,-79,50-
85° pour 35a et -164°,60 ,33, 3, -98,110, -91, 43 et 56° pour 35b
Ces résultats suggérent un décalage le long de la totalité du cycle dans le
conformère majoritaire 35a, alors que dans le minoritaire 35b l'éclipse a lieu surtout dans
la région C-4, C-5 et dans une moindre mesure dans la région de C-8.
La diminution des déformations dues à la tension dans le conformère majoritaire de
type trans est partiellement compensée d'une part par les facteurs de flexion caractérisés
par une moyenne arithmétique des angles de torsion C(5)-C(6)-C(7)-H et C(8)-C(7) - C(6) -
CH3(20) calculée comme étant égale à 10° et 9° pour 35a et 35b respectivement et d'autre
part par les interactions répulsives transannulaires qui sont plus importantes dans le
conformère majoritaire 35a que dans le minoritaire 35b. Ceci peut se vérifier par le calcul
de certaines distances H, H(A) :
35a
35b
H-C-3 et H-C-7
2,18
H-C-2 et H-C-7
2,32
H-C-2 et CH -20 : 2,62
3
H-C-3 et CH -20 : 2,96
3
95

---

2.2.2 Paramètres cinétiques de l'interconversion conformationnelle
Les paramètres cinétiques ont été obtenus à partir d'expériences de RMN du proton
dynamique développées dans le (CD 3)2 sa entre 20 et 140° C.
Les couplages et les rapports de populations des conformères sont les mêmes dans
le CDC1 et le (CD
3
3)2 sa bien que ces 2 solvants présentent des polarités différentes. Le
DMSa permet de suivre les différents changements du spectre de RMN, de
l'interconversion lente au rapide en passant par la coalescence.
Pour chaque expérience, certains signaux ont été simulés à l'aide du programme
DNMR5(70) permettant ainsi d'obtenir les constantes de vitesse d'échange. Les paramètres
cinétiques sont calculés à partir du graphique d 'Eyring(ln(k/T) = f(l/T). Pour 35 et 36,
L\\G' est de l'ordre de 20,3 kcal/mole résultant surtout des contributions enthalpiques.
Cette énergie d'activation est essentiellement liée aux déformations dues à la tension
et aux interactions répulsives transannulaires dans l'état de transition. A ce niveau
l'orientation orthogonale dans le plan moyen du cycle à 9 chaînons de la double liaison
(6E) contraint H-C-7 dans une position très proche de H-C-3, ce qui conduit à une
importante tension angulaire du système cyclique.
Les barrières d'énergie peuvent être évaluées à partir des calculs de mécanique
moléculaire par simulation de l' interconversion conformationnelle à travers le changement
simultané de 2 angles dièdres: C(6)-C(7)-C(8)-C(9) (de-110° dans 35a à + 60° dans 35b,
avec des étapes de 10°) et C(5)-C(6)-C(7)-C(8) (de + 160° dans 35a à -160° dans 35b, avec-
des étapes de 5°).
Nous pouvons remarquer avec les Tableaux XVII et XVIII ci-dessous que les
barrières calculées sont en accord avec les valeurs expérimentales.
96
.
..
,"
:,,-' ...,: .... '~ .~'.: ...::".;. :~'~'~.J.
.: :'.. '.

---

TABLEAU XVII
PARAMETRES CINETIQUES ET THERMODYNAMIQlŒS ETABLIS A
PARTIR DE LA RMN A TEMPERATURE VARIABLE
Composés
X a : Xb
~H'(kcal/mole)
~S'(cal/mole)
~G'(kcal/mole)
35
93 : 7
16,9 ± 0,7
-11,2 ±2
20,3 ± 0,2
36
94: 6
--
--
20,3 ± 0,2
• xaet xbsont détenninées par intégration de certains signaux à température ambiante .
• ~ G" est établie à T = 298 OK avec un coefficient de transmission X = 1.
TABLEAU XVIII
PARAMETRES CINETIQUES ET THERMODYNAMIQUES (kcaUmole)
OBTENUS A PARTIR DES CALCULS DE MECAl\\TJQUE MOLECULAIRE
Composés
~E
Xa
xb
~Eab"
~~a'
~F
35
1,30
90 : la
20,7
19,3
19,4
36
1,71
95 : 5
21,3
19,6
19,7
• ~ E représente la différence entre les niveaux d'énergie du confonnère majoritaire a et
minoritaire b.
.
• xa/ Xb représente le rapport de population des 2 confonnères; x a est détenninée à 298°K à
partir de l'équation: x a = (1 +exp(-~E/RT)rl
• ~ Eab' est la différence d'énergie entre l'état fondamental du confonnère a et l'état de
transition .
• ~~; est la différence d'énergie entre l'état de transition et l'état fondamental du
conformère b .
• ~E' est calculée à partir de la relation: ~F=[~Eab'+~~;- (xa - xb) ~E]I2.
2.3. COl\\1PORTEl\\1ENT C01\\'FORl\\1ATI01\\TNEL DE
L'HYDROXYACETYLDICTYOLAL
L'étude confonnationnelle de 35 et 36 a montré que le rapport de populations des
conformères est régulé par une fine balance de facteurs structuraux divergents. Le passage
d'un xénicane à un autre, impliquant un changement notable de structure, modifient
97

---

l'influence de ces facteurs, conduisant ainsi à un déplacement de l'équilibre
conformationnel vers l'un ou l'autre conformère de type trans ou cis, selon la nature des
interactions prédominantes.
Ainsi, pour le cas du composé 33, les calculs de mécanique moléculaire suggérent
que lorsque la lactone est ouverte le conformère minoritaire de type cis est défavorisé
principalement par les déformations dues à la tension autour de C(4)-C(5).Ce conformère
présente une éclipse entre H p-C(5)/OH-C(4) (30°) et Hp-C(4) / Hp-C(5) (36°). Par contraste,
les interactions répulsives transannulaires sont absentes dans le conformère de type trans
majoritaire. En conséquence, seul le conformère de type trans avec de fIns signaux est
détecté en RMN pour le xénicane 33.
Ces interprétations théoriques liées aux calculs de mécanique moléculaire, ont été
confIrmées par l'oxydation du carbone 4 de 33 et 36, qui conduit dans chaque cas à
l'observation d'un mélange de 2 conformères où le minoritaire de type cis se présente sous
une proportion assez élevée (61).
CCP
4 2
3 3
c o n f i g .
" t f 8 n l "
:100%
c o n f l g .
" t r a n s "
:80%
config
" c i , "
.20%
o
36
43
con 1 1 g
• 1 r B nI"
:B4%
con f Ig
1 r s n S •
:65%
..
..
con f 1 g .
• c 1
: 6 %
con f 1 g
• c 1
:35%
98
. ':,".

---

CONCLUSION
L'étude de l'algue Dictyota ciliolata nous a permis d'isoler et d'identifier 13
métabolites second:üres dont 4 qui sont nouveaux. Panni ces derniers, se distingue la joalin
(40) qui présente des caractéristiques structurales tout à fait originales avec un nouveau type
de structure tricyclique, la fonctionnalisation au carbone 9 et la présence jamais observée
auparavant d'un atome d'azote sur un diterpène xénicanique. Nous signalons que les
diterpènes d'une manière générale incorporent rarement un atome d'azote, excepté quelques uns
isolés à partir d'éponges marines. Une explication sur l'origine biogénétique de l'azote fut
également proposée. La stéréochimie complète a été élucidée grâce à l'examen des couplages,
la mesure des effets NOE, l'étude des effets Cotton, ainsi qu'aux calculs de mécanique
moléculaire qui ont permis en outre de dégager une conformation de basse énergie pour ce
composé.
Les 3 autres nouveaux xénicanes 37, 38 et 39 ont des structures très peu différentes de
composés déjà connus, cependant la stéréochimie a été complètement élucidée. Ainsi la
configuration relative des carbones 6 et 7 du composé 37 a été déterminée; la configuration
du carbone 19 de 38 qui n'avait pas été déterminée par les auteurs du composé 4-acétylé(57a)
a été établie; la configuration (62) du composé 39 isomère de l'hydroxyacétyldictyolal (6E)-
33 a été établie.
Le dictyolactone (35) et l'hydroxydictyolactone (36) ,qui étaient déjà connus sous
Ïorme d'un seul conformère, ont été l'objet d'une analyse conformationnelle approfondie.
Ceci a permis de mettre en évidence une interconversion conformationnnelle lente entre un
conformère largement majoritaire et un conformère minoritaire. Pour chaque produit, les 2
conformations de basse énergie ont été dégagées et les paramètres cinétiques et
thermodynamiques de l' interconversion déterminés.
Nous avons montré que la formation du conformère minoritaire est inhibée pour les
composés comme 33 dont le cycle lactonique est ouvert. Cette inhibition étant principalement
due aux déformations dues à la tension autour de C(4)-C(5).
Cene étude conformationnelle est justifiée par l'importance chimique des diterpènes
xénicaniques et par leurs activités biologiques qui peuvent conduire éventuellement à des
études pharmacodynamiques nécessitant une parfaite connaissance de la géométrie de ces types
de composés.
L'ensemble des résultats de cette partie a fait l'objet de 2 publications (61) et (71).
99

---

QUATRIEME PARTIE
ETUDE DES METABOLITES SECONDAIRES
DE L'ALGUE HAROLDIOPHYLLUM SP.
CHAPITRE 1 :
ISOLEMENT ET IDENTIFICATION DES
METABOLITES SECONDAIRES
CHAPITRE III : BIOGENESE DES METABOLITES
SECOl\\TDAIRES ISOLES

---

INTRODUCTION
Le genre Haraldiophyllum (Division Rhodophycées; ordre Céramiales; famille
Délesseriacées) n'a pas fait l'objet d'études chimiques.
Dans le cadre de ce présent travail, nous avons isolé et identifié plusieurs composés
dont la majorité sont des alcaloïdes originaux. Ces types de composés très fréquents dans
les éponges, ascidies et nudibranches (66) sont parfois rencontrés dans les algues rouges
(72).
Parmi les indoles alcaloïdiques d'origine algale, nous pouvons citer la fragilamide
(44) et les martensines A (45), B (46) isolés du Martensiajrageiis qui est également de la
famille des Délesseriacées (72a).
CJd'r0H~!0
~ l
'\\
N
/ N
1
....
~
H
44
45
L' identification des différents composés faite avec les méthodes spectroscopiques
courantes a été confirmée par la synthèse biomimétique ou la conversion chimique des
nouveaux composés.
L'activité cytotoxique et antibactérienne de quelques composés seront évaluées en
rapport avec l'actvité biologique souvent signalée pour ces types de composés (2a), (72a).
Des schémas de biogénèse seront enfin proposés pour les nouveaux métabolites
secondaires dont leur parenté biogénétique est facilement établie. D'autre part l'isolement
de molécules indoliques et benzéniques usuelles, permet d'avoir un panorama biogénétique
complet.
101

---

CHAPITRE 1
ISOLEMENT ET IDENTIFICATION DES METABOLITES
SECONDAIRES
1.1 ISOLEMENT
L'algue Haradiophyllum sp. a été récoltée en marée basse aux Almadies. Après
homogénéisation dans l'éthanol suivie d'une série d'extraction dans l'hexane et l'acétate
d'éthyle, le résidu est soumis à une "flash" chromatographie avec gradient d'élution.
Les différentes fractions soumises à une série de chromatographies liquides haute
performance (HPLC) ont conduit à l'isolement de 15 métabolites secondaires dont 8
nouveaux qui sont tous des dérivés du tryptophane et de la N, N - diméthylphénylalanine.
1.2 IDENTIFICATION DE COMPOSES BENZENIQllES ET INDOLIQllES
USUELS
Après analyse des spectres de RMN et de masse, ces composés qui sont de simples
molécules indoliques et benzéniques très courantes sont identifiés et possédent les structures ci-
dessous; la présence du groupement éthyle sur certains composés étant due à une estérification
après une longue homogénéisation dans l'éthanol.
Gr------;(CH0
~ le.>
'~
H
Q)COCOO"
Q'~CH'COOf1
~ Il ~)
H
H
"
CHO
()----sCH'COO"H'
( }
-'~/
Y
H
OH
OH
"
102

---

1.3 IDENTIFICATION ET DETERMINATION DE LA CONFIGURATION
ABSOLUE DE LA N,N-DIMETHYLPHENYLALANINAMIDE
1.3.1 Analyses spectroscopiques
La structure de ce composé est facilement déduite de l'analyse des spectres de RMN
et de masse. En effet, la RMN du proton signale la présence de 5 H à ô(7,15 - 7,30 ppm)
caractéristiques d'un noyau benzénique monosubstitué ; un singulet intégrant 6 H à ô 2,33
ppm attribuable à un groupement gem-diméthylamino ; deux larges singulets à ô 6, 32 et 6,
88 ppm intégrant chacun 1 H ; un système ABX avec une partie AB centrée à ô 3,08 et 2,83
ppm(dd) et une partie X à ô 3,30 ppm (dd), ceci est confinné par l'irradiation du proton à
ô3,30 ppm qui transfonne le système ABX en AB (J = 13,6Hz). Le glissement chimique
de ce proton indique que le carbone tertiaire est lié à l'azote du groupement (CH 3)2N alors
que les déplacements chiJnjques des 2 protons de la partie AB indiquent que le méthylène
est en position a du benzène monosubstitué.
En RMN du l3C nous remarquons la présence de signaux supportant cet
enchaînement structural avec un triplet à ô33,96 ppm, un doublet à 70,74 ppm et un
quadruplet à ô 42,07 ppm attribuables respectivement au carbone tertiaire, au méthylène, et
à (CH3)2N. Outre les signaux caractéristiques à la résonance des carbones du phényle, nous
remarquons la présence d'un singulet à ô 173, 48 ppm attribuable au carbonyle d'une
fonction amide.
Le spectre de masse est en accord avec la structure 54 en révélant le pic moléculaire
à m1z 192 (0,4 %) alors que le pic de base à m1z 148 provient de la perte du groupement
(CH3)2N ou CONH2.
91
(7 %)
5 4
103
_ _ ..•._-....-r- __
..... _ .
• __ •..•• _.--'_ . . -
.·~'·IJ'i~A~~~"""""'''-
~.-
<~ 5,~~·<;~.:-·.."'·.,;.· ~.
.

---

La structure de ce nouveau composé a été confirmée par synthèse permettant
également de déterminer la configuration absolue.
1.3.2 Synthèse et détermination de la configuration absolue
La synthèse de la N, N- diméthylphénylalaninamide (54) est faite à partir de la (S)-
N, N-diméthylphénylalanine commerciale (55). Après avoir essayé sans succès les
méthodes classiques dom la fusion à haute température avec l'urée, la fonction amide est
formée en utilisant la méthode de couplage avec le N, N' -carbonyldiimidazole (CDI) (73).
La réaction, conduite en présence de DMF sec, donne dans un premier temps un
acylimidazole, puis sous l'action de NH sec, cet intermédiaire libére le groupement
3
imidazole et donne le composé 54 avec un bon rendement (83 %).
( + ) - 55
( + ) - 54
Après isolement du produit, les caractéristiques physiques et spectroscopiques sont
parfaitement superposables avec celles du produit naturel. La comparaison du pouvoir
rotatoire
20
20
[a]D = + 45,8= (c = 0,6; CH 0H) avec celle du produit naturel [a]D = + 40°
3
(c = 0,2 ; CH 0H) qui montre qu'une très légère différence en valeur absolue due aux
3
conditions opératoires, mais présentant surtout le même signe, permet d'attribuer la
configuration S pour le carbone asymétrique du produit naturel 54
Nous signalons que l'utilisation du CDI n'entraîne pratiquement pas de racémisation
104

---

(73). Dans ce cas, ceci est vérifié par le fait que l'addition d'un réactif de déplacement
chimique chiral [Eu(tfc)3J à une solution 0,02 M du composé (+) - 54 dans le CDCl 3
provoque le déplacement des signaux correspondants à 2H-C-3 ; H-C-2 et (CH3)~N sans
dédoublement d'aucun signal.
Les données en RMN du proton et carbone 13 sont présentées au Tableau XIX.
105
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.... ...
..
~ ........--..,-..,~
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'
-
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--~ .
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---

TABLEAU XIX
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DU COMPOSE (+ )-54
IH ô(ppm)(mult. ;J(Hz))
13C ô(ppm)m
N°
(CD )2CO
(CD
3
3)2CO
1
--
173,48s
Partie X du système ABX
2
70.74 d
3,30 (dd; JAX=8,3; J
=5,4)
Bx
Partie AB du système ABX
3
3A: 3,08(dd; JAB = 13,6; JAX=8,3)
33,96 t
3B: 2,83(dd; JAB = 13,6; J
=5,4)
Bx
4
--
141,02 s
5
7,15 - 7,30 (m)
130,07 d
6
7,15 - 7,30 (m)
128,85 d
7
7,15 - 7,30 (m)
126,56 d
8
7,15 - 7,30 (m)
128,85 d
9
7,15-7,30(m)
130.07 d
NMe2
2,33 (s)
42,07 q
6,88 et 6,32 ppm:2 larges singulets (NH 2CO)
[a]D20 = +400 (c = 0,20; CH 0H)
3
UV(CH 30H) ,j'max nm (E) : 205 (10400)
SM-lE (mJz (%)): 192 (0,4; M +.); 148 (100, [M-CONH~ +); 133 (18, [M-CONH 2-
CH ]+); 101 (30,[M-C H ]+); 91 (7,[C H ]+).
3
7
7
7
7
106
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---

1.4. IDENTIFICATION DES ALCALOÏDES ALMAZOLE A ET
ALMAZOLEB
1.4.1 Analyses spectroscopiques
Ces composés sont nommés almazole en rapport avec le lieu de récolte de l'algue
(Almadies).
L'almazole A (56) posséde la fonnule brute C21H21N303 déduite de l'analyse du
spectre de RMN du carbone 13 et des résultats de la spectrométrie de masse. Le SM-lE
donne le pic à rnJz 364 (0,2 %; [M+H] +) sous une très faible proportion, alors que le pic
de base à rnJz 272 correspond à la perte de l'ion tropylium «C 7H7t) par l'ion moléculaire.
Le pic correspondant à l'ion (M+H)+ est plus intense après enregistrement d'un SM-FAB
où l'alcool3-nitrobenzylique "3-NOBA" est utilisé comme matrice. Le SM-HR-lE fait sur
le fragment à rnJz 272 correspondant à la perte de l'ion tropylium donne:
L'examen des spectres de RMN révéle la présence sur ce composé d'un benzène
monosubstitué et d'un autre ortho-disubstitué. Ces portions ont été élucidées par des
expériences de découplages différentiels de spins (62), COSY 120 (64a), HMQC(74) et
HMBC (75).
Le benzène monosubstitué qui se manifeste en RMN du IH par un multiplet
intégrant 5H et résonant entre 7,15 - 7,20 ppm est associé à une portion dérivée de la N,
N-diméthylphényl- alanine (Fragment A). En effet, le sepctre de RMN du proton signale la
présence d'un système ABX avec une partie AB centrée à ô 3,35 pprn (dd) et 3,22 ppm
(dd) et une partie X à ô 4,15 ppm(dd). Ceci est confirmé par l'irradiation du proton à ô
4,15 ppm qui transfonne le système ABX en AB(J = 13,4 Hz).
Nous remarquons d'une part l'hétérocorrélation longue distance entre un carbone à
ô 64,56 ppm(d) attribuable au carbone tertiaire de cette portion avec les 2 protons résonant
à ô 3,35 - 3,22 ppm et avec un singulet intégrant 6 H à ô 2,39 ppm attribuable au
groupement gem-diméthylarnino; d'autre part l'hétérocorrélation longue distance d'un
107

---

carbone à ô 36,82 ppm (t) attribuable.au méthylène du système AB avec le proton X
résonant à ô 4,15 ppm, le singulet à ô 2,39 ppm et un signal de la zone aromatique à ô
7,15 ppm correspondant très certainement aux 2 protons ortho du noyau benzénique.
D'autres hétérocorrélations conflnnent la présence de la portion dérivée de la N,N-
diméthylphénylalanine (Voir tableau XX).
Fragment
A
L' ortho-disubstitution de l'autre noyau benzénique est supportée par la nature du
couplage des différents protons. Ainsi, nous remarquons la résonance de deux protons
présentant chacun un couplage ortho et méta : ô 8,63 ppm (dd ; 8,6 ; 1,1), ô 7,77 ppm
(dd; 8,0 ; 1,7) et deux autres présentant chacun 2 couplages ortho et un couplage méta: ô
7,61 ppm (ddd ; 8,6; 7,0 ; 1,7), ô 7,20 ppm (ddd ; 8,0; 7,0 ; 1,1). La présence d'un
groupement formyle NH-CHO est supportée par la présence de signaux caractéristiques à
ce groupement (ô e = 159,47(d), Je_ = 180 Hz ;
= 8,45(d) , J = 1,8 ;
=
H
ô H
ô H
10,42(s(l),NH). L'irradiation du large singulet à ô 10,42 ppm qui transforme le signal à ô
8,45 ppm (d) en un singulet permet'de conflnner l'attribution de ce signal auNH~ Nous
signalons que l'hétérocorrélation entre le proton à ô 8,45 ppm et la carbone à ô 159,47
ppm a été observée.
Au niveau de la région aromatique, nous remarquons la présence de signaux qui
pourrait être attribuée à un équilibre lent entre deux conformères sous le rapport 85 : 15
évalué par intégration. La présence de ces deux conformères serait due à une rotation lente
autour de la liaison N-CHO. Elle est confirmée par l'observation d'un "cross saturation
transfer" de 80 % sur H-C-4' (8,63 ppm (dd)) du conformère majoritaire 56a après
irradiation du signal à ô 7,41 ppm(dd) correspondant à H-C-4' du conformère minoritaire
56b (69). L'étude conformationnelle détaillée sera développée au paragraphe 1.4.2.
Le lien entre le groupement NH-CHO et le noyau benzénique est supporté par
108

---

l'hétérocouplage longue distance entre le proton de CHa (OH = 8,45 ppm) avec le carbone
C-3 'Cs) à Oc = 138,88 ppm. NH-CHO est donc en position ortho par rapport à un
groupement COR (oc = 183,12 ppm(s)) dont le lien avec le noyau benzénique est supporté
par l'hétérocouplage longue distance avec H-C-T (OH = 7,77 ppm (dd ; 8,0; 1,7)).
Conséquemment, le signal à 08,63 ppm (dd ; 8,6 ; 1,1) ne peut être que H-C-4 ' .
Enfm par comparaison des couplages des 2 protons (ddd) avec ceux de H-C-7' et
H-C-4', nous pouvons attribuer le signal à °7,61 ppm (ddd, 8,6; 7,0; 1,7) au proton H-C-
5' alors que le signal à 07,20 ppm (ddd; 8,0; 7,0; 1,1) peut être attribué au proton H-C-6'.
Ces attributions sont en accord avec les hétérocouplages longue distance observés (voir
Tableau XX).
L'ensemble de ces données confirme la présence du fragment B :
a
·'crY
3 '
N H
1
CHa
Fragment
B
En dehors des signaux propres aux deux fragments que nous venons de décrire, le
spectre de RMN du De présente 3 signaux à °167,22 (s), 148,94 (s) et 136,79(d; J _ =
C H
200 Hz) alors que la RMN du lH présente seulement 1 signal à °7,68 ppm (s).
L'hétérocorrélation longue distance entre d'une part le carbone à °167,22 ppm et les
protons à °4,15; 3,35; 3,22; et 2,39 ppm du fragment A, et d'autre part le carbone à °
148,94 ppm et le proton à 7,68 indique, en rapport avec la formule brute de ce composé,
que le fragment C intermédiaire est un oxazole disubstitué en position 2 par un alkyle et en
position 5 par un acyle.
109
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---

o
H
o
Fragment
C
Fragment
C'
Une disubstitution en position 2,4 (Fragment C') pourrait être envisagée, cependant
les déplacements chimiques observés en RMN contrastent nettement avec ceux des
oxazoles 2,4-disubstitués beaucoup plus décrits (76) et permettent après analyse de
confmuer que l'oxazole est disubstitué en position 2,S. En effet, dans le cas d'une
disubstition 2-alkyle, 4-acyle, le proton de l'oxazole résonne toujours entre 8,0 et 8,2 ppm
(76a) montrant ainsi un déblindage de O,S ppm environ par rapport à celui de l'almazole.
Cette différence est également observée entre ô(H-C-4) et ô(H-C-S) des classiques
oxazoles monosubstitués en 2. La liaison C(l')-C-(S) du fragment C est également en
accord avec le déplacement chimique ôc = 148,94 ppm(s) observé pour C-S ; dans le cas
du fragment C', le carbone singulet C-4 correspondant résonne avec un blindage de l'ordre
de 10 ppm (76). La jonction des 3 fragments conduit à l'almazole A (56). Cette structure
est en accord avec les fragmentations observées sur le spectre de masse où le pic de base à
m/z 272 dérive de la perte du groupement benzylique par l'ion moléculaire alors que le pic
à miz 148 dérive de la rupture àe la liaison C(1')-C(S).
m/z
148
(11%)
m/z
272(100%)
o
NH
N"
1
_ _
O~H
ALMAZOLE
A
(+)-56
110
,)
_
--..* __ "__.__ ••
_.,
_. __ •.. ,__
_._ .. __
• 0"-
0 '
. ' - , "

---

Au point de vue stéréochimique, le carbone 1" issu du fragment A qui est
biogénétiquement lié à la N, N-diméthylphénylalaninamide (54) posséde en rapport avec le
carbone asymétrique de ce dernier la configuration absolue S.
Au niveau du groupement NH-CHO, les constantes de couplage observées
(JCHO-NH = 1,8 Hz) pour le conformère majoritaire 56a et 11,6Hz pour le conformère
minoritaire 56b, permettent d'attribuer la conformation de type Z à 56a et la conformation
°
de type E-à 56b: Ceci est confIrmé par l'effet NOE(1
%) mesuré entre les protons de
CHO et NH du conformère majoritaire 56a.
Par comparaison avec les spectres de RMN de l'almazole A (56), nous remarquons
que les spectres de l' almazole B (57) indiquent la présence des signaux caractéristiques de
l'oxazole disubstitué en 2,5 et de la portion dérivée de la N, N-dirnéthylphénylalanine; par
contre nous constatons l'absence du groupement formyle (NB-CHO). Cette disparition
entraine l'apparition de nouveaux signaux. Ainsi, nous remarquons un large singulet
intégrant 2H à ô 6,00 ppm attribuable au NH 2. La présence et la position de ce groupement
sur le noyau benzénique disubstitué sont établies par l'apparition d'un nouveau signal à ô
6,71 ppm (dd ; 8,1 ; 0,7) attribuable au proton en position ortho du NH 2 (H-C-4') et d'un
autre à ô 6,67 ppm (td ; 7,5 ; 0,7) attribuable au proton para du NB 2(H-C-6'). Cette
portion se présente donc comme l'aniline orthosubstitué par un groupement COR. Ceci se
manifeste avec la coloration jaune de ce produit par rapport avec l'almazole A (56) qui est
incolore. La structure de 57 présentée éf-dessous est supportée par les îragmentations·
observées sur le spectre de masse où le pic de base à mJz 244 dérive de la perte du
groupement benzylique par l'ion moléculaire alors que le pic à mJz 120, dérive de la
rupture de la liaison C(l')-C(5). Ce composé présente pratiquement les mêmes types de
fragmentations que l'almazole A (56). Ainsi nous observons pour les principaux ions une
différence de 28 unités de masse en moins due à la différence entre NHCHO et NH 2'
La confirmation chimique de la structure de l'almazole B (57) vient de la
conversion de l'almazole A en Almazole B par hydrolyse acide avec HClIEtOH (77). Le
produit obtenu présente des caractéristiques optiques et spectroscopiques identiques à ceux
de l'almazole B (57) naturel (voir schéma ci-dessous).
Nous signalons que ces deux composés présentent une très forte fluorescence liée
111

---

très certainement à la présence de l' oxazole disbustitué en 2,5. Les propriétés fluorescentes
des oxazoles 2,5 - disubstitués et leurs nombreuses applications industrielles ont été
décrites (78).
R
o
.. -
1 0 , ) J
.=1, B
Hz
cl
NOE(10%)
8 • 63
H
H~0H
H,
9, :,'," . . = 11,6
0
B . 45
B . B 2
B 5
1 5
56 b
5 6 a
Hel1,5M/EIOH
2 0 ° , 3 0
mn
m l ,
120
(31%)
m l ,
2 0 0 ( ' 0 0 % )
ALMAZOLE
B
(+) ·57
L'almazole A et B sont des alcaloïdes originaux présentant un nouveau type de
squelette. Elles représentent les premiers cas d' oxazoles d'origine algale qui par surcroît
sont du type disubstité en 2,5 beaucoup plus rares en nature.
En effet, dans les produits naturels d' origine marine ou terrestre incorporant un
112

---

oxazole, la disubstitution en position 2,4 est la plus courante(79). Les oxazoles 2,4 -
disubstitués d'origine marine sont généralement isolés d'éponges, d'ascidies, et de
nudibranches. Les rares cas d'oxazoles 2,5 - disubstitués d'origine marine que nous avons
rencontrés sont les peptides cycliques: diazonamides A et B isolés d'une ascidie (80) ;
phorbazoles A-D qui sont des phénylpyrrolyloxazoles isolés d'une éponge (81).
Même au niveau terrestre, les oxazoles 2,5 - disubstitués sont rares, la pimprinine
isolée de 1.' actinobactérie Streptomyces pimprina (82) et l' annuloline isolé d'une espèce de
seigle (Lolium multijlorum) (83) étant les seuls cas que nous avons rencontrés.
;" Y-o-
c
,
,
1 \\
-
,,~" '1"'
CI
!8
Phorbazol.
A
59
Pimprinine
F \\ II\\~ ~o••
..o~/-r ~o..
80
Annulol i n .
Les données en RMN du lH et l3C des almazoles A et B sont présentées
respectivement aux Tableaux XX et XXI. Les Figures xrn et XIV représentent
respectivement le spectre de RMN du IH et celui des hétérocorrélations longue distance par
"inverse détection" de l'almazole A.
1.4.2. Etude de l' équilibre conformationnel de r almazole A
L'équilibre confonnationnel de l'almazole A a été étudié à l'aide d'une expérience
de RMN à température variable développée dans le DMSO(d
au
6). En passant du CDCl 3
DMSO (d6), les déplacements chimiques changent, cependant les couplages et le rapport de
population restent les mêmes. Le DMSO(d 6) pennet ainsi d'étudier l'évolution des signaux
correspondants à CHO(d) et H-C-4' (dd) des 2 confonnères 56a et 56b de 20°C (échange
lent) à 118°C (échange rapide) en passant par la coalescence. Ceci est représenté sur la
gauche de la Figure XV. Sur la droite de cene figure est représentée ces mêmes signaux
simulés avec le programme DNMR5 (70). Nous pouvons ainsi observer la coalescence des
113

---

signaux correspondants à CHO du confonnère majoritaire 56a (ô 8,20 ppm(d)) et du
confonnère minoritaire 56b (ô 8,64 ppm(d)) à une température de l'ordre de 75°C (348°K);
pour H-C-4 " nous avons seulement présenté le signal du confonnère majoritaire 56a (ô
7,92 ppm(dd) car le signal correspondant sur le confonnère minoritaire (ô 7,54 ppm(dd)
est partiellement couvert par d'autres signaux.
La simulation obtenue avec le programme DNMR 5 (70) a permis de déterminer les
constante~ de vitesse d'échange selon le 1er ordre. Celles-ci sont présentées sur chaque
spectre correspondant. Les paramètres cinétiques sont calculés à partir du graphique
d'Eyring (lnkJT) = f(1 fT).
La barrière d'énergie pour la rotation autour de la liaison N-CHO (b G· = 16, 1
kcal/mole) est significativement plus basse que celles généralement observées pour les
amides N, N-disubstitués (19-21 kcal!mole), cependant une confrontation avec les
fonnamides N-monosubstitués n'a pas été possible en raison de la rareté des travaux
concernant les barrières de rotation de ces types de composés (84).
Almazole A( + ) - 56
- [a]D20 = + 103° (c = 0,155; CH30H)
- Dichroïsme circulaire (CH30H): bE (261 nm)= +2,5; (217 nm)= +4,9
rruu
- UV (CH30H), Àmaxnm (E): 204 (36700); 237 (26400); 278 (18200); 320 (6000)
- SM-lE (m/z (%) : 364(0,2 ; [M+H] +) ; 272 (100), [M-C H ]+); 244 (12,[272-CO]+);
7
7
148 (11, [C HiCO)(NHCHO] +)
6
- SM-FAB (Argon, alcool 3 -nitrobenzylique)(m/z(%)) : 364(14) ; 336(2,[M-CO+H] +)
Almazole ( + ) - 57
- [a]D20 =+92° (c = 0,05; CH30H)
- Dichroïsme circulaire (CH30H) : bE
(255 nm)= +2,0; (218 nm)= +3,8
rruu
- UV (CH30H), Àrruunm (E): 203 (40320); 234 (22600); 260 (16500); 396 (6300)
- SM-lE (m/z(%)): 291(0,3; [M-NMe ]+) ; 244 (100, [M-C H ]+); 120 (31,
2
7
7
[C HiCO)(NH:JJ +)
6
- SM-HR-IE fait sur le fragment à m/z 244 :
trouvé = 244,1085;
calculé (CI3HI4N302) = 244,1086
- SM- FAB (Argon, alcool 3 - nitrobenzylique (m/z(%)) : 336(6,[M+H] +)
114

---

TABLEAU XX
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DE L' ALMAZOLE A (+)- 56
56a
56b
N°
lH ô(ppm)(mult. ;J(Hz»; Couplage longue distance
13C ô(ppm)m;
lH
IH ô(ppm)(mult. ;
CDCl
13C)H
3
CDCl3
Ô(ppm) *
J(Hz»; CDCl3
CDCl3
DMSOd6
2
--
7,68;4,15;3,35;3,22;2,39
167,22 (s)
--
--
4
7,68 (s)
4,15
136,79 (d)
7,83
**
5
--
7,68
148,94 (s)
--
--
l'
--
7,77
183,12 (s)
--
--
2'
--
8,63
122,77 (s)
--
--
3'
--
8,45;7,77;7,61
138,88 (s)
--
--
4'
8,63 (dd;8,6; 1, 1)
7,20
122,37 (d)
7,92
7,41(d(l);8,6)
5'
7,61 (ddd;8,6;7,0;1,7)
7,77
134,87 (d)
7,62
7 ,59(t(l);7 ,5)
6'
7,20(ddd;8,0;7,0;1,1)
8,63
123,38 (d)
7,29
**
7'
7,77 (dd;8,0;1,7)
7,61
130,94 (d)
7,63
7,73(d(l);8,0)
1"
4,15 (dd;9,6;5,8)
7,68;3,35;3,22;2,39
64,56 (d)
4,17
**
2"
3,35 (dd;13,4;9,6)
7,15;4,15;2,39
36,82 (t)
3,21
**
3,22 (dd;13,4;5,8)
3,14
3"
--
7,20;4,15;3,35;3,22
137,52 (s)
--
--
4"-8"
7,15-7,20 (m)
3,35;3,22
128,50 (d)
7,15-7,25
**
5"-7"
7,15-7,20 (m)
7,15-7,20
129,02(d)
7,15-7,25
**
6"
7,15-7,20 (m)
7,15
126,66 (d)
7,15-7,25
**
CHO
8,45 (d; 1,8)
--
159,47 (d)
8,20
8,82(d; 11 ,6)
NH
10,42( s(l»
--
--
10,27
9,92(d(l); Il ,6)
NMe
2,39 (s)
2
4,15;3,35;3,22
41,70(q)
2,26
**
* ô (ppm) (DMSOd6) pour 56b :7,88 (H-4);7,54 (H-4'); 7,60 (H-5'); 7,61 (H-7'); 8,64 (CHO);9,98NH
** Ces signaux sont superposables à ceux de 56a.
115

---

90.0. -
t
°.
6 ••
~
~S.o. ~
l
Œ'o€:-
LD
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Z
N
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\\
o
o
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o
860°' ~
221°' ' -
L21 0, __ --.E:--/
9V; ° V _
6S~ ° V ...r-
gn °V ---
cu
E:S~ ° L " -
Bn °L ' -
E:61°L
~S2°L J
BLgoL -
16S0L~~~
o
S,goL
98s L
CD
6EsoL
EvsoL
BLgoL
L'P'L° L..Jr-
2SLOLT
VuoL
BLLoL
en
snoB
OsvoB J-
o
n g o B -
Svs08 -

---

Figure XIV
Spectre de RMN des hétcrocorrélations longue distance (HMBC) de l' almazole A ( CDCl 3)
:::,-l
-j F2
=
(PP~)
]
-
y
~
Br
11
J
- . : ZGI:
-
0
~
~~
5
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8
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1 f i l 1 1 l i t i -1 i i 1 1 1 1
1
1
l ' j i T r-I----r-,--,--I-r4-i-.,--i~r-r-Î--:-
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
~
~
.....
F1
(ppm)

---

Figure XV
R
N~
~
o
0
o
H 9.98
. /
10.27
N
HAO
7.92
H
8.20
7.54 H
8.64
85
1 5
56a
56b
.6.G' = 16,1 ±O,2 Keal /mole
.6.H' = 12,3 ±O,5 Keal /mole
.6.S'=-12,8±O,2 eal /mole OJ(
s-*
1400
~\\
800~~\\
347 oK
250 S-I
337 oK
120 S-I
327 oK
57 S-I
316 OK
JLA 30
fLA
S-I
~
~/L 14 S·I
JUl
T = 293 OK )L-Jl
k = 7 S-I
8.5
8 pprn
85
Evolution des signaux (CHO et H-C-4 ') de 56a et 56b en fonction de la température.
Spectre expérimental à gauche «CD3)2S0) et simulé à droite.
118

---

TABLEAU XXI
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DE L'ALMAZOLE B (+)-57
IH ô(ppm)(mult. ;J(Hz»
13C ô(ppm)m
N°
CDCI
CDCI
3
3
2
--
165,60 s
4
7,62 (s)
134,18 d
5
--
150,74 s
l'
--
non détecté
2'
--
117,49 s
3'
--
137,75s
4'
6,71 (dd; 8,1; 0,7)
117,18 d
5'
7,31 (ddd; 8,1; 7,5; 1,5)
134,74 d
6'
6,67 (td; 7,5; 0,7)
116,19 d
7'
7,71 (dd; 7,5; 1,5)
131,62d
1"
4,15 (dd; 9,6; 5,7)
64,42d
3,34 (dd; 13,5; 9,6)
2"
36,97 t
3,22 (dd; 13,5; 5,7)
3"
--
non détecté
4"-8"
7,15-7,20 (m)
128,45 d
5"-7"
7,15-7,20 (m)
129,02d
6"
7,15-7,20 (m)
126,55d
NH
6,00 (s(1»
--
2
NMe
2,38(s)
41,69 q
2
119

---

1.5. IDENTIFICATION DE L'ALCALOIDE INDOLIQUE ALMAZOLE C ET
DE SON PRECURSEUR PREALMAZOLE C
1.5.1 Analyses spectroscopiques
L'almazole C posséde la formule brute C 2,H2,N30 établie après analyse du spectre
de RMN du l3C et de la spectroscopie de masse.
- Le SM-lE donne les résultats suivants:
m/z(%): 330(0,4; [M-H]+); 287(1,1; [M-NMe2r); 240(100; [M-C H r); 199(4); 197(3);
7
7
155(9); 144(6); 120(5)
- Le spectre FAB (3-NOBA) signale particulièrement l'ion (M+H) + non observé sur
l'impact électronique :
m/z(%): 332(l4,[M + H] +); 287(12, [M-Me2N] +); 240(95, [M-C H r).
7
7
Le SM-HR-IE fait sur les fragments à m/z 330, 287 et 240 correspondant respectivement à
1r ion (M-H) + et aux ions obtenus après la perte des groupements NMe 2 et C6HS-CH2 par
l'ion moléculaire donne:
m/z trouvé
calculé
330,1608;
(C21H20N30): 330,1603
287,1178 ;
(Cl~J5N20) : 287,1184
240,1138 ;
(CI4HI4N30) : 240,1150
Outre les résultats de la masse et de la RMN, la structure de ce composé a été
élucidée à l'aide d'expériences de découplages différentiels de spins (62), la détection des
hétérocorrélations longue distance (HMBC) (65) et la mesure de certains effets NOE.
Après examen des spectres de RMN du IH et l3C et par comparaison avec ceux de
l'almazole A et B , nous remarquons la présence des signaux correspondants au fragment A
de l'almazole A et à l'oxazole 2,5 - disubstitué. En effet, le spectre de RMN du lH signale
en plus de 5 H du benzène monosbustitué, la présence d'un système ABX avec une partie
AB centrée à 153,40 ppm (dd); 3,22 ppm (dd) et une partie X à ô 4, Il ppm(dd). Ceci est
120

---

confirmé par l'irradiation du proton X qui transforme le système ABX en AB (J = 13,3
Hz). Nous signalons aussi l 'hétérocorrélation longue distance entre le proton X à ô 4,11
ppm avec les carbones à ô 37,39 (t) et ô 41,83 (q) attribuables respectivement au
méthylène et au groupement (CH3)2N). Le lien du méthylène avec le noyau benzénique est
confirmé par l' hétérocorrélation longue distance entre les 2 protons du système AB avec un
singulet à ô 139,92 ppm et un signal à ô 129,96 ppm correspondant respectivement aux
carbonesC-3" et (C-4", C-8").
La présence de l'oxazole 2,5-disubstitué est supportée par la présence sur le spectre
de RMN du IH du singulet (H-C-4') à ô 7,30 ppm et par le spectre de l3C qui révéle la
présence des signaux caractéristiques déjà observés lors de l'étude de l'almazole A et B:
160,68 ppm (s, C-2'); 148,84 ppm(s, C-5') et le doublet à ô 119,86 ppm (C-4').
Par rapport à l' almazole A, il faut signaler le blindage de ces signaux lié sans doute à la
différence structurale du fragment fixé sur C-5' .
Les attributions liées à l' oxazole 2,5 - disubstitué sont confirmées sans équivoque
par les différents couplages 13C_1H observés:
IJ(C-4', H-C-4') = 193 Hz.
2J(C-5', H-C-4') = 18,7 Hz.
Dans le cas d'un oxazole 2,4 - disubstitué, ces mêmes couplages auraient
sensiblement varié (76b) :
IJ(C-4', H-C-4') = 206-209 Hz
2J (C-5', H-C-4') = 14-15 Hz
La jonction de l' oxazole avec le fragment A est supportée par l' hétérocorrélation
longue distance entre le carbone C-2' de l'oxazole à ô 160,68 ppm(s) et les protons à ô
4,11; 3,40 et 3,22 ppm du système ABX.
La portion restante de l' almazole C est un indole 3-substitué. En effet, mis à part
les signaux propres à l'oxazole et à la portion dérivée de la N, N-dirnéthylphénylalanine,
les spectres de RMN du IH et l3C présentent les classiques signaux d'un indole 3-substitué
dont le singulet à ô 105,72 ppm(C-3) et le doublet à ô 112,71 ppm (C-7) très
caractéristiques pour ce genre de structure. La présence de l'indole est confirmé par la N-
acétylation de l'almazole C 61a par l'anhydride acétique en présence de pyridine.
La jonction de C-5' de l' oxazole et le carbone 3 de l'indole, donne l' almazole C
121

---

(61a) dont la structure sera également confinnée par synthèse (Voir 1.5.2).
NOE(9%)
~ m/z 240
H
H
\\
4 , ; ; - - - N
..
o
N
1
H
ALMAZOLE
C
(+)-618
N
.~
1-ACETYLALMAZOLE
C
(+)-61b
(La numération de ces composés de même que celles qui suivront ont été adoptées pour des
raisons de commodités).
L'effet NOE (9%) mesuré entre H-C-4 et H-C-4' et l'absence de NOE entre H-C-2
et H-C-4' suggèrent que la structure de 61a ci-dessus présentée est dans sa confonnation
privilégiée. Comme pour l' almazole A et B, le carbone 1" qui est biogénétiquement lié au
carbone asymétrique de la N, N - diméthylphénylalaninamide (54) est donc de
configuration S.
L'almazole C présente une très forte fluorescence en rapport avec la présence de
l'oxazole: Â(excitation) dans CH 0H = 365 nm, Â(émission) = 470 nm.
3
Cette fluorescence de l' almazole C mais aussi des autres métabolites incorporant
l' oxazole est très certainement liée à l'aspect brillant de cene algue et la variation de la
122

---

couleur avec la profondeur de l'eau en marée basse: rose vers lm et rouge près de la
surface (0,2 - 0,3m).
L'almazole e est un alcaloïde original présentant un nouveau squelette qui
incorpore le rarissime oxazole 2,5-disubstitué,
Les données en RMN du IH et 13e de 61a et 61b sont présentées respectivement aux
Tableaux XXII et :xxm. les Figures XVI, XVII et xvm représentent respectivement le
spectre de'RMN du IH, du 13e, et celui des héterocorrélations longue distance IH, 13e de
l'almazole e (61a).
123

---

TABLEAU XXII
m'iN DU PROTON ET CARBONE 13 DE LI ALMAZOLE C (+)-61a
IH
13C
Hétérocorrélations
ô(ppm)(mult.; J(Hz))
ô(ppm)(m;lJ
(Hz))
des C désignés avec
C•H
N°
(CD3)2CO
(CD3)2CO
le proton sur la même
ligne (HMBC)
2
7,75 (d; 2,7)
123,61 (d, 185)
C(7a); C(3a)
3
--
105,72 (5)
3a
--
124,94 (5)
4
7,91 (ddt;7 ,2;2,1 ;0,8)
120,41 (d, 162)
C(3a); C(6); C(7a)
5
7,20 (t(l); 7,2)
121,08 (d,160)
6
7,24 (t(l), 8,0)
123,12 (d, 160)
7
7,52 (ddd;8,0;2,0;0,8)
112,71 (d,162)
C(3a); C(5)
7a
--
137,60 (5)
2'
--
160,68 (5)
4'
7,30 (5)
119,86 (d,193)
C(5'); C(2')
5'
--
148,84 (5)
I"
4,11 (dd; 9,2; 6,1)
64,92 (d,139)
C(2'); NMe2; C(2")
3,40 (dd; 13,3; 9,1)
C(2'); Ccl "); C(3");
2"
37,39 (t,128)
3,22 (dd; 13,3; 6,1)
C(4")
3"
--
139,92 (5)
4",8"
7,28 (m)
129,96 (d,157)
5",711
7,22(m)
128,84 (d, 160)
6"
7,15 (m)
126,82 (d, 160)
H-N-1
10,79 (5(1))
--
C(2); C(7)
),iMe2
2,37 (s)
41,83 (q,133)
C(l ")
20
[crJD
= +168° (c = 1,08; CH30H).
l\\'(CH30H) ,).ma, nm (E): 222 (26600); 271 (15100); 282 (14500); 300 (12900).
Dichroïsme circulaire (CH30H): t.E
(268 nm) = + 3,5; (230 nm) = + 3,4.
max
124

---

!
!--
L
u
'-
i
Cl)
L
/
ë3
1
N
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CIl
î
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1
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200'L ~
(26"L>
526"L
~
1
L
tL
L
1
~. 125
r

---

Figure XVII
Spectre de RMN du 13C de l'almazole C «CD 3)2CO)
4
co
ln
en
e"
ID
en
0'
N
m
o
_.
-,
N
N
co
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co
1
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.....
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Ol

---

q
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_1
1
1
1
;
)
"1,
Figure XVIII
Spectre de RMN des héterocorrélations longue distance (HMBC) de l' almazole C (CDCI )
3
~ l ,
j
lJ_
1
) 1 ,
1
- - - - - - - - -
F2
(ppm>=
3.0--=,
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3.5 '
-
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~
-
--
-
~
- - -
4.0-
"
4.5
4
5.0-
6"
5.5
o
/N ............
6.0
6.5
7.0 =~ --
7.5"
- - -
.-
-
-
l
Jl 8.0
1
------r'-,-,--'T"'"'-,---,~l-T-'-'-Tl---,--'-.---'1'-,-r-,---!
--'---'---'---'-r-"-.---'T"" ,-.-I"'--,---r--,---~-'-r'-'-,-'1---.--'--, - '-Ir-,-.--'1-'
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
.....
F1
(ppm)
1\\)
--J

---

TABLEAU XXIII
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DU l-ACETYLALMAZOLE C (+ )-61b
IH ô(ppm)(mult.;J(Hz))
13C ô(ppm) m
N°
CDC1
CDC1
3
3
2
7,67 (s)
126,06 d
3
--
111,14s
3a
--
126,54 s
4
7,73 (dd(l); 7,4,2,0)
121,64 d
5
7,37 (t; 7,4)
122,55 d
6
7,43 (t; 7,4)
124,35 d
7
8,49 (dO); 7,4)
116,90 d
7a
--
135,93 s
2'
--
161,57 s
4'
7,33 (s)
119,91 d
5'
--
145,51 s
1"
4,07 (dd; 9,6; 5,7)
64,66 d
3,38 (dd; 13,7; 9,6)
2"
36,94 t
3,24 (dd; 13,7; 5,7)
3"
--
138,23 s
4",8"
7,15-7,30 (m)
129,03 d
5",7"
7,15-7,30 (m)
128,38 d
6"
7,15-7,30 (m)
126,41 d
MeCO
2,69 (s)
24,08 q
MeCO
--
168,47s
NMe2
2,41 (s)
41,93 q
20
[a]D
= +106° (c = 0,58; CH30H)
SM-IE (mlz (%)): 330 ( 0,8; [M-MeCOf); 286(13, [330-NMe r); 282 (100,
2
M-C
n;
r).
7H7
240 (26, [330- C H
7
7
128

---

Le préalmazole C (62) posséde la fonnule brute C21H23N30: déduite du spectre de
RMN du 13C et de la spectrométrie de masse.
Le SM-IE et SM-FAB révéle l'ion (M+H)+ à m/z 350.
LI; SM-HR-IE a été fait par la suite sur le fragment à m/z 258 attribuable à la perte de
l'ion tropylium par l'ion moléculaire.
Après examen des spectres de RMN , nous remarquons comparativement à
l'almazole C la présence des signaux correspondant à l'indole 3 - substitué, cependant C-3
résonne à ô115,63 ppm contre 105,72 ppm pour l'almazole C indiquant ainsi un
changement de structure marqué sur le fragment lié à ce carbone ; les signaux
caractéristiques de la portion dérivée de la N, N -dirnéthylphénylalanine sont également
présents, cependant en RMN du lH nous constatons un blindage marqué du proton X du
système ABX ((H-C-S') : ô 4,11 ppm pour l'almazole C contre 3,45 ppm pour le
préalmazole C alors qu'en RMN du 13C le carbone (C-5') est déblindé pour le préalmazole
C (ô c = 71,13 ppm (d» par rapport à l'almazole C (ôc = 64,92 ppm (d».
Ces changements qui se situent au niveau des 2 carbones de jonction de l'oxazole
dans l' almazole C pennettent de suggérer que le composé ne posséde pas d' oxazole. Ceci
se manifeste d'ailleurs par la disparition de la forte fluorescence lorsqu'une solution du
préalmazole C (62)est exposée sous la lampe UV (365nm). En effet, outre l'absence du
proton H-C-4', le spectre de RMN du 13C ne présente plus les signaux caractéristiques de
l'oxazole, en revanche nous remarquons la présence de nouveau signaux à ô 190,45 (s),
172,05 (s) et 46,51 ppm (t).
La RMN du 1H montre également la présence de nouveaux signaux attribuables à
un système ABX avec une partie AB centrée à ô 4,65 ppm (dd ; J = 18,0 ; 5,5 Hz) ; ô
4,51 ppm (dd ; J = 18,0 ; 5,0 Hz) et une partie X (NH-CO) qui résonne sous fonne d'un
massif très large centré à ô7,74 ppm.
La présence du fragment CO-CH2-NH-CO est supportée par l'hétérocorrélation
longue distance entre CO(ô c = 190,45 ppm(s» et les protons du CH ; l'hétérocorrélation
2
directe entre le carbone triplet à ô 46,51 ppm et les protons du CH:; l'existence du
129

---

carbonyle de l'amide à ô172,05 (s).
L'insertion de ce fragment entre C-3 de l'indole et la portion dérivée de la N, N-
diméthylphénylalanine qui conduit au préalmazole C 62 est supportée d'une part par la
résonance de H-C-2 (8,37 ppm) et C-2 (133,50 ppm) et d'autre part par l 'hétérocorrélation
longue distance entre le carbonyle de l'amide à ô172, 05 ppm et2H-c~'de la portion
dérivée de la N,N-diméthylphénylalanine. Comme pour l'almazole A,B,C le carbone S'est
de configùration S.
ml z
9 1
o
1 0 '
N
N
7
1
H
m/z
258
Prealmazole
C
(+)-62
Ce composé qui est un nouveau peptide modifié posséde toutes les caractéristiques
structurales pour être le précurseur biogénétique de l' almazole C (61a) d'où son nom de
préalmazole C.
Les données en RMN du IH et 13C sont présentées au Tableau XXIV. Les Figures
XIX et XX représentent respectivement le spectre de RMN du lH et celui des
hétérocorrélations longue distance lH, 13c.
130
..'-:-_
..
"
- . '
"-,--" -
.

---

TABLEAU XXIV
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DU PREALMAZOLE C (+)-62
lH ô(ppm)(mult. ;J(Hz))
l3C ô(ppm) m;
N°
(CD3)2CO
(CD3)2CO
2
8,37 (d; 2,7)
133,50 d
3
--
115,63 s
3a
--
126,65 s
4
8,29 (dd(l); 7,4; 2,0)
122,50 d
5
7,25 (t; 7,4)
122,80 d
6
7,25 (t; 7,4)
123,95 d
7
7,54 (dd(1); 7,4; 2,0)
112,79 d
7a
--
137,66s
l'
--
190,45 s
4,65 (dd; 18,0; 5,5)
2'
46,51 t
4,51 (dd; 18,0; 5,0)
4'
--
172,05 s
5'
3,45 (dd; 7,6; 5,8)
71,13 d
3,16 (dd; 13,7; 7,6)
6'
33,68 t
2,90 (dd; 13,7; 5,8)
7'
--
141,38 s
8', 12'
7,30 (m)
130,1 0 d
9', Il'
7,25 (m)
128,87 d
10'
7,14 (m)
126,53 d
H-N-l
Il,16 (s(1))
--
H-N-3'
7,74 (massif)
--
NMe2
2,39 (s)
42,24 q
[a]D-O=
1
+38
-
0
(c = 0,2); CH 0H)
3
SM-IE (m/z (%)): 350 ( 0,4; [M+Hf); 306(0,2; [M-NMe f); 258 (23, M-C H f);
2
7
7
148(100).
131

---

Figure XIX
Spectre de RMN du IH du préalmazole C «CD3)2CO)
o
lJ1
('1'1
ev
1 l , 1 l , 1 1 1 1 l , l , 1 1 1 1 1 l ' 1 1 1 1 1 l , 1 1 1 1 1 1 1 1 1 l ,
8.2
8.0
7.8
7.6
7.4
7.2 PPM
o
H
~N/
5
~
, 0 '
J
~ --'-'-
1
1
~
l' , l , 1ri 1 1 l' 1 J r l'I l , l' r 1 1 l" , 1 Il ri Ir III 1Il f , 1 l' 1 l , Il 1 1 Ir ri , 1 Il 1 1 1 l' l , 1 Il l , , l' , 1 1 l' 1 1 1 11111 l' 1
4.6
4.4
4.2
4.0
3.8
3.6
3.4
3.2
3.0 PPM
.....
W
l'oJ

---

Figure XX
Spectre de RMN des héterocorrélations longue distance (HETCOR) du préalmazole C «CD 3)2CO)
Fi
(PPM
l
~-------"
B.5
JIa~'----
B.O
7.5
,
7.0
6.5
o
"'-/
N
6.0
, 0 •
N
5.5
N
1
5.0
o
H
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
....
w
W
1 6
1
1
1
r
I
i
i
, - - - -
'nn
160
1/10
.--,,,
100
80
60
40

---

1.5.2. Synthèse de l'almazole C et du préalmazole C
Pour accéder à l'almazole C, nous avons retenu un schéma de synthèse
biomimétique aboutissant par couplage peptidique entre une partie indolique eLune partie
dérivée de la (S)-N, N-diméthylphénylalanine au préalmazole C. Ce dernier conduisant
ensuite par cyclisation à l'almazole C.
- La partie indolique est obtenue en partant du 3 - acétylindole (63) qui après bromation
du méthyle (85) suivie d'une amination par l'héxaméthylènetétramine (HMTA) (85) conduit
au chlorhydrate d'amine 65.
- L'acylimidazole obtenu à partir de la (S)-N, N- diméthylphénylalanine commerciale
(55) et le N, N'- carbonyldiimidazole (CDI) (73) sera couplé avec la partie indolique 65
conduisant ainsi au préalmazole C (62) avec un bon rendement (80 %).
- Le préalmazole C soumis à une cyclisation de GABRIEL-ROBINSON (86), (78) au
moyen de POC1 conduit à l'almazole C (61a) avec un bon rendement (77 %).
3
Après avoir essayé sans succès plusieurs méthodes de couplage: soit avec le
dicyclohexylcarbodiimide (DCC) (87), soit avec le chlorure d'acide de la (S) - N, N-
diméthylphénylalanine, le CDI donne des résultats très satisfaisants et comme indiqué au
paragraphe 1.3.2 il n'y a pratiquement pas de racémisation provoquée par ce réactif (73).
La déshydratation avec l'oxychlorure de phosphore est conduite ici à 40 oc. Le
reflux en présence de POCI ou H S0 concentré (82), (86), (78) conduit à un mélange
3
2
4
complexe où l' almazole C est présent sous une très faible proportion, alors que l'agitation à
20°C en présence de H S0 concentré pendant une nuit conduit au préalmazole C intact.
2
4
Les données spectroscopiques de l' almazole C et du préalmazole C obtenus par
synthèse sont identiques à celles des produits d'origine naturelle.
En ce qui concerne les pouvoires rotatoires, nous avons les resultats ci-dessous:
- Préalmazole C:
[a]020= + 37,9° (c = 0,1 ; CH 30H) pour le produit synthétique
[ a]020= + 38° (c = 0,25 ; CH 30H) pour le produit naturel.
Les pouvoires rotatoires du préalmazole C naturel et synthétique sont donc parfaitement
superposables.
- Almazole C:
[a]020 = + 138° (c = 0,1 ; CH 30H) pour le produit synthétique
[ a]020= + 168° (c = 1,08 ; CH 30H) pour le produit naturel.
Le produit naturel et synthétique de l'almazole C présente un pouvoire rotatoire avec le
134

---

même signe,cependant nous remarquons une différence sur la valeur absolue, attribuable
probablement à une racémisation partielle due au POC]3'
o
Q i l
0--
(
~ l '\\
Me
Br 2'
MeOH
'N
reflux,2h
63 H
1)CHCI
,HMTA/200,3h
3
2)HC/38%,EtOH,24h
II~?~
o
NMe 2
-
N,
J -J/\\
DMF,200,
3h
~
+
Il'~ / \\
Ir s~\\d
!
'\\:
NH 3 C 1-
J1
~.-:/)
l'
~
0
Il
PREAL1MZOLE C
[OÎ::.,"CJ
~65
~S(C02H
Il
i
~
NMe 2
55
li
ï;"' n
Il
o
H
:
~II
l'
i
t-Me,'
/~_,~
POC 1
Cr(l
-
\\~
'~
-
.. N,
~s
~
3
,
'il
"-0 \\\\
YI' ~
-
l
' N /
40°,
14h
~ /1,' \\\\
Il
1
1Il
H
0
Il
' (
j
AL1MZOLE C
(+) ·62
1 i
;
1
135

---

1.6. IDENTIFICATION DES DIPEPTIDES
1.6.1. Analyses spectroscopiques
Le composé 66 posséde la formule brute C22H25N303 qui peut être déduite de
l'analyse du spectre de RMN du l3C et de l'ion (M+H)+ à m/z 380 (11 %) détecté à partir
du SM-FAB.
Après examen des spectres de RMN du IH, l3C et hétérocorrélation longue distance,
nous remarquons, comparativement à l'almazole C (61a) et au préalmazole C (62), la
présence des signaux caractéristiques de l'indole 3 -substitué et du fragment dérivé de la
(51-N, N-diméthylphénylalanine qui se manifeste toujours avec le système ABX et le
singulet intégrant 6 H et correspondant au groupement gem-diméthylamine.
La présence du fragment CH2-CH(COOH)-NH-CO et sa position entre l'indole et la
portion dérivée de la N, N-diméthylphénylalanine sont supportées par les résultats de la
RMN. Ainsi en RMN du lH, nous constatons la présence d'un large doublet à ô 7,61 ppm
(NH échangable) et d'un deuxième système ABX avec une partie AB centrée à ô 3,26 ppm
(dd ; J = 14,9 ; 7,3 Hz) ; 3,06 ppm (dd ; J = 14,9 ; 7,3 Hz) et une partie X centrée à ô
4,33 ppm(m). Le spectre de RMN du l3C signale la présence d'un singulet à ô 169,87 ppm
hétérocorrélé avec H-C-S' et 2H-C-6' et attribuable au carbonyle de l'amide; un triplet à ô
27,47 ppm et un doublet à ô 53,84 ppm attribuables respectivement au méthylène et au
carbone tertiaire.
Nous remarquons àussi l'hétérocorrélaüon longue distance entre 2H-
C-1' de la partie AB du système ABX et le carbone tertiaire (C-2') portant la partie X. En
RMN du l3C, le signal correspondant à COOH n'a pas été détecté, cependant sa présence et
la configuration absolue S du carbone asymétrique (C-2 ') ont été établies par la synthèse de
ce nouveau dipeptide.
En RMN du IH et l3C, le dipeptide 67, qui est également nouveau, présente à
l'exclusion du signal correspondant à NH-1, tous les signaux du dipeptide 66 avec des
déplacements chimiques et constantes de couplage pratiquement superposables.
Avec la disparition de NH-1, les spectres de RMN signalent comparativement à
ceux du peptide 66 de nouveaux signaux attribuables au groupement para-hydroxybenzyle
136

---

lié à l'azote (N-1) de l'indole. Ainsi en RMN du IH nous remarquons la présence d'un
singulet à ô 5,16 ppm ; deux doublets larges intégrant chacun 2 H à ô 7,01 ppm (l = 8,5
Hz) et 6,65 ppm(J = 8,5 Hz). Ce dernier déplacement chimique est en accord avec la
présence d'un OH résonant à ô 9,38 ppm et placé sur un carbone (C-1 ") adjacent aux 2
carbones (C-2 ", C-6 ") qui portent les deux protons résonant à 6,65 ppm.
Biogénétiquement lié à 66, le carbone asymétrique (C-2') de ce composé posséde la
même configuration S qui sera établie par la synthèse de 66.
H
, 0 •
1
N
R
=
H
(+)-66
R
~
.
ï ' \\
=
OH
~.
-
'"
(+)-67
Les données en RMN du l H et l3C des peptides 66 et 67 sont présentées
respectivement aux Tableaux XXV et XXVI. La Figure XXI représente le spectre de RMN
du proton du composé 66.
137

---

TABLEAU XXV
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DU PEPTIDE (+ )-66
IH
Hétérocorrélations des C
l3C ô(ppm)m
N°
ô(ppm)(mult.; J(Hz))
désignés avec le proton sur la
(CD3)2S0
(CD
même 1igne (HMBC)
3)2S0
2
7,14 (s(l))
123,32 d
C(7a); C(3a)
3
--
110,87 s
3a
--
128,93 s
4
7,57 (d(l); 7,8)
118,41 ct
C(3a); C(6); C(7a)
5
6,96 (t; 7,8)
117,75 d
6
7,05 (t; 8,1)
120,38 ct
7
7,30 (d(l); 8,1)
110,87 d
C(4); C(5)
7a
--
135,87 ct
3,26 (dd; 14,9; 7,3)
l'
27,47 t
C(2')
3,06 (dd; 14,9; 7,3)
2'
4,33 (m)
53,84 d
4'
--
169,87 s
5'
3,18 (t; 6,9)
69,29 d
C(4'); C(6') ; NMe2; CC?')
2,86 (dd; 13,8; 6,9)
1
.
6'
33,26 t
C(4'); C(5'); CC?')
2,70 (dd; 13,8; 6,9)
7'
--
139,97 s
8', 12'
7,05-7,15 (m)
128,83 d
9', 11'
7,05-7,15 (m)
127,76d
10'
7,05-7,15 (m)
125,40 d
H-N-1
10,66 (s(l))
--
H-N-3'
7,61 (d(l); 6,1)
--
NMe z
2,03 (s)
41,39 q
C(5')
[a]020 =
+ 10° (c = 0,18; CH 0H);
3
SM-FAB (glycérol, H + comme matrice) (rn/z (%)):380 (11,[M+H] +); 148 (100).
138

---

Figure XXI
Spectre de RMN du IH du peptide 66 «CD3)2S0)
.,
M
o
MLfl
~~
, 0 0
""
~
N
CO
H
2
o
1
H
M
ID
"
o N0
M"
"
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or
Lfl
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Lfl'"
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1
N
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1 1
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A 1
M
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'"
o
T'
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3 . ?
3 0 1
3 . 0
2 09
2 . e
207 PPM
~
.--.-, l , , 1 l ' , l , 1 l , r-r-r--,---,--,--,'-----,--I-.---,,-I--.---' -'l--'-----,-~-r-l-T-I-T-.----,-.---l-
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1 1 1 1 'l-----,--,-.--.---ro-.---T---.-r-T-,-ï-T-J-"I--I-'-l--r"I"T--'---"--"
10
9
8
7
6
....
~
~
J PPI·l
W
tel

---

TABLEAU XXVI
RMN DU PROTON ET CARBON 13 DU PEPTIDE (+ )-67
'H
l3c
Hétérocorrélations des
C désignés avec le
N°
ô(ppm)(mult.; J(Hz))
ô(ppm) m
proton sur la même
(CD3)2S0
(CD3)2S0
ligne (HMBC)
2
7,10 (s(1))
123,32 d
3
--
11O,14s
3a
--
128, Il s
4
7,55 (d(l); 7,3)
118,58 d
C(6); C(7a)
5
6,99 (t; 7,3)
118,19d
6
7,07 (t; 8,2)
120,79 d
7
7,38 (d(l); 8,2)
109,69 d
C(3a); C(5)
7a
--
135,77 s
3,26 (dd; 15,2; 7,0)
1'
27,13 t
3,03 (dd; 15,2; 7,0)
2'
4,37 (m)
53,03 d
4'
--
170,08 s
5'
3,19 (t; 6,7)
69,00 d
2,83 (dd; 13,9; 6,7)
6'
33,52 t
2,70 (dd; 13,9; 6,7)
7'
--
139,65 s
8', 12'
7,05-7,15 (m)
128,79 d
9', Il'
7,05-7,15 (m)
127,74 d
10'
7,05-7,15 (m)
125,43 d
H"N-3'
7,86 (d(l); 7,0)
--
NMe
2,01 (s)
41,33 q
2
1' ,
--
156,49 S
21 ',6'1
6,65 (d(l); 8,5)
115,02 d
C(5 ")
3",5"
7,01 (d(l); 8,5)
128,29 d
4"
--
126,97 s
HO-C-1' ,
9,38 (s(l))
--
7"
5,16 (s)
48,51 t
C(3")
20
(a]D
= + 12° (c = 0,20; CH 30H).
SM- FAB (glycérol, H+ comme matrice) (m/z (%)): 191(13),148(90);115 (14); 107 (35);
91 (48).
140

---

1.6.2. Synthèse et détermination de la configuration absolue du dipeptide
L'étape déterminante de la préparation du composé 66 est le couplage peptidique
entre la partie dérivée du tryptophane et la partie dérivée de la (S)-N, N-
diméthylp'hénylalanine.
Pour accéder à ce composé, nous avons retenu un schéma de synthèse partant du
(S)-tryptophane sous forme d'ester benzylique commercial (68) ; le couplage peptidique se
faisant par réaction avec l'acylimidazole obtenu à partir du chlorhydrate de la (S)-N, N-
diméthylphénylalanine (55) commerciale et le CDI (73). Ceci conduit au dipeptide 69 dont
une hydrogénation catalytique débloque le groupement COOH conduisant ainsi au dipeptide
(+ )-66.
Nous signalons que la protection de COOH du (S)-tryptophane est requise pour
éviter des réactions secondaires d' autocondensation. La (S)-N, N-diméthylphénylalanine
(55) est utilisé sous forme de chlorhydrate soluble dans le DMF au lieu de la base libre
insoluble dans ce milieu, augmentant ainsi le rendement du dipeptide intermédiare 69 par
suppression de la formation du N, N' -ditryptophanylurée à partir de la condensation de la
base libre de 68 avec le CDI (73).
Le dipeptide (5, S)-( + )-66 synthétique présente des spectres de RMN superposables
à ceux du produit naturel. Le pouvoir rotatoire
20
[a]D
= + 15° (c = 0,5 ; CH 0H) est
3
proche de celui du produit naturel
20
[a]D
= + 10° (c = 0,18 ; CH 0H). La petite différence
3
en valeur absolue pouvant être imputée aux conditions opératoires.
Ces résultats, renforcés par la synthèse du diastéréoisomère de 66 à partir du (R)-
tryptophane et qui présente des spectres de RMN tout à fait différents à ceux du produit
naturel, nous permettent d'attribuer la configuration 5 au carbone 2' du dipeptide 66, mais
aussi à son dérivé 67.
141

---

SCHEMA DE SYNTHESE DU DIPEPTIDE (+) -66
e
s
1
"---OH
55
o
~ Il
DMF.45mn.20.
N'" N---"'.
Id
l)
N
s
N H 3 CI
O,CH,Ph
H
N
1
1
H
Ci; , DMF, 20·, 14h
68
N
lyfhMe,
"""
1
Me, """
~N
H,.Pd/C
10%
N
1
1
U ) L
Q-ç's~
"
/
\\
l
N
co, R 0
~
s
~
s
N
CO,H
°
EtOH,30mn,20'
°
1
1
H
H
( + ) - 66
R=CH,Ph 69
142

---

1.7. IDENTIFICATION DE L'ALCALOÏDE INDOLIQUE ALMAZOLE D
Ce composé qui est le métabolite le plus abondant de cette algue se manifeste par sa
grande polarité. En effet l'essentiel de ce métabolite a été isolé après évaporation de la
phase aqueuse issue de l'extraction à l'acétate d'éthyle.
Après examen des spectres du RMN, et par comparaison avec ceux de l'almazole C
(61), nous remarquons la présence des signaux du fragment A, de l'indole 3-substitué et de
l'oxazole 2,5-disubstitué. En effet, la RMN du proton signale la présence d'un système
ABX avec une partie AB centrée à ô 3,41 et 3,30 ppm et une partie X à ô 4.03 ppm. Nous
constatons également un singulet intégrant 6H à ô 2,44 ppm attribuable au groupement
NMe2• Dans la zone aromatique, se manifestent 3 signaux caractéristiques de l'indole à ô
8,73 (s), 8,02 (ddd) et 7,42 (ddd) attribuables respectivement à H-C-2, H-C-4 et H-C-7.
La présence de l' oxazole qui est qualitativement signalée par la forte fluorescence
de ce composé est confirmée par le spectre de RMN du l3C qui révéle la présence de 3
singulets à ô 158,50; 152,20 et 170,38 ppm. Nous remarquons d'une part
l'hétérocorrélation longue distance entre le signal à 158,50 et le proton tertiaire du
fragment A (ô
= 4,03 ppm) et d'autre part entre le singulet à ô 152,20 ppm et le proton
H
H-C-2 de l'indole (ô
= 8,73 ppm). Ces corrélations permettent ainsi d'attribuer le singulet
H
à ô 158,50 et 152,20 respectivement aux carbones C-2' et C-5'. Par conséquent, le singulet
à 170,38 non observé sur le spectre de l'almazole C pourrait être attribué au carbone C-4'
de l' oxazole. En effet, comparé au spectre de RMN du proton de l'almazole C, le proton
H-C-4 qui résonne à 7,30 ppm(s) disparaît sur le spectre de l'almazole D. Ceci se
manifeste ainsi par l'apparition d'un groupe de multiplets entre 7,05 et 7,25 ppm intégrant
7H et attribuables aux 5 protons du benzène monosubstitué du fragment A et aux protons
H-C-5 et H-C-6 de l'indole.
Le glissement chimique de C-4 à 170,38 ppm suggére la présence d'un OH sur ce
carbone. Ceci a été confirmé par la méthylation au moyen de CH N dans le méthanol
2
2
anhydre. Après méthylation, le signal de C-4 passe à 177 ,96 ppm, ce qui est conforme à la
position de ce carbone apres méthylation d'un énol. Nous remarquons en outre la présence
du méthyle à 52,18 ppm caractéristique d'un méthoxyle.
143

---

L'ensemble de ces données pourrait indiquer la structure du 4' -hydroxyalmazole C,
cependant le spectre de masse par FAB effectué sur l' almazole D et le méthoxyalmazole D
signale 28 unités de masse supplémentaires attribuables à la présence d'un carbonyle CO.
Celui-ci non détecté sur le spectre de RMN du l3C doit être entre C-3 de l'indole et
C-5' de l'oxazole. Cette position est supportée par les déplacements chimiques en RMN de
H-C-2 et C-2 de l'indole. En effet, comparativement à la RMN de l'almazole C , nous
remarquons un net déblindage de H-C-2 (7,75 ppm pour l'almazole C contre 8,73 pprn
pour l'almazole D) et de C-2 (123,61 ppm pour l'almazole C contre 130,18 ppm pour
l'almazole D). Ces déplacements chimiques sont similaires à ceux observés sur les derivés
du topsentin où le proton résonne entre 8,40 et 8,73 ppm alors que le carbone se manifeste
entre 132 et 137 ppm (89).
1 44
(7 %)
6 •
o
H
Almazole
D
CH
N
•
MeOH
anhydre
2
2
20°.
1h.
144
(38%)
~/
N
6 •
1 •
o
1 2'
2 •
N
N
MeO
/
H
Methoxyalmazole
D
144

---

La structure de l'almazole D et de son dérivé méthylé sont en accord avec les
fragmentations observées par le SM-FAB:
- pour l'alarnazole D, le spectre signale le pic moléculaire à m1z 375 (1,5%),331
(10%, [M-NMe .t) et le pic à m1z 144 (7%) correspondant à l'ion indolique obtenu après
2
rupture de la liaison C(5' )--C(S).
- pour le méthoxyalmazole D, nous observons le pic ([M+H] +) à m1z 390 (24%),
345 (76%', [M-NMe t) et le pic à m1z 144 (38%).
2
L'almazole D est un alcaloïde presentant un nouveau squelette. Son originalité par
rapport à l' almazole C se situant au niveau de la présence du CO entre l'indole et
l 'oxazole, mais aussi dans une moindre mesure avec la fonctionalisation du carbone 4 de
l 'oxazole. Comme pour tous les nouveaux composés dèjà décrits, le carbone 1"
biogénétiquement lié au carbone asymétrique de la N,N-diméthylphénylalaninamide (54)
devrait être du configuration S.
Le données en RMN du IH et l3C de 70 et 71 sont présentées au Tableau XXVII.
Le Figures XXTI et XXITI représentent respectivement le spectre de RMN du IH et l3C de
l'almazole D (70).
1
1
1
1
1
1
1
1
1
145
1
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---

TABLEAU XXVII
RMN DU PROTON ET CARBONE 13 DE L'ALMAZOLE D (+)-70 ET DU
METHOXYALMAZOLE D (+)-71
70
71
IH
l3C
IH
l3C
ô(ppm)(mult. ;J(Hz));
ô(ppm) (m;
ô(ppm)(mult. ;J(Hz));
ô(ppm)m;
N°
CD 0D
J(Hz));
CD 0D
CD 0D
3
3
3
CD 0D
3
2
8,73 ( s )
130,18 (ct; 190)
8,71( s)
131,43 ct
3
--
105,05 (s)
--
103,90 s
3a
--
126,65(s)
--
126,40 s
4
8,02 (ddd; 8,0; 2,1; 0,8)
121,45 (d; 158)
8,13(ddd; 7,6; 1,8; 0,9)
121,68 d
5
7,05-7,25 (m)
121,70(d; 160)
7,10-7,30 (m)
122,38 d
6
7,05-7,25 (m)
123,15 (d; 162)
7,10-7,30 (m)
123,95 d
7
7,42 (ddd; 8,0; 2,0; 0,8)
112,71 (d; 162)
7,50 (ddd; 7,8; 2,1; 0,9)
113,07 d
7a
--
137,64 (s)
--
137,82 s
8
--
non détecté
--
non détecté
2'
--
158,50 (s)
--
159,46 s
4'
--
170,38 (s)
--
177,96 s
5'
--
152,20 (s)
--
153,00 s
1"
4,03 (dd; 10,5; 4,9)
66,38 (d)
4,12 (dd; 10,5; 4,8)
66,07 d
3,41 (dd; 12,8; 10,5)
3,45 (dd; 12,9; 10,5)
2"
38,32 (t)
38,04 t
3,30 (dd; 12,8; 4,9)
3,32 (dd; 12,9; 4,8)
3"
--
139,00(s)
--
138,78 s
4",8"
7,05- 7,25 (m)
130,11 (d)
7,10- 7,30 (m)
130,05 d
5",7"
7,05- 7,25 (m)
129,47 (d)
7,10- 7,30 (m)
129,55 d
6"
7,05- 7,25 (m)
127,52 (d)
7,10- 7,30 (m)
127,71 d
NM~
2,44 (s)
42,71 (q)
2,45 (s)
42,41 q
OMe
--
3,90 (s)
52,18q
,
,
Compose (+)-70:
o
[a]D- = +20 ° (c =0.07; CH 30H). UV(MeOH), À
nm (E) : 398
mlU
(580), 310 (5900),272 (5300), 206 (16200). SM-FAB (glycérol, H + ,comme matrice) (m1z
(%)): 375 (1,5, M+); 331 (10); 239 (36); 144 (7).
20
Composé (+)-71:
[a]D
= +70 ° (c =0.1; CH 0H). SM-FAB (glycérol, H+ comme
3
matrice) (m1z (%)): 390 (24 , [M+H] +); 345 (76); 148 (49); 144 (38).
146

---

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1.8. RECHERCHES D'ACTIVITES BIOLOGIQUES SUR LES NOUVEAUX
COMPOSES
- La recherche d'activités cytotoxiques a été motivée par la puissante activité signalée pour
des composés présentant une ressemblance structurale (90).
Les tests d'activité cytotoxique contre les celllules tumorales LI210 des almazoles
A,B,C, du préalmazole C et des dipeptides ont été effectués aux Laboratoires "Pharmacia"
de Milan (Italie). Dans tous les cas, l'activité est nulle.
Les tests effectués au Laboratoire de Biophysique "Centro di Fisica degli Stati
Aggregati" du CNR de Trento (Italie) sur l' almazole D, révélent également que ce produit
n'est pas cytotoxique au moins jusqu'à 10 /-Lg/ml sur les lignes cellulaires suivantes: TPH-
1 (monocytes humains); RAIl (lymphocytes humains); RAW 264.7 (monocytes-
macrophages du chat).
- Au Laboratoire de Microbiologie "Departrnent of Biology, Biotechnical Faculty,
University of Ljubljana" (Slovenie), l'activité antibactérienne de l'almazole D a été
évaluée et se manifeste par une bonne activité particulièrrnent sur certaines bactéries de
Gram-negatif. Nous donnons ci- dessous la liste de microorganismes sensibles à l' almazole
D (Tableau XXVIII); à partir des conditions opératoires de ce Laboratoire,on considére
que l'activité est bonne lorsque la zone d'inhibition atteint 20 mm après injection de 200 /-LI
d'une solution (5 mg/ml) d'almazole D dans l'eau.
Nous remarquons une bonne activité sur Serratia marcescens et Salmonella tl'phi
X1D, mais aussi une activité non négligeable sur Escherichia coli lac+, Yersinia
enterocolitica et Pseudomonas stutzeri.
Ces résultats encourageants, motivent la poursuite des tests avec les autres
almazoles. Ceci pourrait
conduire, dans le cas où l'absence de toxicité de ces molécules
est établie, à de nouveaux antibactériens dépourvus d'effets secondaires sévères.
149

---

TABLEAU XXVIII
GRAM - NEGATIF
GRAM - POSITIF
Microorganisme
zone
Microorganisme
zone
inhibée
inhibée
(mm)
(mm)
Serratia marcescens
22
Streptococcus agalactiae
18
(KA)
Salmonella typhi XLD
20
Bacillus subtilis
17,5
Escherichia coli lac+
19
Staphylococcus epidermidis
16,5
(NA)
Yersinia enterocolitica
19
--
Pseudomonas stutzeri
19
--
Aeromonas
18
--
hydrophylla/sobria
Klebsiella pneumoniae
18
--
Pseudomonas fluorescens
17,5
--
Aeromonas sp.
17
--
150

---

CHAPITRE II
BIOGENESE DES METABOLITES SECONDAIRES ISOLES
2.1. BIOGENESE DES ALMAZOLES A,B,C, DU PREALMAZOLE C ET
DES DIPEPTIDES
Il Al' exclusion de l'amide 54 très abondant dans cette algue et biogénétiquement lié
à la N, N-diméthylphénylalanine (55), la biogénèse des nouveaux métabolites implique,
avec l'aide d'enzymes.appropriés, le L-tryptophane selon deux voies supportée
analogiquement par la synthèse biomimétique et une troisième voie alternative dans le cas
de l'almazole A (56) et l 'almazole B (57) (Voir schéma ci-dessous).
1) Dans la voie 1, la condensation du L-tryptophane avec la N, N-diméthyl-L-
phénylalanine (55), pourrait conduire au dipeptide 66, qui par N-alkylation avec l'alcool
para-hydroxybenzylique (53) méne au dipeptide 67.
2) Dans la voie 2, le 2-oxo-tryptamine dérivé du tryptophane se condense avec 55 pour
donner le préalmazole C (62) qui, par déshydratation, conduit à l'almazole C (61a). Ce
dernier, par rupture oxydative de la liaison C(2)-C(3) de l'indole non démontrée dans le
présent travail, conduit probablement à l' almazole A (56) qui, par suite d'une
déformylation observée, mène à l' almazole B (57).
3) Pour la biogénèse des composés 56 et 57, une troisième voie alternative à la voie 2
peut être envisagée. En effet, celle-ci peut impliquer l'ouverture oxydative déjà décrite
(88) de l'indole du tryptophane qui conduit au N-formylkynurénine. Ce dernier, après
décarboxylation et oxydation en a du CO, se condense avec le composé 55 pour conduire
à l'almazole A (56) qui donne ensuite l'almazole B (57).
III Une variété de molécules indoliques simples et courantes isolées de cette algue
entrent harmonieusement dans le schéma.
Ainsi, l'acide indole-3-carboxylique (47) et l'aldéhyde correspondant 48, l'acide
151

---

indole -3-g1yoxylique isolé sous forme d'ester 50 et l'indole-3-acétamide (51) pourraient
dériver respectivement du tryptophan, du 2-oxo-tryptamine et du tryptamine.
L'indole-3-acétamide (51) peut évoluer pour conduire à l'acide indole-3-acétique
isolé sous forme d' ester 49.
Finalement l'alcool para-hydroxybenzylique (53), qui intervient lors de la
biosynthèse du dipeptide 67 à partir de 66, et le para-hydroxybenzaldéhyde (52) pourraient
être biogénétiquement liés à la N, N-diméthylphénylalanine (55) ou à l'amide
correspondant 54 isolé de cette algue.
2.2. BIOGENESE DE L'ALMAZOLE D
L'almazole D pourrait résulter d'un processus biogénétique où le carbone
supplémentaire, par rapport à l'almazole C, auraitpOur origine la non décarboxylation du
tryptophane. Cependant, ce dernier pourrait subir une désamination oxydative suivie d'un
couplage avec la N,N-diméthylphénylalaninamide (54).
152

---

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ALNAZOLE A 56
H
ALNAZOLE C 61 a
.....
01
W

---

CONCLUSION
L'étude de l'algue Haraldiophyllum sp. nous a pennis d'isoler et d'identifier 15
métabolites secondaires dont 8 qui sont nouveaux.
Les structures ont été établies sur la base des données spectroscopiques et
confirmées pour la majorité des nouveaux composés, par la synthèse ou la conversion
chimique.
Tous les nouveaux métabolites secondaires possédent des portions dérivées du L-
tryptophane ou de la N, N-diméthyl-L- phénylalanine. La configuration absolue des
carbones asymétriques de ces composés étant établie par synthèse.
- Le nouveau amide 54 dérivé de la N, N-diméthylphénylalanine (55), a pennis
après synthèse à partir de 55, d'établir la configuration absolue S du carbone asymétrique
de la portion phénylalanine présente sur tous les nouveaux composés.
- l'almazole A (56) et l'almazole B (57) représentent une nouvelle classe
d'alcaloïde avec un nouveau squelette. La corrélation chimique entre ces deux composés a
été établie par conversion de l'almazole A en almazole B. L'analyse confonnationnelle de
l'almazole A présent sous fonne de 2 conformères de type E (15 %) et Z (85 %) a été
abordée en profondeur par l'étude de la RMN du IH dynamique. Ainsi les paramètres
cinétiques de l' interconversion ont été déterminés.
- L'almazole C (61a) est un alcaloïde indolique présentant un nouveau squelette.
La structure de ce composé a été confirmée par synthèse, dont l'une des étapes conduit au
préalmazole C (62) qui est un nouveau peptide modifié isolé également de cette algue.
- La structure et la configuration absolue du nouveau dipeptide 66 a été confirmée
par synthèse à partir du L-tryptophane et de la N, N-diméthyl-L-phénylalanine (55). La
structure du nouveau dipeptide 67 dérivé de 66 par N-alkylation au moyen du groupement
154

---

para-hydroxybenzyle a été également déterminée.
- L'almazole D (70) est un alcaloïde indolique presentant un nouveau squelette.
Comparativement aux autres almazoles, ce composé dérive d 'unprocessus biogénétique
différent.
Les almazoles A, B, C et D incorporent tous le rarissime oxazole 2,5 -
disubstitué. La présence de cet oxazole est d'ailleurs à l' origine de la forte fluorescence
observée pour ces composés.
La synthèse ou conversion chimique des principaux métabolites, mais aussi
l' isolement de molécules indoliques et benzéniques plus simples mais biogénétiquement
importantes, nous ont permis d'établir par analogie le schéma de biogénèse des métabolites
secondaires de cette algue.
Ces composés ne sont pas cytotoxiques, cependant l' almazole D présente une assez
bonne activité antibactérienne contre les bactéries de Gram-négatif.
L'aisance relative de la synthèse de l'almazole C (61a), du préalmazole C (62) et
du dipeptide (66), en peu d'étapes et avec de bons rendements, ouvre de nouvelles
perspectives de recherches sur ces types de composés. Ainsi l' application de ces réactions
à d'autres acides aminés de la série L ou D, pourrait conduire à la préparation d'un
nombre important de composés dont certains doués d'une activité biologique, ou pouvant
présenter un autre intérêt industriel en rapport avec la fluorescence manifestée par ceux qui
incorporent l' oxazole.
L'ensemble des résultats de cene partie a fait l'objet de 2 publications (91) et (92).
155

---

CONCLUSION GENERALE
Nos travaux ont permis d'isoler et de déterminer la structure de 32 métabolites
secondaires dont 15 nouveaux à partir d'une éponge et de 2 algues de la côte sénégalaise.
L~isolement des différents composés a été fait avec l'aide des techniques
chromatographiques courantes, et plus particulièrement avec les méthodes récentes de la
chromatographie liquide haute performance (HPLC) et les nouvelles phases stationnaires.
Toutes les structures ont été établies sur la base des données spectroscopiques.
Dans certains cas, les techniques récentes de la RMN bidimensionnelle et plus
particulièrement celles permettant l'étude des couplages longue distance par "inverse
detection" (lIMBC) ont été déterminantes. De même, la spectrometrie de masse par "Fast
Atomic Bombardment" (FAB) s'est révélée d'une importance fondamentale pour
l'élucidation structurale de certains composés. Dans la majorité des cas, l'étude structurale
des nouveaux composés a été supportée par leur synthèse ou la conversion chimique. Par
analogie avec la dégradation ou la synthèse biomimétique, des schémas de biogénèse ont
été proposés.
Dans la première partie, nous avons exposé les généralités sur les 3 grandes
Divisions d'algues et les éponges. Nous avons aussi signalé très brièvement, les facteurs
climatologiques, hydrologiques et géomorphologiques qui font de la côte sénégalaise une
zone dotée d'une population florale et faunique variées et facilement accessibles.
Dans la deuxième partie consacrée à l'éponge Irciniajasciculata, nous avons isolé
et identifié le métabolite majoritaire: la fasciculatin (10) déjà décrite et 3 nouveaux
métabolites issus de la dégradation de ce sesterterpène (C 25). Ainsi 2 nouveaux types de
dégradation naturelle de sesterterpène (C 25) ont été clarifiés :
- Le norsesterterpène konakhin (12) (C24) qui présente en outre un nouveau
squelette et qui est l'un des très rares terpène dégradé incorporant un halogène.
156
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- L'aldéhyde furanoterpénique 15 (C2Ü) dont la dégradation avec perte de 5 atomes
de carbone, a été abordée en profondeur par l'étude de la dégradation oxydative de la
fasciculatin et l'extension à d'autres furanosesterterpène (C 25).
Ceci a abouti à la proposition d'un schéma de biogénèse du composé 15 et de
l'acide carboxylique furanoterpénique 14 (C2l) isolé de cette éponge, mais dont la présence
avec le furanosesterterpène (C25) correspondant était attendue. Cette étude nous a permis
d'établir la présence systématique jamais observée auparavant, des aldéhydes
furanoterpénique (C2Ü) avec les furanosesterterpènes (C25) dans les éponges de l'ordre des
Dictyocératides.
Dans la troisième partie, l'étude de l'algue Dictyota ciliolata a permis d'identifier
13 métabolites secondaires dont 4 nouveaux. Parmi ces derniers, 3 composés (37, 38, 39)
présentent des structures peu différentes de composés déjà décrits, cependant dans chaque
cas,la stéréochimie a été précisée d'une manière relative avec des méthodes
spectroscopiques.
La joalin (40), qui est le premier diterpène xénicanique incorporant un azote, se
distingue des autres métabolites de cette algue avec des caractéristiques structurales
originales comme la nature de la structure tricyclique et la fonctionnalisation au carbone 9.
La stéréochimie complète, aussi bien au niveau configurationnel que conformationnel, a
été élucidée grâce aux méthodes spectroscopiques ainsi qu'aux calculs de mécanique
moléculaire avec le programme "PCMODEL 4.0" basé sur les champs de force MMX.
Un schéma de biogénèse théorique expliquant la formation naturelle de ce composé a été
proposé.
Le dictyolactone (35) et l 'hydroxydictyolactone (36), qui se présentent séparément
sous forme d'un mélange de 2 conformères, ont été l'objet d'une étude conformationnelle
détaillée. Outre les calculs de mécanique moléculaire, l'enregistrement de spectres de
RMN du 1H à température variable, suivi d'une simulation des différents spectres avec le
programme "DNMR 5", a permis pour chaque cas de mettre en évidence une
157

---

interconversion conformationnelle lente, et d'établir les paramètres cinétiques de ces·
processus.
Dans la quatrième partie consacré à l'algue Haradiophyllum sp.t 15 métabolites
secondaires dont 8 nouveaux sont identifiés. Ces derniers sont tous des dérivés du L-
tryptophane et de la N, N-diméthyl-L-phénylalanine. Les configurations absolues des
carbones asymétriques ont été établies par synthèse.
Nous avons ainsi mis en évidence une nouvelle classe d'alcaloïde avec
l'identification de l'almazole A 56 et l'almazole B 57, alors que l'almazole C 61a et
l'almazole D 70 sont des alcaloïdes, avec un nouveau squelette. Ces 4 composés
incorporent l'oxazole 2,5-disubstitué très rare en nature. La structure de l'almazole C 61a
ainsi que celle du nouveau peptide modifié (préalmazole C 62 ont été confirmées par
synthèse.
Nous avons également identifié un nouveau dideptide 66 et son dérivé N-alkylé par
le groupement para-hydroxybenzyle 67. Le dipeptide 66 est issu du couplage du L-
tryptophane et de la N, N-diméthyl-L-phénylalanine. La structure et la configuration de ce
composé ont été établies par synthèse.
La synthèse des principaux métabolites secondaires de cette algue en peu d'étapes
et avec de bons rendements ouvre de nouvelles perspectives de recherche avec
l'application sur d'autres acides aminés de la même série L ou de la série D ; ceci pourrait
conduire à plusieurs molécules dont certaines biologiquement actives.
L'ensemble des 15 métabolites isolés de cette algue, avec le support de la synthèse
biomimétique ou la conversion chimique des principaux, ont permis d'établir par analogie
le schéma de biogénèse de ces composés.
La totalité des résultats répertoriés dans cette thèse a fait l'objet de 6 articles publiés
dans des revues internationales.
158

---

1
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1
1
1
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1
1
1
1
PARTIE EXPERIMENTALE
[

---

GENERALITES
* Les chromatographies sur couches minces (CCM) ont été réalisées sur des
plaques de silice (Si60 F iO,25 mm», CN(0,25 mm) ou RF18(0,25 mm) Merck.
25
* Les chromatographies préparatives ont été réalisées sur des plaques de silice
(Si60 F i2 mm) Merck.
25
* ·Les "flash" chromatographies (FC) ont été réalisées en phase normale sur gel de
silice (Si60(l5-25 jlm» et en phase inverse sur gel de silice (RP18 (40-63 jlm) Merck
* Les chromatographies liquides haute performance (HPLC) ont été effectuées sur
un Perkin Elmer Série 3B avec un détecteur JASCO UVIDEC100 et sur un Hitachi L6200
"intelligent Pump" avec un detecteur L300 Photo diode. Différents types de colonnes (7
jlm) ont été utilisées selon le cas:
- en phase inverse : Merck Lichrosorb RF 18
- en phase normale: Merck Lichrosorb Si60 ; CN ; NH 2 ("amine").
Excepté quelques rares cas, le débit est généralement fIxé à 5 ml/mn. Le
spectrophotomètre UV est réglé selon le cas à À 254 nrn ou 225 nrn.
* Toutes les évaporations ont été effectuées sous pression réduite.
* Les rendements ont été calculés pour les produits naturels par rapport au poids du
matériel sec après extraction alors que pour les produits synthétiques, ils sont établis par
rapport aux substrats.
* Le DMF utilisé pour la synthèse (4ème partie) a été distillé sur BaO puis
conservé sur tamis moléculaire (4A).
* Les spectres de RMN ont été enregistrés sur un spectomètre Varian XL-
300(299,94 MHz pour le proton et 75,43 MHz pour le carbone). Les déplacements
chimiques (ô) sont indiqués en ppm relativement au tétraméthylsilane interne (0.0 ppm) et
au solvant:
CDCl (ô(H) 7,25 ; ô(C)77,00) ; CD 0D(ô(H) 3,31 ; ô(C) 49,0) ; (CD
3
3
3)2 SO (ô(H) 2,50 ;
ô(C) 39,50) ; (CD
0 (ô(H) 4,77) ).
3)2 CO(ô(H) 2,05 ; ô(C) 29,80) ; D2
Les constantes de couplage en Hz sont déterminées par des expériences de découplages
différentiels de spins. Les multiplicités en RMN du l3C ont été établies dans chaque cas à
l'aide d'un DEPT.
* Les spectres IR ont été enregistrés sur un spectrophotomètre Pye-Unicam SP3-
100(v
en cm,l).
rnax
* Les spectres UV ont été enregistrés sur un spectrophotomètre Perkin - Elmer
Lambda - 3 ( À
en nm ; E en mole,l 1cm,l).
max
* Les dichroïsmes circulaires ont été effectués sur spectropolarimètre Jasco 1710
( À
en nrn ; ÂE en mole,l 1 cm,l).
max
* Les spectres de masse ont été enregistrés sur un Kratos MS80 doté d' équipements
supplémentaires pour l'enregistrement des spectres par "fast atomic bombardment" (FAB).
* les pouvoirs rotatoires ont été mesurés sur un polarimètre JASCO DP 181.
* Les points de fusion ont été déterminés sur un microscope Kofler.
160

---

.Isolement des métabolites secondaires de l'éponge Irciniafasciculata
L'éponge Irciniajasciculata a été récoltée en plongée sous-marine (-30 m) en Juillet
1989 à Dakar (Konakhé).
Aussitôt après la récolte, elle a été placée dans l'éthanol et conservée au réfrigérateur
(1-2 OC). Après 2 mois d'homogénéisation, on filtre et récupére l'extrait éthanolique et 123
g de résidu sec. Après évaporation du solvant sous pression réduite, le résidu aqueux
repris avec un peu d'eau est extrait à l'acétate d'éthyle. Après évaporation du solvant sous
pression réduite on obtient 1,75 g d'un résidu brun foncé dont la CCM développée dans un
mélange éther de pétrole/acétate d'éthyle (80 : 20) puis avec un mélange
cWoroforme/méthanol (90 : 10) révéle plusieurs tâches sensibles au réactif d'Ehrlich. La
carbonisation des produits présents dans les différentes tâches a été vérifiée avec un
mélange CeS04 / H2S04 . Ce résidu est ensuite soumis à une flash chromatographie (FC)
en phase normale (Si60, 90 g) avec gradient d'élution (fractions de 40 ml). Celle-ci
démarre avec 4 fractions d'hexane et sera poursuivie avec des mélanges bexane/éther
éthylique en faisant varier la proportion de l'hexane de 2,5 % jusqu'à la 20 ème fraction. A
partir de la 21 ème, la chromatographie sera développée avec les mélanges suivants : acétate
d'éthyle/éther éthylique (50 : 50) puis (100 : 0) ; acétate d'éthyle/méthanol (50 :50) puis 4
fois avec le méthanol seul.
Les différentes fractions issues de cette FC sont ensuite analysées par CCM phase
normale (Si60) et RP18.
~ Les fractions 1 à 8 sont réunies et évaporées puis le résidu soumis à une HPLC
RP18 (CH3CN/H20 ; 80 : 20), À =225 nrn donne le composé (+ )-15 (tr = 14mn ; Rdt
= 0,002 % ).
• Les fractions 10 à 11 sont réunies et évaporées puis le résidu soumis à une flash
chromatographie RP 18 (CH3CN/H20 ; 85 : 15). Les fractions 1 à 4 de cette FC sont
ensuite réunies et évaporées puis le résidu soumis à une HPLC RP18 (CH 3CN/H20 ; 80 .:
20), À = 225 nrn. On obtient ainsi l'acide carboxylique furanoterpène (+ )-14 (tr = 8rnn30
; Rdt = 0,01 %). Ce composé est également présent dans les fractions 12, 13.
• Les fractions 14-17 contiennent essentiellement la fasciculatin (-)-10 qui sera isolée
par chromatographie préparative développée dans un mélange hexane/éther éthylique (60 :
40) acidifié avec CH3 COOH (0,5%). Ce composé est également présent dans les fractions
12-13 et 18-21 (Rdt = 0,41 %).
• Les fractions 25-27 sont réunies et évaporées puis le résidu soumis à une FC phase
normale avec gradient d'élution. Celle-ci débute avec 4 fractions de CHCl 3puis avec des
mélanges CHCI3/CH30H en faisant varier la proportion du méthanol de 2,5 %. Les
fractions 26-29 (200 mg) de cette FC sont ensuite acétylées en présence d'anhydride
acétique et pyridine selon (30a). Le mélange de produits issu de l' acéty lation est soumis à
une FC phase normale avec gradient d'élution (hexane/acétate d'éthyle). La fraction 37 de
cette FC contient la konakhin (+ )-12 qui sera purifiée par HPLC RP18 (CH 30H/H20 ; 70
: 30), À = 225 nm (tr = llmn ; Rdt = 0,006 %)
161
.._-------:""'....-"_.'
~"-:~""",--._~
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.. . ~ .

---

.. Isolement des métabolites secondaires 1a/1b, 3a/3b,16a/16b puis 17, 18 des deux
Dictyocératides de Venise
Pour chaque éponge correspondante, ces composés ont été isolés dans les mêmes
conditions que ci-dessus .
.. Dégradation oxydative de la fasciculatin (10)
• Protocole opératoire I : 27 mg (0,07 mmole) de fasciculatin sont dissouts dans 3 ml
de dioxane. On ajoute 0,76 g (7,4 mmoles) de A1 0 basique (type 60 E), Merck, puis
2
3
0,40 ml (4,2 mmoles) H 0 (30%). Le mélange réactionnel est maintenu sous agitation
2
2
pendant 4 heures à 40°C ou 14 heures à 20°C. Le mélange est filtré et Al 0 lavé avec 3
2
3
fois 3 ml de méthanol. Les solvants sont évaporés sous pression réduite et le résidu extrait
avec de l'acétate d'éthyle. La phase organique est ensuite séchée sur sulfate de sodium puis
on élimine le solvant sous pression réduite. A partir du résidu, les composés (+ )-14 (t =
r
8mn30 ; Rdt = 48 %) et ( +)-15 (t = 14mn ; Rdt = 7 %) sont isolés et purifiés par
r
HPLC RP18 (CH CN/H 0; 80 : 20).
3
2
o Protocole TI: La réaction est conduite dans les mêmes conditions que ci-dessus
excepté l'absence de A1 0
basique. Dans ce cas seul le composé (+ )-15 est obtenu
2
3
(Rdt = 7%) .
.. Dégradations oxydatives des sesterterpènes 1a/1 b et 17
Selon le protocole opératoire l ounces réactions ont été conduites dans les mêmes
conditions que celles de la fasciculatin (10).
162

---

.. Isolement des métabolites secondaires de l'algue Dictyota ciliolata
L'algue Dictyota ciliolara a été récoltée en marée basse en Septembre 1991 à la pointe
de Senti à Joal.
Aussitôt après la récolte, elle a été placée dans le méthanol et conservée au
régrigérateur. Après 6 mois d'homogénéisation, on filtre et récupére l'extrait méthanolique
et 25 g de résidu sec. Après évaporation du solvant sous ression réduite, le résidu est
extrait avec l' hexane puis l'acétate d' éthyle. Le résidu huileux (l, 2 g) issu de l'extrait
hexanique est ensuite soumis à une flash chromatographie en phase normale (Si60, 60 g)
avec gradient d'élution (fractions de 40 ml). Celle-ci démarre avec 4 fractions d'hexane et
sera poursuivie avec des mélanges d'hexane 1 acétate d'éthyle en faisant varier la
proportion d'hexane de 2 %jusqu'à la 30 ème fraction. De la fraction 31 à 55, on élue avec
le même mélange mais sous le rapport (50 : 50).
Les différentes fractions sont ensuite analysées par CCM en utilisant des plaques (CN)
sur lesquelles la séparartion est beaucoup plus nette et les pigments mieux retenus à la base
que sur (Si60) ou RP18. Les fractions présentant des tâches similaires sont réunies puis le
solvant évaporé. Les différents produits sont ensuite séparés et purifiés par des méthodes
chromatographiques.
• Le résidu des fractions 17 à 26 soumis à une HPLC-CN (hexane li-PrOH ; 98 ; 2)
donne le dictyolactone (-)-35 (t = 12 mn ; Rdt = 0,04 %).
R
• Le résidu des fractions 27 à 32 soumis à une HPLC-CN (hexane li-PrOH ; 97 ; 3)
donne l'isodictyohémiacétal (-)-32 (t
= 5 mn 30 ; Rdt = 0,013 %) ,
R
l'hydroxyacétyldictyolal (-)- 33 (t
= 10,2 mn ; Rdt = 0,035 %) et l'acétoxycrénulide
R
(+)-31 (t = 15mn; Rdt = 0,03%).
R
e Le résidu des fractions 33 à 36 soumis à une HPLC-CN (hexane/i-PrOH ; 95 : 5)
conduit à 2 éluats à 7,2 mn et 11 mn 30. La fraction qui sort à 7,2 mn est évaporée puis le
résidu soumis à une HPLC-Si60 (hexane li-PrOH ; 97 : 3) donne l'acétal (-)-38 (t = 11,8
R
mn ; Rdt = 0,03 %) et lajoalin (-)40 (t = 10 mn; Rdt = 0,02 %).
R
La fraction à 11mn30 est ensuite évaporée et le résidu soumis à une HPLC-Si60
(hexane/i-PrOH; 95 :5) donne le (62) -hydroxyacétyldictyolal (-)- 39 (t
= 10 mn ; Rdt
R
= 0,01 %).
• Le résidu des fractions 37 à 44 soumis à une HPLC-CN(hexane/i-PrOH ; 95 : 5) donne
2 éluats à 13,8 mn et 16 rnn. La fraction qui sort à 16 mn conduit après évaporation à
l'hydroxydictyolactone (-)- 36 (t
= 16 mn; Rdt = 0,07 %), l'hydroxycrénulide (+)-30
R
(t = 19mn; Rdt = 0,02
= 6 mn ; Rdt = 0,02 %) et le
R
%), le dictyol C 28 (tR
hydroxydictyoxide 29 (t = 10 mn ; Rdt = 0,01 %).
R
La fraction à 13,8 mn est évaporée puis le résidu soumis à une HPLC-Si60 (hexane/i-
PrOH, 95 ; 5) donne l'époxyde de l' hydroxyacétaldictyolal (-)- 34 (t = 18 mn ; Rdt =
R
0,02 %).
• Le résidu des fractions 45 à 50 soumis à une HPLC-Si60 (hexane/i-PrOH ; 90 : 10)
conduit à l'époxyde de l'hydroxydictyolactone(-)- 37 (t = 15 mn 30 : Rdt = 0,015%).
R
163

---

• Isolement des métabolites secondaires de l'algue Haraldiophyllum sp.
L'algue Haraldiophyllum sp. a été récoltée en marée basse en Mai 1993 aux Almadies
(10 km au nord de Dakar). Aussitôt après la récolte, elle a été placée dans l'éthanol, pour 3
mois d'homogénéisation. Après filtration, on récupére l'extrait éthanolique et 203 g de résidu
sec. Après évaporation de l'alcool, le résidu repris avec un peu d'eau est extrait à l'hexane
puis à l'acétate d'éthyle. Le résidu issu de l'acétate d'éthyle (1,5 g) est soumis à une flash
chromatographie en phase nonnale (Si60, 75 g) avec gradient d'élution (fractions de 40 ml).
Celle-ci démarre avec le mélange hexane/acétate d'éthyle (95 : 5) et sera poursuivie jusqu'à
la fraction 18 en faisant varier la proportion de l'hexane : 2(90 : 10) ; 3(85 : 15) ; 4(75 : 25)
; 5(65 : 35) ; 6(50 : 50) ; 7(35 : 65) ; 8-12(25 : 75) ; 13-15(12 :88) ; 16-18(0 : 100). A partir
de la fraction 19 la chromatographie sera développée avec le mélange méthanol 1 acétate
d'éthyle (l0 : 90) et sera poursuivie jusqu'à la fraction 25 en faisant varier la proportion de
l'acétate d'éthyle: 20(30 : 70) ; 21(50 : 50) ; 22(70 : 30) ; 23-24(90 : 10); 25(100 : 0).
Les différentes fractions sont ensuite analysées par CCM (Si60 ou RP18). Les fractions
présentant des spots similaires sont réunies puis le solvant évaporé. Les différents produits sont
ensuite séparés et purifiés par chromatographie liquide haute perfonnance (HPLC).
• Le résidu des fractions 6 à 9 soumis à une HPLC RP18(CH3CN/H20 ; 50 : 50) donne le
para-hydroxybenzaldéhyde (52) (t = 3,9 rnn ; Rdt = 0,004 %), l'indole-3-glyoxalate d'éthyle
R
(50) (t = 8,2 mn ; Rdt = 0,006 %) et l'indole-3-acétate d'éthyle (49) (t = 9,2 rnn ; Rdt =
R
R
0,002 %).
o Le résidu issu des fractions 10 à 12 soumis à une HPLC RP18 (CH CN/H
3
20
; 50 : 50)
conduit à l'alcool para-hydroxybenzylique (53) (t = 3rnn 30 ; Rdt = 0,02 %) et à l'indole-3-
R
carbaldéhyde (48) (t = 4rnn 30 ; Rdt = 0,002 %).
R
• Le résidu issu des fractions 13 à 16 soumis à une HPLC-NH2 (hexane/i-PrOH ; 90 : 10)
conduit à l'almazole A (56) (t = 9mn 30 ; Rdt total = 0,005
=
R
%) et l'almazole B (57) (tR
9 mn ; Rdt = 0,002 %).
• Le résidû issu des fractions 17 à 20 soumis à une HPLC-NH (hexane /i~PrOH ;85 : 15)
2
conduit également à l'almazole A (56) (tR = 7,2 mn) et à l'almazole C (61a) (t = 12,2 mn
R
; Rdt total = 0,05 %).
• Le résidu issu des fractions 21 à 23 est soumis à une autre flash chromatographie (Si60) avec
gradient d' élution en démarrant avec le mélange hexane 1 acétate d' éthyle (95 : 5) comme
solvant d'élution. On récupére 17 fractions de 40 ml en faisant varier la proportion de l'hexane
de 5 %. Après analyse par CCM des fractions 1a-17a, les fractions présentant des spots
similaires sont réunies et le solvant évaporé.
- Le résidu issu des fractions 6a-9a de cette FC, soumis à une HPLC dans les mêmes
conditions que pour les fractions 17 à 20 conduit également à l' almazole C (613).
- Le résidu issu de la fraction 10a conduit après HPLC-NH (hexane li-PrOH ; 75 : 25) à une
2
première fraction contenant le préalmazole C (62) (t = 8 mn) ; ce produit sera ensuite purifié
R
par HPLC RP18(CH CN/H
3
20
; 60 : 40 pendant 10 mn puis 80 : 20 ;t
= 13 mn 30 ; Rdt =
R
0,002 %).
La deuxième fraction qui sort à 19 mn 30 contient l' indole-3-acétamide (51) qui sera par
164

---

la suite purifié par HPLC-RP18(CH CN/H
= 3 mn 30 ; Rdt = 0,004 %).
3
20 ; 60 : 40; tr
-Le résidu des fractions lla -12a, soumis à une HPLC -RP18(CH 0H/H
3
20 ; 62 : 38)
conduit à la N ,N-diméthylphénylalaninamide (54) (t
=
R
5,7 mn ; Rdt = 0,015 %) et à
l'acide indole-3 carboxylique (47) (t
= 3,7 mn; Rdt = 0,001 %).
R
o Le résidu des fractions 24-25 issues de la première flash chromatographie est soumis à
une HPLC -RP18(CH3CNIH 0 ; 20 : 80 pendant 10 mn puis- on élue avec CH 3CN seul.
2
On obtient ainsi le dipeptide (+)-66 (t = 7,4 mn; Rdt = 0,004 %) et une autre.
R
fraction qui soumise à une HPLC- RP18(CH CN IH 0 ; 40 : 60) conduit au dipeptide N-
3
2
alkylé (+ )-67 (t
= 4 mn ; Rdt = 0,0015 %).
R
• Isolement de l' almazole D (70)
L'algue Haraldiophyllum sp. a été récoltée une deuxième fois en Mai 1994 toujours
aux Alamadies. Après séchage (310g), on extrait à froid avec le méthanol pendant 15
jours. Après filtration, on évapore le solvant. Le résidue repris avec 200 ml d'eau est
extrait à l'acétate d'éthyle.Après évaporation du solvant ,le résidu (4, 12g) est soumis à une
flash chromatographie (Si60 ,220g) avec gradient d' élution (fractions de 40 ml). Celle-ci
démarre avec le mélange hexane/acétate d'éthyle (100:0) et sera poursuivie jusqu'à la 20 ème
fraction en faisant varier la proportion de l'hexane de 5%. L'élution sera maintenue avec
l'acétate d'éthyle seul jusqu'à la 30ème fraction. Ensuite on passe à des mélanges méthanol 1
acétate d'éthyle: 31(3 : 97) ; 32(5 : 95) ; 33(7 : 93) ; 34-43(10 : 90); 44-48(30 :70); 49
(40 :60); 50-54 (50:50); 55-56 (80:20); 57-78 (100:0).
Les différentes fractions sont ensuite analysées par CCM (Si60 ou RP18). Les fractions 62-
78 trés fluorescentes après exposition sous la lampe UV (365 nm) sont réunies puis le
solvant évaporé .Le residu (144 mg) est soumis à une flash chromatographie RP18 sans
gradient d'élution (CH 3CN/H20 ; 70 : 30). Les fractions la et 2a issues de cette FC sont
réunies puis le solvant évaporé. Le résidu soumisà une HPLC RP18 (CH 3CN/H20 ; 60 :
40) conduit à l' almazole D (+ )-70 (t = 3 mn 30 ; 180 mg).
R
La grande partie de l'almazole D a été isolée de la phase aqueuse. Ainsi après
évaporation complète de l'eau, le résidu est repris avec un minimum de méthanoLLe
surnageant est récupéré puis le solvant évaporé. Le résidu ainsi obtenu est soumis à une
flash chromatographie RP18 avec gradient d'élution (CH 3CN/H 0) : 1( 0: 100) ; 2-17 (on
2
fait varier pour chaque fraction de 40 ml, la proponion de CH CN de 2,5%), puis on élue
3
jusqu'à la fraction 27 avec CH 3CN seul. Après analyse des fractions par CCM , nous
remarquons qu'à partir de la fraction 15 seul l' almazole D sort de la colonne à l'état pur
(475 mg, Rdt total = 0,21 %)
• Préparation de la (S)-N, N-diméthylphénylaJanin\\amide ((+)-54)
Dans un ballon bicol maintenu sous atmosphère d'azote, on introduit la (S)-N, N-
diméthylphénylalanine (+ )-55 (Aldrich) (60 mg ; 0,31 rnrnole) et 2 ml de DMF anhydre.
On ajoute ensuite le 1,1' - carbonyldiimidazole (CDI)(56 mg ; 0,34 rnrnole). La suspension
est agitée vigoureusement pendant 45 mn à température ambiante puis on fait passer à
travers le mélange un courant de NH (gaz) sec pendant 1 heure.L'agitation est ensuite
3
165

---

maintenue pendant 2 heures. A la solution incolore obtenue on ajoute 15 ml d'eau puis le
mélange est extrait 3 fois avec 20 ml d'acétate d'éthyle. Les phases organiques réunies sont
lavées avec une solution saturée de chlorure de sodium. On séche sur sulfate de sodium
puis évapore le solvant sous pression réduite. On obtient le composé (+ )-54 sous forme
d'une poudre blanche (50 mg ; 83 %). Point de fusion = 145 - 146 oc.
.. Conversion de l' almazole A (( + )-56) en almazole B (( + )-57)
Dans un ballon monocol de 10 ml, on introduit 2 mg d'almazole A (56) et 2 ml d'une
solution de HCI 1,5 M dans l'éthanol. Le mélange incolore agité pendant 30 mn à
température ambiante devient jaune en raison de la présence de l' almazole B (57). On
ajoute une solution de KOH lM jusqu'au PH 9 puis extrait avec l'acétate d'éthyle. Après
évaporation du solvant, le produit est purifié avec une petite colonne de flash
chromatographie avec comme éluant le mélange (hexane / acétate d'éthyle 10 : 90). On
récupère 1,6mg(74 %)d'almazoleB ((+)- 5) .
.. Acétylation de l'almazole C ((+)-61a)
Dans un ballon monocol de 10 ml, on introduit l'almazole C (( +)- 61a) (l0 mg ; 0,030
mmole) puis 500 j.û de pyridine et 500 j.û d'anhydride acétique. Le mélange est agité à
température ambiante pendant une nuit. Après évaporation du solvant, le résidu soumis à
une HPLC-NH (hexane / i-PrOH ; 85 : 15) conduit au 1-acétylalmazole C (( + )-61b) (t
2
R
= 5,6 mn ; 3 mg, 89 %) .
.. Préparation du préalmazole C ((+)-62) et de l'a1mazole C (( + )-61a)
• 3 ., (Bromoacétyl) -lH-Indole (64)
Dans un ballon bicol de 25 ml, équipé d'un réfrigérant et d'une ampoule à brome, on
introduit 300 mg (l,9 mmoles) de 3-acétyl - 1H-indole (63) et 3 ml de CH 0H. Sur la
3
suspension agitée dans un bain de glace, on ajoute goutte à goutte 303 mg (l,9 mmoles) de
brome. Le mélange est ensuite porté au reflux pendant 2 heures. On évapore le solvant,
puis 10 ml d' eau sont ajoutées. Après neutralisation avec une solution saturée de
bicarbonate de sodium le mélange est extrait 3 fois avec 15 ml d'acétate d'éthyle. Les
phases organiques réunies et évaporées donnent 380 mg (84 %) du composé 64.
166
.• t ••
.: ".,.~ .".

---

o
B r
7
N
H
6 4
RMN du IH «CD3)2CO) ô(ppm) (muIt.) : 8,41 (d ; J = 3,3 Hz ; H - C-2) ; 8,30 (m
; H-C-4) ; 7,26 (m ; H-C-5 et H-C-6) ; 7,55 (m; H-C-7) ; 4,55 (m; CHJ ; 11,20(s(1) ;
NH.
RMN du l3C «CD3)2CO) ô (ppm) (muIt.) : 134,82(d ; C-2) ; 115,06 (s ; C-3),
126,84 (s ; C-3a) ; 124,22 (d ; C-4) ; 123,05 (d ; C-5) ; 122,60 (d ; C-6) ; 112,87 (d ; C-
7) ; 137,84 (s ; C-7a) ; 186, 99 (s ; CO) ; 33,06 (t ; CH 2)'
SM-lE (mJz (%» : 240, 238 (14,14, [M+H] +); 239, 237 (6,6, M+') ; 145 (100) ;
144 (22) ; 116 (5) .
• Chlorure de [2-(lH-indol-3-yl) -2-oxoéthyl] ammonium (65)
Dans un ballon monocol de 25 ml, on dissout 357 mg (1,5 mmoles) de 64 dans un
mélange acétone /chloroforme (1 ml/2 ml). 210 mg (1,5 mmoles)
d'hexaméthylènetétramine (HMTA) dans 3 ml de chloroforme sont ajoutés puis le mélange
est agité à température ambiante pendant 3 heures. Le précipité obtenu, filtré et séché est
mis en réaction à température ambiante avec une solution d'acide chlorhydrique à 37 %
(0,46 ml) dans EtOH (4 ml). Le mélange est agité périodiquement. 24 heures après, 30 ml
d'acétate d'éthyle sont ajoutés. Après extraction avec 2 fois 30 ml d'eau, les phases
aqueuses sont réunies et l'eau évaporée. Le résidu séché sous vide sur P 205 conduit au
composé 65 (310 mg, 98 %).
o
4
2
7
N
1
H
6 5
RMN du lH (D20) ô (ppm) (muIt.) : 8,22 (s ; H-C-2) ; 8,12 (m ; H-C-4) ; 7,33 (m
; H-C-5 et H-C-6) ; 7,55 (m ; H-C-7) ; 4,47 (s ; CH~)
167
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---

RMN du l3C (D 0) ô(ppm) (muIt.) : 138,24 (d ; C-2) ; 115,47 (s ; C-3) ;127 ,20(s ;
2
C-3a) ; 126,77 (d ; C-4) ; 125,86 (d ; C-5) ; 123,51 (d ; C-6) ; 115,47 (d ; C-7) ; 139,20
(s ; C-7a) ; 190,05 (s ; CO) ; 46,87 (t ; CH 2).
SM-lE (m/z(%)) : 174 (13, [M-HCl] +) ; 145 (11) ; 144 (86) ; 116 (22)
~ PréalmazoJe C «+)-62)
Dans un ballon bicol de 25 ml, maintenu sous atmosphère d'azote, on introduit 150 mg
(0,77 mmole) de (S)-N, N-diméthylphénylalanine « + )-55) (Aldrich) dans 3 ml de DMF
sec puis 140 mg (0,86 mmole) de 1,1' -carbonyldiimidazole (CDI).Le mélange est
vigoureusement agité, pendant 45 mn à température ambiante puis 162 mg (0,77 mmole)
du composé 65 dans 2 ml de DMF sont ajoutés. On maintient l'agitation à température
ambiante pendant 14 heures environ. On ajoute 20 ml d'eau puis le mélange est extrait 3
fois avec 20 ml d'acétate d'éthyle. Les phases organiques réunies sont lavées avec une
solution saturée froide de chlorure de sodium. On séche sur sulfate de sodium puis évapore
le solvant sous pression réduite. Le résidu soumis à une flash chromatographie
(Lichroprep-CN) avec CHCl comme solvant d'élution conduit au préalmazole C « + )-62)
3
(160 mg, 80 %). Un échantillon pour analyse a été obtenu à partir d'une HPLC-NH 2
(hexane /i-PrOH/i-PrNH
= 6,8 mn) .
2 ; 32 : 10 : 3 ; t R
• Almazole C « + )- 61a)
Dans un ballon monocol de 25 ml, équipé d'un refrigérant, on introduit 18 mg (0,07
mmole) du préalmazole C (62) synthétique et 0,5 ml de POCl fraichement distillé. Le
3
mélange est agité pendant 14 heures environ à 40 oc. Après évaporation, 2 ml d'eau sont
ajoutés au résidu puis le mélange neutralisé avec une solution concentrée de soude est
extrait 3 fois avec 5 ml d'acétate d' éthyle. Les phases organiques sont réunies puis le
solvant évaporé. Le résidu ainsi obtenu, soumis à une HPLC-NH 2 (hexane /i-PrOH/i-
PrNH
= 5,1 mn, 13 mg,77 %) .
2 ; 32: la: 3) donne l'almazole C «+)-61a) pur (tR
.. Préparation du dipeptide (+ )-66
• Ester benzylique du (N5' ,N5'-diméthyJ- L-phényJaJanyl) -L-tryptophane « +) 69)
Dan un ballon bicol de 25 ml, maintenu sous atmosphère d'azote, on introduit 39 mg
(0,17 mmole) de chlorhydrate de la (S)-N, N-diméthylphénylalanine « + )-55). HCI, dans 2
ml de DMF sec puis 35 mg (0,21 mmole) de CD!. Le mélange est vigoureusement agité
pendant 45 mn à température ambiante puis on ajoute une solution d'ester benzylique du
chlorhydrate de L-tryptophane « + )-68) (Sigma) (56 mg ; 0,17 mmole) et 1H-imidazole (12
mg; 0,17 mmole) dans 1 ml de DMF. On maintient l'agitation à température ambiante
pendant 14 heures environ. On ajoute 15 ml d'eau puis le mélange est extrait 3 fois avec la
ml d'acétate d'éthyle. Les phases organiques sont réunies et lavées avec une solution
saturée de chlorure de sodium. On séche sur sulfate de sodium puis évapore le solvant
sous pression réduite. on obtient une résidu contenant « + )-69) et 13 % d'ester benzylique
du L-tryptophane qui n'a pas réagi. Le composé (+ )-69 pur (68 mg, 85 %) est obtenu par
HPLC -NH
=
2 (hexane/i-PrOH/i-PrNH
4,2 mn)
2 ; 32 : 10 : 3 ; débit = 7 ml/mn ; t R
[a] D 20 = + 14 0 (c = 0,6 ; CH 0H)
3
168

---

RMN du lH «CD3)2CO) ô (ppm) (mult. ; J (Hz)) : 7,60 (d (1) ; J = 7,8 ; H-C-4) ;
3,32 (ddd ; J = 14,7 ; 5,9 ; 0,8) et 3,24 (ddd; J = 14,7 ; 7,7 ; 0,8) 2H-C-1' ; 4,77 (dd;
J = 5,9; 7,7 ; H-C-2') ; 3,21 (dd, J = 6,0; 7,5 ; H-C-5') ; 2,96 (dd ; J = 13,8 ; 7,5) et
2,80 (dd ; J = 13,8 ; 6,0) 2H-C-6') ; 10,15 (s(1) ; H-N-1) ; 7,56 (d(1) ; J = 6; H-N-3') ;
5,09 (s ; 2H-C-1") ; 7,40 - 7,05 (série de m ; H-C-2 ; (H-C-5) - (H-C-7) ; (H-C-8') - (H-
C-l2') ; (H-C-3") - (H-C-7")) ; 2,14 (s ; NMe 2).
1 0 •
=
1~5.
R
~2.\\d
(+)-69
RMN du l3C «CD3)2CO) ô(ppm) (muIt.) : 124,52 (d ; C-2) ; 110,67 (s ; C-3) ;
128,20 (s ; C-3a) ; 119,61 et 119,15 (2d ; C-4 et C-5) ; 122,21 (d ; C-6) ; 112,19 (d ; C-7)
; 136, 97 ou 137,54 (s ; C-7a) 28,27 (t ; C-1') ; 53,82 (d ; C-2 ') ; 172,54 ou 172,08 (s ;
C-4') ; 67,00 (d ; C-5') ; 34,13 (t ; C-6') ; 140,87 (s ; C-T) ; 128,82 (d ; C-8' et C-12') ;
172,08 ou 172,54 (s ; COO) ; 71,28 (t; C-1"); 137,5 ou 136,97 (s ; C-2") ; 126,53 ;
128,77; 129,17 ; 129,99 (4d ; (C-9') - (C-ll") et (C-3") - (C-T') ; 42,24 (q ; Me 2N).
SM-lE (mlz (%)) : 378 (4,[M-C H t);302(8) ; 148 (100) ; 130 (12) ; 91 (10).
7
7
o Dipeptide (+ )-66
Dans un ballon bicol de 25 ml, on introduit 25 mg (0,05 mmole) de (+)- 69 et une
quantité catalytique de palladium sur charbon à 10 % (Aldrich) dans 3 ml d'éthanol. On
fait barboter à travers la suspension H 2 pendant 30 mn à température ambiante. Le mélange
est ensuite fiItré à travers une petite colonne Lichrolut RP18 (Merck) avec comme éluant :
MeOH/H 0 (80 : 20).
2
L'évaporation du filtrat donne le dipeptide ( +)- 66 (17 mg, 90 %).
•
Méthylation de l' almazole D (70)
Dans un ballon monocol de 10 ml, on introduit l'almazole D « +)- 70) (13 mg ; 0,034
mmole) dans 500 ILl de méthanol anhydre. On ajoute un excés d'une solution de CH 2N2
dans l'éther éthylique (2ml). Le mélange est agité à température ambiante pendant 1 heure.
Après évaporation du solvant, le résidu soumis à une HPLC-RP18 (CH CN/H 0; 70:30)
3
2
conduit au méthoxylalmazole D «+)-71) (t
= 8 mn; 2 mg, 15 %).
R
169
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J
, , '
"
Ibrahill1a N'DIA YE
Tit~e : Etude structu~rak, 'dégradation et synthèse bi~miii1étique de métabolites secondaires '
, - , i~olés d ',organismes de la côte sénégalaise.
-
-
Pro.posiJiori ~e Noù'/ealix proce'ssus biogénétiqiJes
....
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.:
Doctorafi d'~Etat-ès-~cï'~nrce~: Physiques
• Libasse,DI9P .
',"-.
"Emmanuel. B'assèhe
......--. ......
Grazia,no,Guella
j '
,Fraricesco ,Pietra
Abdouh.l.ye Samb
F~u'stln -Sie Sib
Mani.àdbù Koné
RESUME
:
_Le travail- exposé da'is cette thèse.concerne l'isolement, l' ét~de structurale, la synt~èse"
: totalè et la recherche d'acti'/ités biqlogiques de métabolites secondaires de deux algues, et d?une
,éponge des côtes du Sénégal.
Trenle 'deux (32) méiabolites dont 15 nouveaux ont été identifiés, Ces structures ont été
établies sur la base des dOlllJées spçctroscopiques av~c 'le support de réactions de dégradation
chimique, de la synthèse tOl~le ou la conversion chimique.
Deux nouveaux typ,:sde ,çlégradation de furanosesterterpène (C2S) conduisant à des
furanoterpènes (C24) et (Cio) ont été_clarifiés; pour ce dernier la dégradation a été édudiée en
F,PfofonQelir en l'éténdant à d'autres ~esl~rt~rpèries(C2S).
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Les composés isolés' sous f6fril~ dè 'mélange de conformères ont été '1'objet cl' llIî~etû,de,
confotmationnelle approfondie à l'aide d'expériences de RMN du tH dymim'ique :et' des
techniques de simulation., :: " \\
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Des sëhemas de biogénèse Qnt été proposés, par analogie, pour les métabelitès;: .',
secondaires, soit' sur la base dè réactions de dégradation oxydative pour les furanoterpène,?
isolés de l'éponge Irciniafasciculata, soit avec le support de la synthèsç biomimétique' ouda •
convèrsion chimiquepour les alcaloYdes et peptides isolés de l'algue Haralqiophyllum sp.
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.
:;".
L'activité 'ÇytbtOxiquc' et antibactérienne in vitro de cert~ins composés .ont été évaluées.
MOT8-CLES : âlgue ; éponge; métabolites secondaires; furanoterpène ; xénicane,;. analayse
confonnationnellc ; ~MN dynaIT!ique ; }~lcaloïde ; peptide; oxazole.
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