N°O'ORORE : 899
THESE
présentée
DEVANT L"UNIVERSITE PAUL SABATIER DE TOULOUSE (SCIENCES)
en vue de l'obtention
DU DOCTORAT DE L'UNIVERSITE PAUL SABATIER
Spécialité: PHYSIOLOGIE VEGETALE
par
Gérard ZOMBRÉ
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SYNTHESE DE L'AMIDON ET DU SACCHAROSE
DANS LA FEUILLE DE SOJA: ETUDE DE
QUELQUES FACTEURS DE REGULATION
Soutenue le 23 Mai 1991 devant la Commission d'Examen:
MM.
G.
CAVAUÉ. Professeur UPS
Président
J.
CALMÉS. Chargé de Recherche CNRS
J. F. MOROT-GAUDRY. Directeur de Recherche INRA
A.
BOUNIOLS. Directeur de Recherche INRA
Examinateurs
D.
VIGNES. Professeur UPS
CENTRE DE PHYSIOLOGIE VEGETALE - UNIVERSITE PAUL SABATIER
118 Route de Narbonne - 31062 Toulouse Cédex

---

Les recherches rapportées dans ce mémoire ont été réalisées d~une part au
Centre de Physiologie Végétale de rUniversité Paul Sabatie~ et d~autre part au
Laboratoire de Physiologie Végétale de l'institut Catholique de Toulouse.
Je tiens à adresser mes sincères remerciements à MonsIeur le Professeur G.
CA VALI4
qui a bIen
voulu m ~accueillir dans son laboratoir~ qui m ~a
encouragé et soutenu avec sa sympathIe naturelle et qui m ~a fait rhonneur de
présider le Jury.
J~exprime ma plus profonde reconnaissance et gratitude à MonSIeur J.
CALMÉ~ chargé de recherche au C.NR.S.~ qui m-a proposé le sujet et n~a
cessé de m ~aider et de m ~orJenter tout au long de mes trois années de recherche.
Je lui dois cette thèse et je tiens à lui adresser mes plus chaleureux et sincères
remerciements.
Ma reconnaissance va également à Monsieur G.
VIALA~
MaÎtre de
Conférenc~ pour son aide constant~ sa disponibilit~ sa rigueur et son esprit
d~équipe. Qu'il trouve icI: l-assurance de ma profonde gratitude.
Je remercie MonSIeur D. VIGNE~ professeur à rup~ Mademoiselle A.
BOUNIOL~ Directeur de Recherche INRA d~ uzeville et MonsIeur J.E.
MOROT-GA UDR r: Directeur de Recherche INRA de Versailles d-avoir accepté
de juger ce travail.
Mes remerciements s~adressentaussi au Père CARLE~ pour sa gentillesse
et ses multiples conseil~ à Madame G. CA TUSSE qU1: avec son dévouement et
sa bonne humeur de tous les jour~ a assuré avec beaucoup de soins la
réalisation pratique de ce mémoire.
A Madame M NA UD y DE SERRES qui a largement participé à la mise
au point des méthodes de dosage~ j~adressema reconnaissance sans oubiJer raide
technique et la gentillesse de mesdames G. BAILLY et G. BORDERIES
Je garde un bon souvenir de tous mes collègues du Centre de PhysiologIe
Végétal~ dont j~aipu apprécIer quotidIennement la gentillesse

---

t
t
!'i
1
ZOMBRE Gérard. Synthèse de l'amidon et du saccharose dans la feuille
de Soja: étude de quelques facteurs de régulation.
1
Thèse Doctorat nouveau régime : Physiologie végétale.
t
r
Université Paul Sabatier (Toulouse 111), 1991.
1
Résumé. La distribution du carbone fixé par photosynthèse entre l'amidon et le
lf
saccharose foliaires a été étudiée chez le Soja. Les variations selon les étages
!
foliaires, le moment de la journée et les stades de développement ont été suivies
chez des plantes cultivées en salle climatisées et dans les conditions du champ.
1
Cette distribution, en particulier la formation du saccharose, est régulée, de façon
précise, par la teneur en fructose-2,6-bisphosphate et par l'activité de la
1
~
saccharose phosphate synthase. D'une manière générale, un ralentissement
t
dans la synthèse du di holoside s'accompagne d'une formation plus importante
~
d'amidon. Divers facteurs liés au fonctionnement de l'ensemble de la plante et
1
i
susceptibles d'influencer les processus foliaires de régulation ont été étudiés. Un
!
supplément
de
Pi
apporté
au
système
racinaire,
malgré
l'importance
physiologique de cet ion et le rôle des oses phosphorylés dans la formation du
~.t
saccharose, n'ouvre pas des perspectives d'amélioration pour la productivité de
!
.
l'ensemble de la plante. En revanche, l'intensité des transferts du saccharose
t
vers les organes receveurs est fondamentale pour empêcher tout effet de
rétroinhibition sur sa formation et même sur l'activité photosynthétique. Pour
1
augmenter ces transferts, les messages hormonaux envoyés par les organes
puits vers les organes sources sont particulièrement importants. Une meilleure
1
•
connaissance de ces messages devrait conduire à
une amélioration du
rendement en graines.
1
f
Mots
clés
saccharose, amidon,
fructose-2,6-bisphosphate,
saccharose
phosphate synthase, Pi, transferts, hormones.
1~~
1
~,
1
f

---

SOMMAIRE
Introduction
5
PREM/ERE PARTIE
DISTRIBUTION ENTRE AMIDON ET SACCHAROSE
DU CARBONE FIXE PAR PHOTOSYNTHESE
CHAPITRE 1.
L'amidon et le saccharose, données bibliographiques
1. Amidon
A. Synthèse
9
B. Dégradation
10
II. Saccharose
--.
A. Le passage du tructose-1 ,6-P au fructose-6P, '.'..
11
1° les diverses voies
,~
\\
2° le fructose-2,6-bisphosphate
i
.
\\
,'J
1
3° régulation de la fructose-1,6-bisphosphatase
t;: ' C,->
l
1
4° régulation de la PPi -fructose-GP phosphotransférase
\\.. ')
5° répercussion sur le fonctionnement du chloroplaste
\\~,~~,~.,.
B. La formation du saccharose-P catalysé par la SPS
15
1° réponse â la lumière
2° inhibition par le Pi
3° action des substrats et des produits
4° rythme endogène
5° influence des conditions écologiques
CHAPITRE Il
Matériel et méthodes
18
1. Matériel végétal
A. Cultures en salle climatisée
18
B. Cultures au champ
19
Il. Incorporation de 14C02 et analyses des métabolites marqués
19
III. Dosage du saccharose et de l'amidon
A. Saccharose
20
B Amidon
21
IV. Dosage du fructose-2,6-bisphosphate
A. Principe
22
B. Préparation de l'extrait végétal
22
C. Protocole de dosage du F-2,6-P
23
D. Préparation de la PPi-PFK de pomme de terre
24
V. Mesure de l'activité de la saccharose-phosphate synthase
24
VI. Dosage du phosphore
26

---

2
CHAPITRE /II
Distribution du carbone photosynthétique entre
amidon et saccharose en conditions controlées.
27
1. Résultats
A. Devenir du carbone fixé par photosynthèse
28
10 incorporations de 14C02 effectuées après 1 h d'éclairement
20 incorporatIons de 14C02 effectuées après 7 h d'éclairement
30 variations selon les étages foliaires
B. Teneurs en amidon et en saccharose
30
10 variations au cours de la journée
20 variations selon les étages foliaires
C. Activité de la saccharose phosphate synthase
30
10 au cours de la journée
20 selon les étages foliaires
D. Teneur en fructose-2.6-bisphosphate
31
10 au cours de la journée
20 selon les étages foliaires
II. Discussion
A. L'amidon
32
B. Le saccharose
33
CHAPITRE IV
Distribution du carbone entre amidon et
saccharose dans les conditions du champ
35
1. Résultats
A. La floraison
35
10 métabolisme carboné de la feuille
20 comparaison entre les divers étages foliaires
B. Le grossissement des graines
39
10 métabolisme carboné dans une feuille de la région médiane de la tige
20 comparaison entre les divers étages foliaires
30 influence des irrigations fertilisantes
40 le stress hydrique
II. Discussion
A. Amidon et saccharose pendant la phase végétative
48
10 comparaison avec les plantes cultivées en serre
20 caractére limitant de la SPS
30 comportement des divers étages foliiaires
B. Amidon et saccharose lors du grossissement des graines
50
1° les plantes témoins
20 influence des irrigations fertilisantes
30 influence du déficit hydrique

---

3
DEUXIEME PARTIE
QUELQUES FACTEURS DE REGULATION
POUR LA FORMATION DU SACCHAROSE
CHAPITRE V
Influence du phosphore inorganique
56
L Résultats
A. Feuille détachée
57
1° répartition du carbone photosynthétique entre amidon et saccharose
2° activité de la SPS et teneur en F-2,6-P
B. Feuille in situ
58
1° répartition du carbone photosynthétique entre amidon et saccharose
2° activité de la SPS et teneur en F-2.6-P
C. Plante entière
58
1° teneur en F-2,6-P
i
1
2° activité de la SPS
3° métabolisme de l'amidon et du saccharose
1
i1
~.
II. Discussion
A. Apport du Pi par le pétiole
1
ou le pétiolule de la foliole centrale
62
it·
B. Alimentation phosphatée
i
par le système racinaire
63
l
CHAPITRE W
Rôle des transferts vers les organes receveurs 65
1. Résultats
A. Variation des transferts suivant les plantes
et l'heure de la journée
65
B. Modification du rapport
organes donneurs/organes receveurs
67
C. Effet sur les transferts d'un déséquilibre
dans la nutrition minérale
67
Il. Discussion
Transfert des photosynthétats
et formation du saccharose
68

---

4
CHAPITRE VII
Rôle des hormones
70
1. Résultats
A. Traitement hormonal et teneur en F-2,6-P
70
1° feuille isolée
2° plante entière
B. Traitement hormonal et activité de la SPS
73
1° en salle de culture
2° au champ
C. Traitement hormonal et distribution du carbone
photosynthétique entre amidon et saccharose
74
1° en salle de culture
2° au champ
II. Discussion
78
A. Action des hormones fournies directement à la feuille
79
1° acide gibbérellique. AJA et kinétine
2° acide abscissique
B. Action des hormones fournies aux organes receveurs
80
1° acide gibbérellique. AIA et kinéline
2° acide abscissique
CONCLUSIONS GENERALES
83
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
88

---

INTRODUCTION
la photosynthèse constitue l'un des tout premiers facteurs
de
la
productivité végétale. Son fonctionnement optimal est sous le contrôle de la
lumière, de l'eau et de l'anhydride carbonique. Ce dernier pénètre dans le
chloroplaste
où,
sous
l'action
de
la
ribulose
bisphosphate
carboxylase
oxygénase, il est réduit et transformé en oses-phosphates au cours du cycle de
CAlVIN-BENSON. le carbone fixé se répartit entre deux voies métaboliques:
l'une dans le chloroplaste conduit à l'accumulation d'amidon, l'autre dans le
hyaloplasme aboutit à la synthèse du saccharose.
l'amidon constitue le principal glucide de réserve. la plante le forme
durant le jour: une partie est hydrolysée durant la nuit et le reste est stocké.
Cette accumulation varie selon les espèces: élevée chez le Soja, le Haricot, le
Pois, le Maïs, elle est plus faible chez le Blé, l'Orge, l'Epinard, l'Oignon (SICHER
etaI, 1987; CHARTIERTON et SllVIUS, 1980). Dans une même espèce, on note
des variations selon les stades de développement : les feuilles de Tabac
contiennent davantage d'amidon au printemps qu'en été (PORTER. 1965) ; chez
le Soja, le polyholoside est abondant juste avant la floraison et au début du
grossissement des graines (BENSARI, 1989).

---

6
1
De nombreux facteurs écologiques modulent la formation et le dépôt
d'amidon dans le chloroplaste. Ce dépôt augmente lorsque diminue l'effet puits
exercé par les gousses (CARLSON et BRUN, 1984 b ; MONDAL et a/., 1978 ;
ClHA et BRUN, 1978; CORTES et SINCLAIR, 1987) ; il est plus important lors des
photopériodes courtes (CARLSON et BRUN, 1984 a; CHAlTERTON et SILVIUS,
1979 ; HEWllT et a/., 1985) ; il est favorisé également dans diverses conditions
de stress (GEIGER el a/., 1985 ; CORTES et SINCLAIR, 1987) : stress hydrique
(BENSARI, 1989) et azoté (RUFTY el a/., 1988), attaque par des virus ou des
champignons (CHAMPIGNY, 1985).
Le saccharose se forme dans le hyaloplasme à partir des trioses-
phosphates issus du chloroplaste. Seule une petite fraction s'accumule dans le
cytosol, notamment la vacuole, où elle participe au maintient de la pression
osmotique cellulaire. La majeure partie est exportée : le saccharose est la
principale forme de transport du carbone vers les organes receveurs (ZIEGLER,
1975; PONTIS, 1977 ; PATE, 1980) où il est utilisé comme source d'énergie et de
chaînons carbonés. Une bonne productivité végétale suppose donc une synthèse
importante et une exportation efficace. Pour améliorer éventuellement cette
productivité, il importe de bien connaître les mécanismes régulateurs de la
formation du saccharose et de l'amidon foliaire. Tel est le but de notre travail.
Le Soja a été retenu comme matériel végétal car son métabolisme carboné
fait intervenir de façon importante à la fois le saccharose et l'amidon. De plus,
notre étude s'inscrit dans le prolongement de travaux effectués au laboratoire sur
la physiologie du Soja. Les résultats obtenus antérieurement constituent une
bonne base de départ pour l'étude des mécanismes régulateurs.
Le métabolisme du saccharose et de l'amidon foliaires a déjà fait l'objet de
nombreux travaux chez le Soja ou d'autres plantes
; il
s'agit souvent
d'expérimentations en conditions contrôlées et effectuées in vitro sur des
organes isolés ou des fragments de feuilles. Notre étude concerne avant tout la
plante entière. les cultures sont réalisées en salle climatisée ou au champ: la
comparaison des résultats devrait présenter un intéret à la fois physiologique et
agronomique.

---

7
La première partie de ce mémoire étudie la distribution entre amidon et
saccharose du carbone fixé par photosynthèse. Le chapitre 1 est une revue
bibliographique concernant le métabolisme de l'amidon et du saccharose
foliaires, tout particulièrement les rôles d'un régulateur important, le fructose-
2,6-bisphosphate (F-2,6-P) et d'une enzyme réputée limitante, la saccharose
phosphate synthase (SPS). Les conditions de culture et les méthodes analytiques
i
utilisées sont présentées dans le chapitre II. La distribution du carbone fixé par
1
,
i
photosynthhèse entre l'amidon et le saccharose et sa régulation par le F-2,6-P et
t
1
la SPS sont étudiées en conditions contrôlées (Chapitre III) et dans les conditions
f~
W
,
du champ (Chapitre IV).
La deuxième partie est consacrée à l'étude de quelques facteurs pouvant
intervenir dans la régulation de la synthèse du saccharose. Tout d'abord est
précisée l'influence de la nutrition phosphatée (Chapitre V) car tous les
composés qui, du chloroplaste au hyaloplasme, conduisent à la formation du
diholoside sont des oses phosphorylés ; de plus le Pi contrôle l'activité de
nombreuses enzymes. Ensuite le chapitre VI analyse l'influence des transferts
des assimilats foliaires vers les organes receveurs sur la distribution du carbone
fixé par photosynthèse entre l'amidon et le saccharose. Enfin le contrôle de
l'ensemble du métabolisme carboné foliaire par les hormones fait l'objet du
chapitre VII.

---

PREM/ERE PARTIE
DISTRIBUTION
ENTRE AMIDON ET SACCHAROSE
DU CARBONE FIXE PAR PHOTOSYNTHESE

---

C02
1
\\
;; RuBP
""""'-
'-lUIycolate
Glyoxylate
Iycine
- --
. . _.-.
._---".,
~-
.-----
---------- - - -----
--)
Cycle de CAL VIN'
;Voie du Glycolate:
C02
_...•..... -_.- -_.". --_. ..-._--._----._--- .
1.
•.•. _ . . . . . . . . •
_
•• __ •
."_....
r
,:'
PG~GIycérate
Hydroxy.~ Sérine
Pyruvate
~Fruclose-6P_Triols-F
Peroxysome
Mitochondri
,~
rioses-P
~ T
"
AMIDON
S
t
ACCHAROSE
Chloroplaste
Vacuole
Hyaloplasme
Vaisseau du liber
Figure 1.
Schéma général du métabolisme carboné foliaire qui, à partir du C02
atmosphérique, conduit à la formation de l'amidon et du saccharose.

---

CHAPITRE PREMIER
L'AMIDON ET LE SACCHAROSE: DONNEES BIBLIOGRAPHIQUES
Cette étude concerne uniquement le métabolisme de l'amidon dans le
chloroplaste et la formation du saccharose dans le hyaloplasme des cellules
chlorophylliennes. La synthèse de ces deux glucides et les transferts, entre les
divers
organites,
des
métabolites
impliqués
dans
cette
synthèse
sont
schématisés sur la figure 1
1. AMIDON
A. Synthèse.
Le déroulement des réactions du cycle de CALVIN aboutit à la synthèse
d'une molécule de triose-P par réduction de 3 molécules de C02. Cette molécule
de triose-P, lorsqu'elle reste dans le chloroplaste, se condense avec un autre
triose-P pour former du F-1,6-P qui est transformé en F-6P. Sous l'action d'une
isomérase, le F-6P est converti en G-6P puis en G-1P (fig. 2). Les étapes de
formation de l'amidon à partir du G-1 P sont les suivantes:
ADPG - Pyrophosphorylase
Glucose-1 P
>
ADP glucose + PPi
amylo-synthase
ADP glucose +0< glucane
>
0<1 ,4-glucosyl-glucane + ADP
enzyme branchant
0< glucane linéaire
>
0< 1,6-«1 ,4-glucane
Les enzymes responsables de cette synthèse de l'amidon sont localisées
dans le chloroplaste (MARES et al, 1978 ; PREISS, 1988). Le maintien d'une part
importante des trioses P à l'intérieur du chloroplaste est lié à un fonctionnement
réduit du transporteur Pi/trioses-P. Ce transporteur fonctionne strictement par

---

SYNTHESE
DEGRADATION
Il
~r:l'[se-6P
Glucose-6P jsomérase
Glucose-6P
~II
Phosphoglucomutase - -
-
-
_. _.
Glucose-1P - - - - _
Glucose
Â\\
J
ATP
r,
Adénosine-diphosphate
Phosphorylase..
,<_.Maltase
,
glucose pyrophosphorylase - - - - -
~
1
PPi
Pi Maltose
~
ADP-Glucose
1
1
Amylo-synthase - -
- -
-
- - -
~
~-Amylase
AMIDON
_ -
_ _
•
wI'
Figure 2.
Synthèse de l'amidon dans le chloroplaste et dégradation par la voie
phosphotylée (1) ou non phosphotylée (I/}

---

10
antiport : à toute molécule de Pi importée doit correspondre une molécule de
triose-P exportée.
A la lumière, lorsque la teneur en Pi du hyaloplasme diminue, par exemple
si la plus grande partie du phosphate est sous forme d'esters phosphorylés,
l'échange triose-PIPi se ralentit. La valeur du rapport triose-PIPi s'élève dans le
stroma; l'activité de l'ADP glucose-phosphorylase est stimulée et une partie des
oses phosphorylés synthétisés dans le stroma au cours de la photosynthèse sont
détournés au profit de la synthèse de l'amidon.
B. Dég radation de l'amidon
Il existe deux voies d'hydrolyse (fig. 2)
- la voie phosphorylée: amidon -> hexose-P -> triose-P et PGA'""}~'\\.,
- la voie non phosphorylée : amidon -> maltose - > glucose (PREI9S,
1
1982 ; BECK et ZIEGLER, 1989: SERVAITES et al., 1988; STITT, 1987).
Il semble qu'il y ait coopération entre les deux voies et non compétition
(BECK, 1985). Le manque de Pi favorise la synthèse d'amidon, mais n'empêche
pas sa dégradation: dans ce cas 80 % des produits sont des oses libres au lieu
d'être des oses-P (STITT et HELDT, 1981).
D'ordinaire, l'amidon s'hydrolyse durant la nuit. Le rapport PGA/Pi qui
diminue à l'obscurité facilite la dégradation du polyholoside (PREISS et al., 1985).
De plus. l'activité de l'amylase chloroplastique est inhibée par la lumière: 12
mU.mg- 1 à la lumière, 30 mU.mg- 1 dans le noir (PONGRATZ et BECK, 1978,
BECK, 1985) et par un pH élevé (8 le jour, 7 la nuit). Toutefois, la dégradation de
l'amidon peut intervenir également durant la journée. D'après les résultats de
BENSARI et al. (1988), en milieu d'héméropériode, la synthèse du polyholoside
continue d'être importante, or la teneur n'augmente plus; elle tend même à
diminuer. Ceci conduit à admettre une dégradation de l'amidon récemment
formé. concomittant avec sa synthèse, durant la seconde moitié de la journée.
Ceci rejoint les travaux de FONDY et GEIGER (1985) sur la Betterave. de CHAN
et BIRD (1960) sur la feuille de Tabac, de KRUGER et al., (1983) sur la feuille de
Pois; de STITT et HELDT (1981) sur les chloroplastes d'Epinard et de KLEIN
(1987) sur une algue verte

---

Glycéraldéhyde-P ;~====::' Dihydroxyacétone-P
~l
Aldolas.- - - - - -
- -
- - - - -
-
F ructose-1.6- bisphosphate
Fructose-1.6-bisphosphatase -- - ~ - _ ~
Pi
Fructose-6P
Phosphoglucoisomérase
~
Saccharose-
phosphate
,
1 synthase
1
1
Glucose-6P
1
1
~
Phosphoglucomutase -
>
Saccharose- P
+ UDP
Glucose-1 P
Saccharose-
phosphatase
ATP
Pi
UDP-glucose
- - - - - - -->
pyrophosphorylase
UDP-glucose
Saccharose
Figure 3. Synthèse du saccharose dans le hyaloplasme.

---

11
IL SACCHAROSE.
Le saccharose se forme dans le hyaloplasme à partir des trioses-P fournis
par le chloroplaste (FISHER et OUTLAW, 1979). L'ensemble des étapes de sa
synthèse est décrite dans la figure 3.
Parmi les nombreuses enzymes qui interviennent dans la synthèse du
saccharose, deux sont considérées comme limitantes (HARBRON et al., 1981 ;
ZIMMERMAN et al., 1978) : la fructose-1.6-bisphosphatase et la saccharose-
phosphate synthase. Les deux réactions qu'elles contrôlent sont des étapes clés
dans la synthèse du diholoside : il s'agit du passage du fructose-1,6-
bisphosphate (F-1,6-P) au fructose-6-phosphate (F-6P) et de la formation du
saccharose-P.
A. le passage du fructose-1.6-P au fructose-6P.
1 0 Les diverses voies.
Trois réactions biochimiques catalysées par des enzymes différentes
interviennent (BLACK etal., 1987 ; PREISS. 1987).
F Base
F-1,6-P
- - - - - - >
F-6P + Pi (sens glucogenèse)
ATP +PFK
ADP + F-1,6-P
< ' - - - - - -
F-6P + ATP (sens glycolyse)
Pi + F-1,6-P
< - - - - - - >
F-6P + PPi (glucogenèse ou
glycolyse)
La première réaction, catalysée par la fructose bisphosphatase, est inhibée
par le F-2,6-P ; elle-assure la synthèse de F-6P.
La deuxième, catalysée par la phosphofructokinase (ATP-PFK), enzyme
ATP dépendante, n'est pas influencée par le F-2,6-P: mais elle est inhibée par le
3-PGA et le P-énolpyruvate. Elle constitue une étape clé de la glycolyse, mais
elle ne sera pas étudiée au cours de ce travail.
La troisième est une réaction régulatrice, susceptible de fonctionner dans

---

OH
H
Figure 4. Slruclure du fruclose-2,ô-bispl7ospl7ale.

---

12
tes
deux
sens
elle
fait
intervenir
la
pyrophosphate-fructose-6P
phosphotransférase (PPi-PFP), enzyme activée par le F-2,6-P
2° le lruclose-2,6-bisphosphale.
Découvert en 1981 dans de jeunes plants de Haricot (SABULARSE et
ANDERSON, 1981), le F-2,6-P (fig. 4), déja connu chez les animaux, a été
retrouvé dans la plupart des tissus végétaux où il intervient comme un puissant
régulateur de la glycolyse. Il est présent dans les feuilles qui synthétisent le
saccharose mais aussi dans les tissus végétaux qui importent des glucides
(STITT el aL, 1985). Sa concentration dans les feuilles joue un rôle important
dans la régulation de la synthèse du saccharose quand l'assimilation du carbone
est limitée (STITT et aL, 1984 ) ou quand son exportation diminue (HUBER et
BICKETT,1984).
La synthèse s'effectue à partir du F-6P et d'ATP sous l'action de la 6-
phospho,2 fructokinase. Elle est activée par le F-6P et par le Pi. Elle est inhibée
par la dihydroxyacétone-P et par l'acide 3-phosphoglycérique (PGA) (PREISS,
1987 ; STITT elal, 1987).
F-6P + ATP
>
F-2,6-P + ADP
L'hydrolyse, inhibée par le fructose-6P et par le Pi, est effectuée par la
fructose-2,6-bisphosphatase. Cette enzyme existe sous plusieurs formes
(STITT, 1990) ; l'une d'elle a une double fonction: elle peut, selon les conditions,
hydrolyser ou synthétiser le F-2,6-P (LARONDELLE el aL, 1989).
F-2,6-P
>
F-6-P + Pi
3° Régula/ion de la lruclose-1,6-bisphosphalase hyaloplasmique.
(Ec 3.1.3.11)
a) Activation. Deux conditions sont nécessaires à son activation:
- une teneur suffisante en trioses-P, et en fructose-1 ,6-P qui en découle.
La fructose-1.6-bisphosphatase, en effet, a une réponse sigmoïdale vis à vis de
son substrat: au-dessous d'un certain seuil, l'activité est nulle; au-dessus, elle
devient rapidement maximale (HERZOG el aL, (1984).

---

13
- une teneur faible en F-2,6-P (STITI et HELDT, 1985 ; SOULIE et al.,
1988). Comme la synthèse de ce dernier est inhibée par le PGA et les trioses-P
et activée par le Pi, des rapports PGA/Pi et triose-PIPi élevés font diminuer la
teneur en F-2,6-P. Ces conditions se réalisent dès que la photosynthèse croît. Le
rapport PGA/Pi paraît être le signal le plus efficace (STITI et QUICK), 1989).
Quand on séquestre le Pi par du glycérol ou du mannose, on obtient une
diminution de la teneur en F-2,6-P et une activation de la fructose-1,6-
bisphosphatase (LEEGOOD et FURBANK, 1986; STITI et SCHREIBER, 1988).
b) Inhibition. La fructose-1,6-bisphosphatase est inhibée par une teneur
élevée en F-2,6-P (STITI etal., 1987 ; STREUTER et al., 1989). Celle-ci provient
le plus souvent d'une accumulation d'hexoses-P dans le hyaloplasme : le
fructose-6P, en effet, active la synthèse du F-2,6-P. Une preuve de ce fait
découle du comportement d'un mutant de Clarkia xantiana ; sa phosphoglucose
isomérase est peu active, aussi il s'accumule du fructose-6P ; ceci entraîne une
teneur en F-2,6-P 2 à 3 fois plus élevée que la normale.
Si
l'on apporte un supplément de Pi, on obtient également une
augmentation de la teneur en F-2,6-P (STITI et SCHREIBER, 1988).
Dans la feuille de Soja, la teneur en F-2,6-P augmenterait d'environ trois
fois au cours de la journée (KERR et HUBER, 1987), mais pour SICHER et al.
(1987), l'augmentation serait peu prononcée.
4° Régula/ion de la pyrophosphate fructose-6-P phospho/ranslerase
fPPi- PFP)
Cette enzyme, PPi dépendante, est fortement activée par le F-2,6-P. La
réaction catalysée est réversible: dans un sens elle forme du fructose-6P qui
conduit à la synthèse du saccharose, dans l'autre sens elle produit du fructose-
1.6-P qui s'oriente vers la glycolyse. La PPi-PFP permettrait une adaptation fine
de la glycolyse et de la glucogenèse aux besoins de la plante et aux
modifications du milieu (BLACK et al., 1987).
L'abondance du Pi et la teneur élevée en F-2,6-P qui en résulte peuvent
avoir deux effets opposés: d'une part elles limitent la synthèse du saccharose en
inhibant la fructose-1.6-bisphosphatase. d'autre part elles permettent cette

---

t
14
l
f
même synthèse compte tenu de leur action sur la PPi-PFP: le sens glucogenèse
i
étant favorisé par Pi (STITT, 1990).
1
Lorsqu'elle se déroule dans le sens glucogenèse, la réaction, catalysée
par la PPi-PFP produit du PPi ; elle pourrait contribuer à alimenter en PPi le
1
métabolisme foliaire, en particulier au cours de la voie de dégradation du
1
,1
saccharose par la saccharose synthase (BLACK el al., 1987).
50 Répercussion sur le fonctionnement du chloroplaste.
1
!
1
i
La teneur en F-2,6-P peut varier très rapidement, en moins d'une minute,
1
l
lorsque l'environnement de la plante est modifié (BLACK el al., 1987). Ainsi elle
i
1
augmente fortement au cours de la première minute d'éclairement au point de
limiter la formation du saccharose (STITT et GROSSE, 1988). Le cycle de CALVIN
t
1
utilise alors le Pi disponible pour former des composés phosphorylés;
Mais,
1
1
comme \\'inhibition de la voie du saccharose empêche la régénération de ce Pi,
très vite la quantité disponible diminue au point de freiner fortement l'ensemble
1
des processus photosynthétiques à l'intérieur du chloroplaste. Au cours des 10
1
min suivantes, la teneur en F-2,6-P diminue progressivement; la synthèse du
1
saccharose s'accélère, le Pi est régénéré; il rentre dans le chloroplaste tors de la
1
!
sortie des trioses-P et la photosynthèse atteint peu à peu son niveau normal.
1
j
Par ailleurs lorsque des segments de feuille
d'Orge sont placés
1
brusquement dans des conditions d'éclairement et de C02 saturants, la teneur en
1
~
F-2,6-P présente, au cours des 4 min suivantes, des oscillations qui se
1
~~
répercutent sur la formation du saccharose, le recyclage du Pi et le taux de
photosynthèse (STITT el al., 1988). Les oscillations décroissent quand du Pi est
fourni aux feuilles et augmentent lorsqu'on utilise du mannose ou du glycérol
pour séquestrer le Pi cytoplasmique. Ces données confirment le rôle du F-2,6-P
et du Pi dans la régulation de l'ensemble du processus photosynthétique.
Toutefois, avec un éclairement plus faible et une teneur en C02 normale, l'effet
sur le taux de photosynthèse est fortement atténué ; une augmentation de la
synthèse de l'amidon dans le chloroplaste compense alors la diminution de la
formation du saccharose (STITT et QUICK, 1989).

---

\\
15
J
1
1
B. la formation du saccharose-P catalysée par la SPS. ( Ec 2. 4. 1. 14)
le
fructose-6P
et
l'uridyl-diphosphoglucose
(UDPG)
forment
du
1
saccharose-P sous l'action de la SPS
SPS
UDPG + F-6P
< - - - - >
Saccharose-P + UDP
Ensuite le saccharose-P formé est hydrolysé par une phosphatase
spécifique (MENDICINO. 1960) : la saccharose phosphatase (Ec. 3. 1. 3. 24).
J
phosphatase
t
Saccharose-P
<
>
Saccharose + Pi
Î!
1
Les travaux de HUBER et ses collaborateurs ont démontré l'importance de
r
la SPS pour la régulation de la synthèse du saccharose (KERR el al., 1984 :
KERR et HUBER, 1987). Les principales études concernant cette enzyme sont
regroupés autour des thèmes suivants
1
!
1 0 Réponse à /a lumière
i11
Selon les plantes. trois types de réponse ont été constatées (HUBER el al.,
f
f
î
1989 ; STITI et QUICK. 1989).
a) Premier groupe (Epinard. Betterave. Fève...J. La lumière modifie les
propriétés cinétiques de l'enzyme (STITI
el al., 1988) et conduit à
une
augmentation d'activité. 1\\ importe d'effectuer les mesures en substrat limitant.
Deux formes d'enzyme présentant des affinités très différentes pour le fructose-
6P, le glucose-6P et le Pi ont été isolées. Comme l'inactivation est accompagnée
d'une incorporation de 32p, il se peut que ce soit la phosphorylation de la protéine
qui contrôle son activité (HUBER
elal., 1989).
b)
Deuxième groupe (Orge. Maïs...). L'augmentation d'activité en
présence de lumière est due à une vitesse maximale (V max) plus grande.
c)
Troislëme
groupe
(Soja,
Tabac,
Concombre.
Melon,
Pois.
Arabidopsis...). Aucune activation par la lumière n'a été constatée.

---

16
2° Inhibition par le Pi.
/n vi/ra la SPS est inhibée par le Pi (HUBER et al., 1989). En général les
espèces dont la SPS est activée par la lumière (groupe 1et Il) sont beaucoup plus
sensible au Pi que les espèces du groupe III. Dans le premier cas, l'inhibition
dépasse 50 % pour une concentration en Pi de 10 mM. Pour le Soja (groupe 111),
l'inhibition est de 20 %.
Si l'on fait diminuer la teneur en Pi hyaloplasmique par des agents
séquestrants (mannose, glucosamine), la SPS est activée. Lorsque des disques
foliaires sont incubés à l'obscurité avec des solutions de mannose ou de
glucosamine, la SPS des plantes des groupes 1 et Il subit une activation
importante; en revanche, elle est négligeable pour les plantes du groupe III.
3° Action des substrats et des produits.
En présence de concentrations croissantes pour le fructose-6P et le
glucose-6P et décroissantes pour le Pi, l'activité de la SPS répond de façon
sigmoïdale pour l'Epinard et de façon hyperbolique pour le Maïs (DOELHERT et
HUBER, 1983 ; HUBER et al., 1985 ; HUBER e/ al., 1989); dans les deux cas on
note une régulation allostérique par le glucose-6P (activateur) et le Pi
(inhibiteur).
Pour le Soja, la réponse est hyperbolique en présence des deux substrats
(fructose-6P et UDP-glucose) ; le glucose-6P n'a pratiquement pas d'effet et
l'inhibition liée au Pi est limitée (NIELSEN et HUBER. 1989). De nombreux
effecteurs potentiels ont été testés : glucose-1 P, fructose-1,6-bisphosphate.
glycérol-P, dihydroxy-acétone-P, 3-PGA (tous à 5 mM), le saccharose à 100
mM et le PPi à 0,1 mM ; aucun effet n'a été détecté sur l'activité de la SPS de
Soja. Toutefois cette dernière est inhibée par le produit de la réaction, l'UDP
(HARBRON el al., 1981 ; AMIR et PREISS, 1982) : in vitra cette inhibition peut
être partiellement levée en présence de Mg2+. Tout ceci montre que la SPS de
Soja est très différente de celle de l'Epinard et du Maïs.

---

17
40 Ry/hme endogène.
l'activité de la SPS de Soja présente un rythme endogène qui se conserve
en lumière continue ou en obscurité continue (KERR et al., 1985). Durant la
seconde partie de la photopériode, "activité de la SPS diminue, tandis
qu'augmente la teneur en F-2,6-P. le flux de carbone vers le saccharose est
alors réduit ainsi que la taux d'exportation des photosynthétats. Toutefois, dans
les jeunes feuilles en particulier, les mêmes auteurs ont obtenu, en fin de
photopériode, une remontée de l'activité de la SPS et du taux d'exportation
(HUBER et al., 1985).
50 Influence des conditions écologiques.
En
présence
de
photopériodes
courtes,
davantage
de
carbone
photosynthétique est orienté vers l'amidon; la quantité de saccharose formé
diminue ainsi que l'activité de la SPS (HUBER etaI., 1984).
les basses températures entraînent également une diminution d'activité
de la SPS et des exportations vers les organes puits (RUFTY et al., 1985).
Les nitrates favorisent la formation du saccharose aux dépens de celle de
l'amidon et l'activité de la SPS est plus élevée (KERR el al.,1984 ; HUBER el a/."
1985). Inversement la carence en azote entraîne une accumulation d'amidon et
une activité plus faible pour la SPS (RUFTY et a/., 1988).
Le déficit hydrique provoque chez l'Epinard, une stimulation de l'activité de
la SPS, détectable seulement en conditions de substrat limitant : chez cette
plante, en effet, il existe deux formes d'enzymes (KERR et al., 1987 ; STITT el a/.,
1988) ; en milieu saturant les deux s'expriment pleinement. tandis qu'en milieu
limitant l'une d'elles est inactivée ; ceci permet de détecter les variations
d'activation dues au déficit hydrique (QUICK elal., 1989). Chez le Soja, après une
légère augmentation pour les déficits hydriques modérés, l'activité de la SPS
diminue (BENSARI, 1989). Toutefois cette activité, corrélée d'ailleurs avec celle
de l'exportation des assimilats, est moins affectée que la photosynthèse nette
(HUBER el al., 1984).
Des modifications du rapport source/puits se répercutent sur l'activité de
la SPS : elle croît lorsque la demande en saccharose est augmentée par
défoliation (RUFTY et HUBER, 1983).

---

CHAPITRE DEUXIEUE
MATERIEL ET METHODES
1. MATERIEL VEGETAL
Le Soja ( Glycine max, L, Merr,),variété Kingsoy. d'origine américaine. de
groupe de précocité Il, très productive et résistante à la sécheresse, a été utilisée
dans toutes nos expérimentations.
A Cultures en salle climatisée.
Les graines sont mises à germer sur sable stérile à raison d'un pied par
pot (10 x 10 x12 cm). Les plants sont cultivés en conditions contrôlées :
héméropériode, 14 h ; éclairement, 50 w.m- 2 au niveau des feuilles étudiées;
température, 27° C le jour, 20° C la nuit; humidité relative. 80 %. La composition
de la solution nutritive est donnée dans le tableau 1.
Tableau 1. Composition de /a solution nutritive.
KN03
6mM
EDTA-Fe
70 !lM
Ca(N03)2. 4H20
4mM
H3S03
50 !lM
NH4H2P04
, mM
MnCI2
9 !lM
MgS04.7H20
2mM
CUS04
0.3 !lM
ZnS04
0.8 !lM
Na2Mo02
0.2 !lM

---

19
Pour certaines expérimentations, le milieu nutritif précédent a été modifié
par l'apport d'une surcharge en l'un des éléments minéraux suivants:
- surcharge en P : ajout de KH2P04, 5,10,50 ou 100 mM
- surcharge en Ca: ajout de CaCI2, 25 mM
. surcharge en Mg : ajout de MgCI2, 25 mM
- surcharge en K : ajout de KCI, 50 mM
- surcharge en NH4 : la solution nutritive (Tableau \\) est remplacée par la
suivante: NH4CI, 8 mM; NH4H2P04, 1 mM ; (NH4)2 S04, 0,5 mM ; KH2P04, 3 mM ;
CaCI2, 2 mM ; CaS04, 2 mM ; MgS04, 2,mM ; oligo-éléments du tableau 1.
B. Cultures au champ.
Les graines inoculées avec du Bradyrhizobium japonicum, souche G49,
sont semées en pleine terre à raison de 60 par m2 • Le sol brun, limono-argileux,
est de la terre alluviale de la vallée de la Garonne ; il est bien pourvu en
phosphore et potassium. L'irrigation satisfait sensiblement l'évapotranspiration
maximale.
Lors des irrigations fertilisantes. les cultures reçoivent 100 kg.ha- 1 d'azote
sous forme d'urée ajoutée à l'eau d'arrosage; cet apport supplémentaire d'azote
est réparti entre deux interventions qui se situent aux stades R3 et R4 (FEHR etaI.,
1971 ).
II. INCORPORATION DE 14C02 ET ANALYSE DES METABOLITES
MARQUES
Les charges en 14C02
(730 kBq) sont réalisées sur une feuille adulte
trifoliolée maintenue en place sur la plante. La foliole centrale est enfermée dans
une enceinte étanche de 400 ml contenant, dans une coupelle, du bicarbonate de
sodium marqué au 14C (radioactivité spécifique, 2050 mBq.mmole- 1 CEA).
L'addition d'acide lactique provoque le dégagement de 14C02 : la concentration
totale en C02 augmente aux environs de 540 Vpm et diminue progressivement
au cours des 15 min de charge; le 14C02 résiduel est ensuite piégé par
aspiration dans une solution de potasse N (durée de chasse, 5 min). La foliole est
prélevée, soit immédiatement, soit après un temps de chasse plus ou moins long

---

20
pouvant aller jusqu'au lendemain matin. La fixation et la conservation des
échantillons sont effectuées dans l'éthanol à 80 %.
Après broyage au polytron, le matériel végétal subit deux extractions
alcooliques à 80° C, puis deux extractions aqueuses à 20° C, suivies chacune de
centrifugation. Les surnageants sont réunis et, après élimination de l'éthanol,
l'extrait aqueux est chromatographié sur résines échangeuses de cations
(DOWEX 50) et d'anions (DOWEX 1). La fraction neutre non retenue renferme les
glucides hydrosolubles, en particulier, le saccharose. L'amidon, contenu dans le
culot de centrifugation, est solubilisé par J'action decx amylase: 12 unités.ml- 1
(Barley malt, Sigma) dans du tampon acétate 0,14 M durant 24 h à 38° C
(CARLSON et BRUN, 1984). La radioactivité globale de chaque fraction est
mesurée au compteur à scintillation liquide CSL Packard 460 C.
La chromatographie sur papier des fractions neutre et cationique suivie de
l'autoradiographie (Kodak Regulix Ray Film) de ces chromatogrammes permet
de mesurer la radioactivité des divers glucides hydrosolubles et des acides
aminés libres.
III. DOSAGE OU SACCHAROSE ET DE L'AMIDON
Les quantités de saccharose et d'amidon présentes dans la feuille sont
déterminées par méthode enzymatique.
A. Saccharose
Le saccharose, soumis à l'action de l'invertase, libère le glucose. Après
intervention d'hexokinase et de glucose-6-phosphate deshydrogénase, on
obtient la formation d'acide gluconique et la réduction du NADP que l'on mesure
par spectrophotométrie (JONES etal., 1977).
invertase
Saccharose
- - - - - - . >
Glucose + Fructose
hexokinase
Glucose + ATP
- - - - - - >
Glucose-6-Phosphate + ADP
G-6-P déshydrogénase
Glucose-6-P + NADP'"
>
Gluconate-6-P + NADPH + H+

---

21
A une aliquote de la fraction neutre contenant le saccharose, complétée à
400 )lI avec de l'eau déminéralisée, on ajoute 2 ml de milieu réactionnel dont la
composition est donnée dans le tableau 2, 10 )lI de solution d'invertase (Bakers
yeast, Sigma) contenant 32 unités par ml de tampon imidazole (0,2 M, pH 6,9) et
'0 III de solution hexokinase + glucose-6-phosphate deshydrogénase (Bakers
yeast, cristallisée et lyophylisée,Sigma) contenant 2 unités d'hexokinase et une
unité de glucose-6-phosphate deshydrogénase par ml de tampon imidazole (pH
6,9). On porte au bain-marie à 25° C pendant 30 min et on dose à 340 nm.
Tableau 2.
Composition du mIlieu réactionnelpour le dosage du glucose
NADP+
8mM
A~
WmM
MgC12.6H20
100 mM
Dithiothrélto\\ (DIT)
10 mM
Albumine de sérum de boeuf (BSA)
0,4 %
(mlv)
Tampon imidazole
0,2 M
B. Amidon.
La détermination quantitative de l'amidon est réalisée suivant la méthode
décrite par RUFTY et HUBER (1983). Une aliquote de la fraction insoluble est
mise en suspension dans 4 ml de potasse 0,2 N, puis portée au bain-marie
bouillant pendant 30 min. Après refroidissement, le pH est ramené à 5,5 avec de
l'acide acétique N. 200 III sont prélevés pour l'hydrolyse enzymatique; on ajoute
300 III de tampon acétate de sodium (50 mM, pH =4,5) et 500 III d'une solution d'
examyloglucosidase (Aspergillus Oryzae, Sigma), contenant 41 unités par ml de
tampon. L'incubation dure 30 min à 55° C. La réaction est arrêtée en plaçant les
tubes dans l'eau bouillante pendant 1 min. Après centrifugation le glucose
contenu dans le surnageant est dosé enzymatiquement selon la méthode décrite
ci-dessus.

---

22
IV DOSAGE DU FRUCTOSE-2.6-BISPHOSPHATE (F-2.6-P).
A. Principe.
La détermination du F-2,6-P intracellulaire a été effectuée selon la
méthode de VAN SCHAFTINGEN elal., (1982). Elle est basée sur l'activation de
la pyrophosphate-fructose-6-phosphate
phosphotransférase
(PPi-PFP)
de
pomme de terre par le F-2,6-P. Son activité est mesurée grâce aux réactions
suivantes:
F-2.6-P
t
PPi-PFP
F-6-P + PPi
- - - - - ' >
F-1,6-P + Pi
Aldolase
F-1.6-P
- - - - - >
3 PGA + DHAP
Trioses-P-isomérase
3 PGA
- - - - - >
DHAP
Glycéro-PDH
DHAP + NADH
>
Glycérol-3-P + NAD
L'oxydation du NADH est suivie au spectrophotomètre durant 5 min à 340
nm.
B. Préparation de l'extrait végétal.
La feuille est broyée à 4° C dans un mortier en présence de soude 20 mM,
à raison de 1,5 ml pour 100 mg de végétal frais. Le broyat est centrifugé pendant
10 min à 8 000 g. On prélève 2 ml de surnageant et on ajoute 200 mg de charbon
actif. Après une nuit à 4° C et une centrifugation, le F-2,6-P est dosé dans le
surnageant.
Pour déterminer les pertes subies au cours de la préparation. une partie de
l'échantillon est surchargée avec une quantité connue de F-2.6-P.

---

23
C. Protocole de dosage du F-2,G-P.
A une aliquote de l'extrait végétal (50 J.11 par exemple), on ajoute 550 J.11 de
mélange réactionnel, 50 J.11 de mélange enzymatique (Tableau 3) et l'on complète
à 950 J.1\\ avec de l'eau déminéralisée. On porte au bain-marie à 30° C pendant 5
min et l'on ajoute 50 J.11 de NaPPi. La réaction démarre aussitôt et la densité
optique est mesurée pendant 5 min à 340 nm. Une courbe étalon est réalisée à
partir d'une solution de F-2,6-P, 1 ~M dans NaOH 10 mM.
Tableau 3. Réactils nécessaires au dosage du F-2,8-P.
A. Préparation des solutions mères
/0 Réactifs en solution aqueuse.
Tris, HCI
1 M
pH 7.6
MgCI2
250 mM
Fructose-6P
100 mM
Glucose-6P
300 mM
PPi
10mM
BSA à 2%
conservation à + 40 C
2 0 Enzymes en solution dans glycérol 7- eau (v/v)
Triose phosphate-'somérarase (TPI )
5000 Unités.ml-'
Glycéro 3P-déshydrogénase (G3PDH)
1000 Unités.ml- 1
Aldolase
230 Unités.ml- 1
PPi-PFPde pomme de terre
9 Unités.ml- 1
conservation à -200 C
B. Préparation des mélanges réactionnel et enzymatique pour 20 dosages environ.
Mélange réactionnel
Mélange enzymatique
NADH
2,4 mg
TPI
20 III
TRIS
1.1 ml
G3PDH
40 III
MgCI2
440 III
Aldolase
40 III
F-6P
220 III
PPi-PFP
40 III
G-6P
220 III
BSA
140111
eau
9 ml
eau
720 III

---

24
D. Préparation de la PPi-PFP de pomme de terre.
Elle est effectuée en chambre froide à 4° C. Environ 300 9 de pommes de
terre peiées sont broyées au Thurax dans 600
ml d'une solution tampon
contenant: Hepès. 20 mM; acétate de K, 20 mM ; OlT, 2 mM; phényl-méthyl-
sulfonyl-fluoride, 0,1 mM. Après filtration sur gaze, on ajoute du MgCI2 et du
NaPPi de façon que le milieu soit 2 mM en ces composés; le pH est ramené à
8,2 avec NaOH. Dans un bain-marie à 70° C, on maintient l'extrait enzymatique à
57 -59° C pendant 5 min; celui-ci est ensuite refroidi entre 4 et 8° et son pH
ramené à 7,2 avec du HCI. Après addition de PEG 6000 à raison de 6 9 pour 100
ml et agitation au froid (0°-4° C) durant 15 min, l'extrait enzymatique est de
nouveau centrifugé pendant 10 min à 4000 g. Le surnageant est recueilli ; après
ajout de PEG 6000 à raison de 15 9 pour 100 ml et agitation au froid pendant 15
min, il est centrifuge pendant 10 min à 4000 g. Le culot est solubilisé dans un
volume minimum (5 à 20 ml) d'une solution comprenant: Tris, 20 mM ; KCI, 20
mM; OlT, 2 mM et antiprotéases à raison de 400 III pour 20 ml. Ces 400 III
correspondent au mélange: soybean trypsin (10 mg.l- 1) ; pepstatin (2 mg.l- 1) ;
leupeptine (2mg.l- 1) ; TPCK (18 mg.l- 1). Après centrifugation pendant 15 min à
10000 g, le surnageant obtenu contient l'enzyme.
L'extrait enzymatique est testé en présence d'un excés de F-2.6-P, de
manière que l'activité de la PPi PFP puisse s'exprimer au maximum. Cette
activité doit se situer aux environs de 9 unités.ml-1.
Remarque On peut également utiliser la PPi-PFP du commerce (Sigma).
V.
MESURE
DE
L'ACTIVITE
DE
LA
SACCHAROSE
PHOSPHATE
SYNTHASE
La, saccharose phosphate synthase (SPS) est dosée par la méthode
radiochimique (SALERNO etaI., 1979) modifiée par DAVIN (1987). Cette méthode
mesure la radioactivité du saccharose formé à partir de l'UDP_14C-glucose.
L'extraction de l'enzyme est effectuée en chambre froide à 4° C. La feuille
est broyée dans un mortier en présence de Polyclar (10% m/m) et d'une masse
équivalente de sable de Fontainebleau. On ajoute du milieu d'extraction

---

25
(Tableau 4) à raison de 5 ml par gramme de végétal frais. Le broyat est centrifugé
pendant 20 min à 30 000 g. Le surnageant, clarifié sur filtre sans cendre
(Ourieux 111), constitue l'extrait enzymatique brut. A une aliquote (40 à 80 J,ll) de
l'extrait brut, on ajoute du milieu réactionnel (Tableau 5) de façon que le volume
final de l'essai soit 150 !.JI. Le témoin contient tous les constituants de l'essai sauf
le fructose-6P. Après incubation pendant 15 min à 30° C, la réaction est arrêtée
en ajoutant 10 1I1 de soude 2N. Sous l'action de la SPS, une partie de la
radiocativité a été incorporée dans le saccharose qu'il faut séparer du
précurseur: l'uridine-S' -diphospho- 14C glucose. Tout d'abord, le saccharose-P
est déphosphorylé par une phosphatase
alcaline
: 50 ~I
de
milieu
de
déphosphorylation (Tableau 6) contenant 0,1 unité de phosphatase alcaline sont
ajoutés à l'essai précédent.
Tableau 4. ComposItion du milieu d'extraction
ïampon acide N-2 hydroxyéthylpipérazine
N' -2-éthane-sulfonique (HEPES, NaOH)
50 mM
pH == 7,5
Acide éthylène diamine tétraacètique (EDTA)
1 mM
Oithiotréitol (OTT)
5mM
Polyéthylène glycol 20 000 (PEG 20)
2%
(mlv)
Albumine de sérum de boeuf (BSA)
10%
(mlv)
Tableau 5. Composition du milieu réactionnel pour /e dosage radiochimique de la SPS.
Tampon HEPES, NaOH
50mM
pH = 7,5
Uridine-5' -diphospho- 14C glucose
8mM
(2.78 kBq 14C/mole)
Fructose-6P
8mM
MgC/2
15 mM
Tableau 6. Composition du milieu de déphosphory/ation.
Glycine-NaOH
250 mM
pH 7,5
Phosphatase alcaline
2 unités/ml
Sigma. Escherichia Coli: traction (NH4)~SO.
Après 30 min à 30° C, la réaction est arrêtée en ajoutant 500 !.JI d'eau à 4°
F- Ensuite, la séparation du saccharose et de l'uridine-5-diphospho_14C
glucose est effectuée sur résines échangeuses d'ions (AG1 x 8, Biorad, 200-400
esh, forme formiate, 4 x 40 mm). Le 14C saccharose, ne possédant pas de
1

---

26
charge,ionique, n'est pas fixé par la résine; un lavage de la colonne avec 5 fois
0.5 ml d'eau distillée permet une récupération complète. Une aliquote de cette
fraction non retenue sert au comptage de la radioactivité incorporée dans le
saccharose. Connaissant la radioactivité de l'UDP-14C glucose, l'activité de la
SPS peut être calculée.
VI. DOSAGE DU PHOSPHORE
Le dosage du phosphore total a été effectué. après minéralisation à l'acide
nitrique,
par la méthode colorimétrique (820 nm) au
phosphomolybdate
d'ammonium (TILLBERG et ROWLEY. 1989).

---

CHAPITRE TROISIEUE
DISTRIBUTION DU CARBONE PHOTOSYNTHET1QUE
ENTRE AMIDON ET SACCHAROSE
EN CONDITIONS CONTROLEES.
Le saccharose et l'amidon sont les deux premters gl'ucides stables issus
de la fixation du C02 par photosynthèse. Le saccharose,par-s'on transfert vers les
parties en
croissance,
leur apporte
l'énergie et les
chaînons carbonés
nécessaires à leur développement; l'amidon, par sa dégradation nocturne,
permet le maintien d'une activité métabolique durant la nuit (SHARKEY et PATE,
1976; GORDON etaI., 1982; FONDYetGEIGER, 1982). _
Dans ce chapitre, le devenir du carbone fixé par photosynthèse est abordé
en conditions constantes de température et d'éclairement.
Tout d'abord, est précisé le devenir du carbone fixé par photosynthèse au
cours de la journée et en fonction des étages foliaires; les teneurs en amidon et
en saccharose sont également déterminées. Ensuite- sont abordées l'étude de la
saccharose phosphate synthase et celle du fructose-2,6-bisphosphate, les deux
principaux régulateurs de la voie du saccharose

---

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4
6
8
10
TEMPS
Figure 5 Répatlilion du Ne entre les divers groupes de mélabolites foliaires el les
composés exportés au cours des l7eures qui suivenll'incorporalion de f4C02 effectuée
t 17 après le début de l'éclairement. Durée de la charge 15 min. 0 acides aminés libres;
• acides organiques: ... amidon: /:). glucides hydrosolubles; .b composés exportés:
• radioactivité totale de la feuille. Moyenne de 5 échantillons ± écart type.

---

28
1 - RESULTATS
A. Devenir du carbone fixé par photosynthèse.
Les incorporations photosynthétique du 14C02. de durée 15 min. sont
réalisées sur une feuille adulte de plantes parvenues au stade début floraison;
elles sont effectuées le matin après 1 h d'éclairement ou l'après-midi après 7 h
d'éclairement. Un
premier prélèvement est réalisé immédiatement après la
charge (t=O), les autres sont étalés au cours des heures qui suivent.
1 0 Incorporations de 14C02, effectuées aprës 1 h d'éclairement
La figure 5 indique le marquage des principaux groupes de métabolites et
l'évolution au cours du temps. Pour t = 0, c'est-à-dire à la fin de la charge, les
glucides hydrosolubles renferment la majeure partie du radiocarbone incorporé;
viennent ensuite les acides organiques, puis les acides aminés libres. La
radioactivité de ces derniers est due essentiellement à la glycine et la sérine qui
sont issues de la voie du glycolate; elle diminue rapidement au cours de la
première heure de chasse.
Le marquage de l'amidon, relativement faible au début,
augmente au
cours ·des premières heures, puis se stabilise pour représenter environ 7 % du
carbone14 incorporé. En revanche, la radioactivité de la fraction glucides
hydrosolubles diminue fortement. L'analyse chromatographique révèle que le
saccharose est le glucide le plus marqué (93,2 % du radiocarbone, tableau 7) ; le
glucose et le fructose. dont les radioactivités sont sensiblement égales,
pourraient provenir surtout de l'hydrolyse du diholoside par l'invertase. La perte
de la radioactivité par la feuiUe, importante dès les premières heures, est
essentiellement due aux migrations vers les organes receveurs. Au bout de 2 h,
le saccharose transféré correspond à la moitié de la radioactivité totale du limbe;
après 10 h de chasse, plus des trois quarts de cette radioactivité ont été exportés
vers le reste de la plante.

---

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TEMPS (h)
Figure 6 Répartition du 14e entre les divers groupes de métabolites foliaires et les
composés exportés au cours des heures qui suiventl'incorporalion de 14e02 effectuée
7 h après le début de l'éclairement. Durée de la charge 15 min. 0 acides aminés libres:
• acides organiques; Â amidon; b. glucides hydrosolubles; 0 composés exportés;
• radioactivité totale de la feuille. Moyenne de 5 échantillons ± écart type.

---

29
Tableau 7. Distribution (en %) de la radioactivité entre lesprincipauxglucides hydrosolubles
de la feuille. illllllediatelllent après la charge en 14C02 ft = 0) et2 h plus tard ft = 2).
t '= 0
t.: 2
Stachyose
0,4
2,7
Mélibiose + Maltose
0,9
4,9
Saccharose
93,2
57,6
Galactose
0,1
5,2
Glucose
3,2
14,4
Fructose
2,2
15,2
2° Incorporations de f4ç02 effectuées après 7 h d'éclairement.
..'
Lorsque les incorporations de 14C02 sont effectuées l'après-midi, après
7 h d'éclairement, les résultats (fig. 6) restent, dans l'ensemble, comparables à
ceux obtenus précéde~ment. La principale différence concerne le marquage
<. :.~,
nettement plus important de l'argidon : en moyenne 15 % de la radioactivité totale
au lieu de 7 % pour l'expérimentation du matin.
3° Varia/ions selon les étages foliaires.
; . , '
,"
, ....
Les plantes retenues pour l'expérimentation sont au stade début floraison
et les feuilles trifoliolées étudiées sont respectivement les F3, F4, F5, F6 et F7.
Cette dernière est très jeun~ et n'a pas encore terminé sa croissance. La figure 7
permet de comparer la distribution du radiocarbone entre l'amidon et le
.
. ."
.
~
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saccharose suite à une incorp~ration de 14C02 effectuée le matin après 1. h
d'éclairement. La part de carbone qui s'oriente vers l'amidon est relativement
faible pour la F3 (environ 5 % de la radioactivité contenue dans l'ensemble
amidon + saccharose), mais ~1,le augmernte régulièrement de la 3ème à la 7ème
feuille.
Cette progression du bas vers le haut de la tige se retrouve avec les
incorporations réalisées l'aprés-midi, après 7 h d'éclairement (fig. 8). Mais; dans
ce cas, l'orientation vers l'amidon est nettement plus. importante, en moyenne
25%

---

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F3
"F4
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F6
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ETA GES FOLIAIRES
Fig ure 7.
Répartition du radiocadJone entre le saccharose" et l'amidon selon les étages
foliaires. L'incorporation de 14C02 est effectuée 1 h après le débl..\\t de l'éclairement.: Les
prélèvements sont réalisés après 1 h de chasse. La radioactivité contenue dans "ensemble
amidon + saccharose est égale à 100. • amidon; 0 saccharose.
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ETAGES/iOLIAIRES
Figure 8.
Répartition du radiocarbone entre le saccharose et l'amidon selon les étages
foliaires. L'incorporation de 14C02 est effectuée 7 h après le début de l'éclairement. Les
prélèvements sont réalisés après 1 h de chasse. la radioactivité contenue dans l'ensemble
amidon + saccharose est égale à 100. • amidon ; 0 saccharose.

---

30
B. Teneurs en amidon et saccharose.
Les teneurs en amidon et en saccharose ont été déterminées sur les
mêmes feuilles qui ont reçu les incorporations de 14Co2.
1 0 Variations au cours de la journée.
La teneur en amidon foliaire est nettement plus élevée que celle du
saccharose: 15 fois plus durant la seconde partie de l'héméropériodeWg. 9).
C'est au début de l'éclairement que la quantité d'amidon est la plus faible; elle
augmente progressivement jusqu'au milieu de l'héméropériode où elle dépasse
200 Jlmoles Eq.glucose.g- 1 MF; ensuite elle se stabilise. voire diminue.
La teneur en saccharose croit également durant la première partie de
l'héméropériode (de 2.2 à 20 Jlmoles.Eq.glucose.g. -1 MF). puis se stabilise
pendant plusieurs heures et diminue en fin de journée.
2 0 Variations selon les étages foliaires
Ce sont les feuilles de la région médiane qui sont les plus riches en
amidon, aussi bien le matin que l'après-midi : respectivement 230 et 288
Jlmoles.Eq.glucose.g. -1 MF pour la FS (fig. 10). Les feuilles âgées du bas de la
tige et la F7 ont des teneurs nettement plus faibles
En ce qui concerne le saccharose, il est toujours moins abondant que
l'amidon; les différences entre les étages foliaires sont peu marqués. mais c'est
encore la Fs qui est la plus riche.
c. Activité de la saccharose phosphate synthase.
1 0 Au cours de la journée.
L'activité de la SPS, très importante en fin de nuit
(15 nkat.g- 1 MF),
diminue fortement au début de l'éclairement (fig. 11). Elle augmente ensuite pour
atteindre, vers 11 h, la valeur maximale de la journée (11,1 nkat.g -1 MF) ; entre

---

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21
HEURE DU JOUR (h)
Fig u re 9. Evolution des teneurs (pmole Eq.glucose.g- 1MF) t;l'n saccl7arose t;:,. et amidon Â
au cours de la journée. Début de l'éclairement, 8 h ; fin de l'éclairement, 22 h. Moyenne de
5 échantillons ± écart type.
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TENEUR (",mole Eq glucose/g MF)
Fig u re 10. Evolution selon les étages loliaires des teneurs (pmoleEqglucose.g- 1MF)· en
saccl7arose ( Â prélèvement de /017 .. t;:,. prélèvement de (517)
et en amidon ( . prélèvement de 1017; 0 prélèvement de 1517)

---

31
14 et 18 h, l'activité de l'enzyme se stabilise, mais diminue rapidement en fin
d'héméropériode: 3,4 nkat.g-1 MF à 20 h.
2° Selon les étages foliaires.
L'activité de l'enzyme, mesurée vers 11 h, varie peu en fonction de l'étage
foliaire (fig. 12). Le maximum d'activité (11,4 nkat.g-1 MF) est enregistré dans la
feuille adulte la plus récemment développée, c'est-à-dire la Fs. Les feuilles
adultes du bas de la plante et celles plus jeunes du sommet ont une activité
légèrement plus faible (en moyenne: 9,7 nkat.g- 1 MF).
D. Teneur en fructose-2.6-bisphosphate.
1° Au cours de la journée.
La teneur en F-2,6-P diminue au moment de l'éclairement (fig. 13), reste
assez faible au début de la matinée et se stabilise à 0,4 nmole.g- 1 MF durant la
seconde partie de l'héméropériode.
2° Selon les étages foliaires.
Dans les feuilles adultes du bas et du milieu de la tige (F3 à FS) la teneur
en F-2,6-P est faible: en moyenne 0,3 nmole.g-1 MF (fig. 14). Elle est plus
élevée pour les feuilles du haut, en particulier pour la F7, jeune feuille en pleine
croissance, où elle atteint 0,8 nmole.g- 1 MF.

---

5
8
12
16
20
HEURE DU JOUR (h)
Figure 11.
Evolution de l'activité (nkal.g-' MF) de la SPS au cours de la journée, au
stade floraison.
Début de l'éclairement, 8 h ; tin de l'éclairement. 22 h. Moyenne de 3
échantillons ± écart type.
CI) F6
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5
1.0
ACTIVITE (nkat/g MF)
Figure 12. Evolution de l'activité (nkal.g-' MF) de la SPS selon les étages foliaires au
stade floraiso,7, 2h apres le dédul de l'éclairement.

---

32
II. DISCUSSION
A. L'amidon
L'étude de la distribution du carbone photosynthétique (fig. 5 et 6) montre
que la proportion de carbone orientée vers l'amidon est relativement faible; la
majeure partie est utilisée pour la synthèse du saccharose. la formation
d'amidon n'est pas privilégiée et, si le Soja peut être qualifié de plante à amidon,
c'est surtout par référence aux teneurs foliaires en polyholoside qui sont élevées
par comparaison avec d'autres espèces végétales Orge, Blé.
En début de matinée, la synthèse d'amidon est plus réduite (fig. 5) que
l'après-midi (fig. 6) et la formation du saccharose est favorisée par la faible
teneur en
F~2,6-P (fig. 13). Dans ces conditions, les trioses-P sortent en
abondance du chloroplaste moyennant l'entrée concomittante de Pi. Dans le
stroma, ce dernier fait diminuer le rapport PGA/Pi qui est le principal régulateur
de l'ADP glucose phosphorylase, enzyme clé de la synthèse de l'amidon (HELDT
et al., 1977). Cette enzyme est inhibée par le Pi (PREISS, 1982) et activée par le
PGA (ROBINSON, 1984). Le rapport PGA/Pi, plus faible en matinée, entraîne
donc une limitation de la synthèse de l'amidon.
Au cours de l'après-midi, la teneur en F-2,6-P est plus élevée (fig .13),
d'où un freinage pour la sortie des trioses-P et, par le fait même, pour l'entrée du
Pi dans le chloroplaste. Il en résulte une valeur plus élevée du rapport PGA/Pi et
une synthèse accrue de l'amidon. Toutefois, l'accroissement de la quantité
présente dans la feuille est très limitée (fig. 9) ; ceci implique une hydrolyse
concomittante de l'amidon au fur et à mesure de sa formation. Ce résultat
confirme les travaux de BENSARI (1989). Si cette hydrolyse utilisait la voie
phosphorylée (fig. 2), on retournerait au fructose-P, puis aux trioses-P et la
synthèse de l'amidon aurait été inutile. \\1 semble plus logique d'admettre une voie
non phosphorylée qui fait intervenir des amylases: on obtient du maltose, puis du
glucose grâce à des maltases. Ces deux glucides peuvent alors être exportés
hors du chloroplaste (STITT, 1987). De nombreux auteurs signalent cette
possibilité (PREISS, 1982 ; BECK, 1985; CHAMPIGNY, 1985 ; BECK et ZIEGLER,
1989; SERVAITES et al., 1988) bien que des preuves irréfutables n'aient pas été

---

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20
HEURE DU JOUR (hl
Figure 13. Evolution de la teneur (nmole.g-'MF) en F-2,8-P au cours de la journée, au
stade floraison. Début de l'éclairement, 8 h ; fin de l'éclairement.
22 h. Moyenne de 4
échantillons ± écart type.
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0,4
0,6
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TENEUR (nmo/e/g MF)
Figu re 14. Evolution de la teneur (nmole.g- 1MF) en F-2, 8-P selon les étages foliaires, au
stade floraison, .2 Il aprés le début de l'éclairement.

---

33
fournies, du moins pendant la photopériode.
Plus la feuille est située vers le haut, plus la distribution du carbone se fait
en faveur de l'amidon (fig. 7 et 8). Pour ces feuilles du haut, mieux éclairées, la
lumière stimule la photosynthèse et favorise légèrement la synthèse du
polyholoside dans la mesure où les trioses-P formés sont trop nombreux par
rapport aux possibilités de sortie du
chloroplaste.
En
ce qui concerne
l'abondance de l'amidon selon les étages, certaines feuilles n'hydrolysent pas
entièrement leurs grains d'amidon durant la nuit : les quantités restantes
s'accumulent jour après jour et peuvent aboutir à des teneurs élevées.
B. Le saccharose.
L'orientation privilégiée du carbone photosynthétique vers la formation du
saccharose fait que la radioactivité de la fraction glucides hydrosolubles est très
importante en fin de charge. Ensuite, la diminution rapide du marquage de cette
fraction au cours de la chasse témoigne de l'exportation du saccharose. En effet,
seule peut rester en solution dans le hyaloplasme et la vacuole la quantité
nécessaire au maintien de la pression osmotique. De ce fait, la teneur foliaire ne
traduit pas la quantité formée. Pour estimer cette dernière, il faut partir du taux de
photosynthèse et de la distribution du carbone fixé comme cela a été proposé par
BENSARI elal., (1990).
Au début de l'héméropériode, la forte diminution de la teneur en F-2,6-P
(fig. 13) favorise l'activité de la fructose-1,6-bisphosphatase qui transforme le
fructose-1,6-P en fructose-6P. Ensuite, la voie métabolique vers le saccharose
se poursuit et la SPS dont l'activité a tendance à augmenter (fig. 11) assure la
formation de saccharose. Malgré l'exportation, une petite partie du diholoside
reste dans la feuille et la teneur croît légèrement (fig. 9). Au fil des heures, cette
augmentation a un effet inhibiteur sur l'ensemble du processus. La teneur en F-
2,6-P
croît
progressivement,
en
relation,
peut-être.
avec
une
légère
accumulation de F-6-P qui a la propriété d'activer la 6-phospho-2-fructokinase.
De toute façon, le F-2,6-P plus abondant limite alors le flux du carbone vers le
saccharose. Par ailleurs, si les composés phosphorylés augmentent dans le
hyaloplasme, moins de Pi est disponible pour la sortie des trioses-P du

---

34
chloroplaste et davantage de carbone est orienté vers l'amidon. Oe proche en
proche, la photosynthèse elle-même peut-être atteinte (STITI et QUICK, 1989)
et ceci contribuerait à expliquer la dépression de midi.
Vers le milieu de l'héméropériode, la stabilisation de la teneur foliaire en
saccharose (fig. 9) est le signe d'un équilibre entre les quantités néosynthétisées
et exportées. Le saccharose, beaucoup moins abondant dans le hyaloplasme que
dans la vacuole, tend petit à petit à ne plus jouer de rôle inhibiteur sur la SPS. Le
fonctionnement de l'enzyme en est facilité, même si le rythme endogène qui la
caractérise (KERR et al, 1985) fait que son activité maximale est plus faible
durant la seconde partie de l'héméropériode (fig. 11). Toutefois en fin de journée,
l'activité de l'enzyme qui diminue fortement limite la formation du saccharose.
Les plantes étudiées au cours de cette expérimentation sont en plein
développement végétatif.
Les feuilles du
bas synthétisent davantage de
saccharose et moins d'amidon (fig. 7 et 8) que celles des étages supérieurs. Ces
feuilles adultes, relativement âgées, sont des organes sources; leur faible teneur
en F-2,6-P facilite la formation de saccharose qu'elles exportent vers les parties
en croissance. Vers le milieu de la tige, la Fs peut être considérée comme la plus
jeune feuille adulte venant de terminer sa croissance. Elle possède une quantité
importante d'amidon (fig. 10), son activité SPS est élevée et sa teneur en F-2,6-P
est faible (fig. 14). C'est probablement la feuille la plus performante du point de
vue photosynthèse et transfert des assimilats vers les organes receveurs. En
revanche, les feuilles du haut, notamment la F7, sont en pleine croissance; leur
activité SPS est encore faible et l'utilisation du saccharose qu'elles importent
(POLLOCK, 1976 ; SILVIUS, et al, 1978) est favorisée par la teneur élevée en F-
2,6-P. Leur passage au stade d'organes sources s'accompagne d'une diminution
de la teneur en F-2,6-P et d'une augmentation de l'activité de la SPS
(GIAQUINTA,1978).
En résumé, le saccharose est rapidement exporté vers les organes
receveurs pour leur fournir des chaînons carbonés et de l'énergie. Les
mécanismes de régulation de la voie de synthèse du saccharose se répercutent
au niveau de la formation d'amidon qui correspond, avant tout, à une mise en
réserve du carbone fixé.

---

CHAPITRE QUA TRIEME
DISTRIBUTION OU CARBONE ENTRE AMIDON ET SACCHAROSE
DANS LES CONDITIONS DU CHAMP
Les plantes cultivées en serre n'atteignent jamais un développement
végétatif comparable à celui du champ; l'éclairement est probablement trop
limité et il est souvent difficile d'obtenir une fructification importante. Ce chapitre
se propose de vérifier si les résultats obtenus en
conditions contrôlées
d'hygrométrie, de température et d'éclairement sont transposables au champ. En
effet, seules tes données valables dans ces conditions, sont intéressantes au
point de vue agronomique. La répartition du carbone photosynthétique entre
amidon et saccharose, décrite antérieurement est comparée avec celle obtenue à
partir de cultures au champ. Le devenir du carbone photosynthétique est étudié
aux deux stades les plus caractéristiques du développement de la plante : la
floraison et surtout le grossissement des graines.
1. RESULTATS
A - La floraison.
1 0 Métabolisme carboné de la feuille.
a) Réparti/ion du carbone ph%syn/hé/ique entre les divers groupes de
me/aboli/es foliaires
Les incorporations de 14C02 sont effectuées in situ le matin à 7 H (T.U'> ou
en milieu de journée (12 h). Dès la fin de la charge, le marquage de l'amidon est
très important; il n'augmente ensuite que légèrement (tableau 8). Après 2 h de
chasse,
l'amidon,
les glucides hydrosolubles
et les
composés
exportés

---

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HEURE DU JOUR {hl
Figure 15. Evolution de la radioactivité au cours des 24 h qui suivent des incorporations
de f4C02. Celles-cL de durée 10 min, sont réalisées (à 7 h T.U'> au champ sur des feuilles
in situ à "époque de la floraison (stade R2). Le premier prélèvement est effectué 5 min
après la fin de la charge.
.radioactivité totale du limbe:
~ glucides hydrosolubles
foliaires: .A. amidon foliaire:
0 radioactivité exportée. Moyenne de 4 échantillons ± écart
type.

---

36
représentent plus de 80 % de la radioactivité totale incorporée.
Contrairement aux résultats obtenus en salle climatisée, la synthèse de
l'amidon s'avère légèrement plus importante le matin qu'à midi: deux heures
après l'incorporation, sa radioactivité représente 31 % du carbone incorporé à
7 h, et 29 % à 12 h.
En ce qui concerne les transferts, ils sont un peu plus importants le matin où ils
représentent 2 h après l'incorporation 35 % de la radioactivité incorporée ;
l'après-midi ils atteignent seulement 27 %. La majeure partie de la radioactivité
est exportée vers les étages inférieurs et le système racinaire (tableau 3). Seuls
20 % se retrouvent dans les étages supérieurs en plein développement.
La figure 15 indique le devenir du marquage des divers groupes de
métabolites, au-delà des deux premières heures de chasse jusqu'au lendemain
matin, soit 24 h après l'incorporation. La radioactivité des glucides hydrosolubles
continue à diminuer pendant" qu'augmente celle des composés exportés. En
revanche, la radioactivité de l'amidon reste sensiblement stable au cours de la
journée et diminue durant la nuit.
Tableau 8. Répartition de la radioactivité (kBq )entre les divers groupes de métabolites
foliaires a l'époque de la floraison immédiatement apres la charge en f4C02 (t = 0) et 2 h plus
lard ft = 2). Les pourcentages par rapport à la radioactIvité totale incorporée sont indiquées
entre parenthèses. Moyenne de 3 échantillons; les écarts types sont voisins de 6 %)
A. Incorporations à 7 h (T.U.)
t=o
t-=2
Acides aminés
89
<19,7%)
31
(6,9 %)
Acides organiques
54
(12.0 %)
46
<10,2 %)
Glucides hydrosolubles
180
(39.9%)
74
(16,4 %)
Amidon
128
(28,4 %)
141
(31,3 %)
Composés exportés
o
159
(35.2 %)
B. Incorporations à 12 h
Acides aminés
99
(25.1 %)
28
(7,1 %)
Acides organiques
72
(18,3 %)
54
(13,7 %)
Glucides hydrosolubles
129
(32.7%)
89
(22,6 %)
Amidon
94
(23,9 %)
115
(29,4 %)
Composés exportés
0
107
(27.2 %)

---

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HEURE DU JOUR (hl
Figure 16. Evolution des teneurs f,umoleEq.glucose.g- f MF) en saccharose 6 et amidonÂ
au cours de la journée, al'époque de la floraison (stade R;». Moyenne de 4 échantillons ±
écart type..

---

37
Tableau 9. Répartition. entre les divers étages de la plante. de la radioactivité expodée IkBq),
.fih aprés l'incorporation de f4C02, efectuée à 7 h à l'époque de la Qoraison. Les pourcentages
par rapport à la radioactivité totale exportée sont indiquées entre parenthèses.
Etage de l'incorporation
- pétiole de la feuille source
17,0
(10,7 %)
- folioles latérales
7.3
(4,6 %)
Etages supérieurs
32,1
(20,2 %)
Etages inférieurs
75,4
(47,4 %)
Racines
27,2
(17,1 %)
b) Quantités de saccharose et d'amidon.
La quantité d'amidon accumulée dans la feuille (fig. 16) est nettement plus
importante que celle obtenue en salle climatisée. Assez élevée ~n début de
matinée 234 J-lmoles Eq.glucose.g- 1 MF), elle augmente régulièrement pour
atteindre un maximum à 17 h (461 Jlmoles Eq.glucose.g- 1 MF). Elle diminue
ensuite au cours de la nuit, mais l'hydrolyse nocturne est loin d'être totale,
puisque le lendemain matin il reste dans la feuille 240 Jlmoles Eq.glucose.g- 1
MF. La teneur en saccharose (fig 16), faible en début de matinée (30,2 Jlmoles
Eq.glucose.g- 1 MF) augmente progressivement pour atteindre 103,9 Jlmoles
Eq.glucose. -1 MF à 17 h ; elle diminue ensuite au cours de la nuit.
c) Teneur en fructose-2, ô-bisphosphate et activité dela Sps.
La teneur en F-2,6-P et l'activité de la SPS sont mesurées sur des feuilles
prélevées le matin vers 8 h (T.U.) et l'après midi vers 13 h (tableau 10). Dès le
matin, la teneur en F-2,6-P est déjà élevée <0,58 nmole.g- 1 MF); elle augmente
encore au début de l'après-midi <0,63 nmole.g- 1 MF. En revanche l'activité de la
SPS, importante le matin (14,9 nKat), devient plus faible l'après-midi (12,7 nKat).
Ces valeurs rappellent celles obtenues en salle climatisée. Bien qu'un suivi
régulier au fil des heures de la journée n'ait pas été réalisé, il semble que les
évolutions de l'activité de la SPS et de la teneur en F-2,6-P soient comparables
au champ et dans des conditions contrôlées de température et d'éclairement.
Toutefois, l'activité au champ est plus élevée pour la SPS.

---

10
(J)
W
Cl:
<:
8
--J
0
LL
(J)
W
6
CJ
<:
f-
W
4
20
40
60%
Figure 17. Influence de l'étage foliaire sur la distribution du radiocarbone (pour cent de la
radioactivité totale du limbe), 5 min après la fin d'une incorporation de '4C02 effectuée au
stade RI, a 8!, (T.u.).
0 acides aminés libres;
e· acides organiques:
0 glucides
hydrosolubles; • amidon
10
(J)
W
Cl:
<:
8
--J
o
LL
(J)
w 6
CJ
<:
f-
W
4e....-~=---~~
-=-=--=-----'
50
100
. .
-1
.Teneur (~m<;>le Eq glucose.g MF)
Figure 18. Influence de lëtage foliaire sur les teneurs (pmole Eq. glucose.fT'MF) en
saccharose 4. el amidon  , au stade RI. Prélèvements effectués à 8 h (T. UJ.

---

38
Tableau 10.
Teneur en F-2,6-P (nmo/es.g-' MF) et activité de /17 SPS (nKalg-' MF au
moment de /a lIoraison. Moyenne de 4 échantillons ± écart type.
Matin
Après -midi
F-2.6-P
0,58 ± 0.07
0,63± 0.08
SPS
14.9
±1,S
12.5
±1,3
2° Comparaison entre les dive.rs élages foliaires.
a) Répartition du carbone fixé entre amidon et saccharose.
La répartition du carbone 14 entre les principaux groupes de métabolites
est analysée après des incorporations de 14C02 effectuées le matin (9 h T.U'> sur
chacune des feuilles d'une même plante en début de floraison. La fraction
glucides hydrosolubles constituée essentiellement de saccharose. prédomine
largement avec 50 à 60 % de la radioactivité incorporée (fig. 17). La F10, située au
sommet de la tige,est en plein développement; elle contient peu de saccharose
marqué et se caractérise par une radioactivité importante dans la fraction "acides
aminés libres" (près de 42 % de la radioactivité totale). Le marquage de l'amidon
est un peu plus important dans les feuilles du bas qui sont plus âgées.
b) Ouantités de saccharose el d'amidon.
Au tout début de la floraison, les feuilles sont plus riches en saccharose au
champ qu'en salle climatisée: la teneur peut même devenir supérieure à celle de
J'amidon. Les teneurs en saccharose et amidon à 9 h (T.U.) sont maximales dans
les feulles médianes F6. F7, Fa (fig. 18).
c) Teneur en F-2,6-P et activité de /a Sps.
Au stade VS, les deux premières feuilles trifoliolées qui ont atteint leur
masse définitive présentent une teneur faible en F-2,6-P et une activité élevée
pour la SPS Oig. 19). La troisième feuille trifoliolée a également terminé sa
croissance. mais sa teneur enF-2,6-P est plus élevée que celle des précédentes
tandis que l'activité de la SPS est légèrement plus faible. Les feuilles F4 et FS. en
cours de développement, sont caractérisées par une teneur encore plus élevée
en F-2.6-P. mais une activité limitée pour la SPS. Au stade V7, l'activité de la

---

A
8
c
en
w
a:
<:
....J
o
LL
en
w
<.?
<:
1-
W
2
3
4
5
10
15
20
0,2
0,4
0,6·
MASSE Cg.MF)
SPS en katg- 1MF)
F2-6BP en mole.g1MF)
Figure 19. Evolution de la masse de matière fraiche (A), de l'activité de la SPS (B) et de la
teneur en F -2. 6-P (C) en lonction de l'étage loliaire et du stade de développement.
o Vs. cinq feuilles trifoliolées;
• V7. sept feuilles trifoliolées; Ù R1. début floraison.
Prélèvements effectués à 8 h (T.U.). Moyenne de 2 échantillons.

---

39
SPS a fortement diminué pour la F1. Les feuilles F2, F3 et F4 présentent un
gradient croissant pour la masse, la teneur en F-2,6-P et l'activité de la SPS. Les
feuilles plus jeunes Fs et Fs sont plus riches en F-2,6-P ; leur SPS est encore
peu active.
Au début de la floraison, le développement du système foliaire est très
avancé. Une corrélation étroite apparaît entre la masse des feuilles et l'activité de
la SPS. Les feuilles du bas sont sé'nescentes et leur activité a beaucoup diminué
par rapport au stade V7 ; les suivantes ,insérées dans la région médiane de la
tige, sont les plus grandes et les plus actives: celles du haut du pied (Fl0 et Fll),
en pleine croissance, présentent les caractéristiques des organes jeunes avec
une faible activité pour la SPS et une teneur élevée en F-2.6-P· Cette dernière
teneur croît, d'ailleurs, très progressivement depuis F3 jusqu'à F1l. Dans
l'ensemble, les variations selon les étages foliaires sont analogues à celles
observées en salle climatisée, mais elles sont beaucoup plus prononcées ; les
feuilles de la région médiane de la tige se caractérisent par des valeurs
nettement plus élevées en ce qui concerne l'activité de la SPS.
B - Le grossissement des graines.
t 0 Métabolisme carboné dans une feuille de la région médiane de la
tige (tOO noeud).
a) Répartition du carbone plJotosyntlJétique entre les divers groupes de
métabolites foliaires et évolution au cours de lajournée.
Comme à la floraison. les incorporations de 14(;02 sont effectuées in situ
le matin à 7 h (T.U) ou en milieu de journée (12 h). La distribution du carbone
entre les divers groupes de métabolites est sensiblement la même, aussi bien le
matin que l'après-midi (Tableau 11). Les acides aminés. très marqués au temps
t =0, perdent la majeure partie de leur radioactivité au cours des 2 h de chasse;
les chaînons carbonés de la glycine et la sérine sont utilisés pour la formation
des glucides. En revanche, le marquage des acides organiques augmente
légèrement. L'ensemble glucides hydrosolubles + composés exportés, formé
surtout de saccharose. est largement majoritaire. On retrouve, comme au stade

---

400
r-.
~T
cr
r----J
m
~
'-'
T
1
l~T
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T
0
w
!-
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I---i- -.
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jX~T
0
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1
1
•
0
l
oC(
0::
to
tO+2
to+4,5·
to+7·
to+9
. to+11
to+24
TEMPS Ch)
Figure 20. Evo/ution de /a radioactivité au cours des 24 h qui suivent des incorporations
de f4C02. Celles-ci. de durée 10 min, sont réalisées (à 7 h T.U'> au champ sur des feuilles
in siluà l'époque du grossissement des graines (stade R7). Le premier prélèvement est
effectué 5 min après la fin de la charge.
• radioactivité totale du limbe:
D. glucides
hydrosolubles foliaires:
 amidon foliaire:
0 radioactivité exportée. Moyenne de 4
échantillons ± écart type.

---

40
t!oraison, une synthèse d'amidon un peu plus grande le matin que l'après-midi.
En revanche, et contrairement à la tloraison, les migrations vers le reste de la
plante sont un peu plus importantes l'après midi (31 % 2 h après l'incorporation)
que le matin (24 %).
Tableau 11. Répartition de la radioactivllé (kBq entre les divers groupes de métabolites
foliaires a lëpoque du grossissement des graines immédiatement après la charge en I4C02 (t
= (J) el2 h plus lard (1 = 2) Les pourcentages par rapport à la radioactivité totale incorporée
sont indiquées entre parenthéses. Moyenne de 3 échantillons; les écarts types sont voisins de
6%)
A. Incorporations à 7 h (T.U.)
t =0
t := 2
Acides aminés
113
(21.8 %)
25
(4,9 %)
Acides organiques
37
(7.1 %)
42
(8,2 %)
Glucides hydrosolubles
284
(54,9%)
179
(35.2 %)
Amidon
84
(16.2 %)
141
(27,7 %)
Composés exportés
0
122
(24,0 %)
B. 'ncorporations à 12 h
Acides aminés
146
(33,4 %)
17
(3.9 %)
Acides organiques
29
(6.6 %)
42
(9,6 %)
Glucides hydrosolubles
209
(47.9%)
126
(28,9%)
Amidon
53
(12,1 %)
116
(26,6)
Composés exportés
0
135
(31,0 %)
La majeure partie de la radioactivité (51 %) est exportée vers les gousses de
l'étage de l'incorporation (Tableau 12). Viennent ensuite les étages intérieurs
(28 %) et les racines (10 %). très peu de radiocarbone (3 %) remonte vers les
étages supérieurs.
La figure 20 indique le devenir du marquage des métabolites foliaires
jusqu'au lendemain matin, 24 h après l'incorporartion. La radioactivité de
l'amidon demeure stable au cours de la journée et diminue durant la nuit. En
revanche, les glucides hydrosolubles foliaires sont expxortés vers les organes
receveurs, rapidement au cours des premières heures qui suivent l'incorporation,
plus lentement ensuite. Cette évolution est sensiblement identique à celle
observée lors de la floraison.

---

~
~
al
~300
CIa
o
CJ
::J
-.al200
tr
lU
4)
-oe100
3
ct:
;:)
lU
~
~
7
I l
15
19
7
HEURE DU JOUR (h)
Figu re 21. Evolution des teneurs (pmole Eq.glucose.!T'MF) en saccharose 6. et amidonA
au cours de la journée. Moyenne de 4 échantillons ± écart type.
6
9
12
14
16
HEURE DU JOUR (h T.U.)
Figure 22. Evolution de la teneur fnmole .!T' MF) en F-2,ô-P au cours de la journée, au
stade grossissement des graines. Moyenne de 4 échantillons ± écart type.

---

41
Tableau 12. Répartition. entre les divers étages de la plante. de la radioactivité exportée
{kBq}. 2 h après l'incorporation de 14C02, eHectuée à 7 h à l'époque du grossissement des
graines Les pourcentages par rapport à la radioactiv.te totale exportée sont indiquées entre
parenthèses.
Etage de l'Incorporation
- pétiole de la feuille source
9.8
(8.0 %)
- cosses
4,5
(3.7 %)
- graines
57.8
(47,4 %)
Etages supérieurs
- tige
1.8
(1.5 %)
- gousses
1.8
(1.5%)
Etages intérieurs
- tige
18,1
!14.8 %)
- gousses
15.5
(12.7 %)
Racines
12.7
(10.~
b) Ouantités de saccharose et d'amidon.
La teneur en saccharose (fig, 21), assez faible le matin à 7 h (26 )lmoles
Eq.glucose.g- l
MF), augmente régulièrement au cours de la journée pour
atteindre un maximum à 14 h. Elle diminue ensuite surtout au cours de la nuit.
Par rapport au saccharose, l'amidon est beaucoup plus abondant· et ses
variations au cours de la journée sont plus imprtantes ; la teneur maximale (293
)lmoles Eq.glucose.g- l MF) est atteinte vers 14 h. Ensuite au cours de l'après-
midi, l'hydrolyse commence et se poursuit durant la nuit.
Dans l'ensemble, lors du grossissement des graines, les teneurs en
amidon et saccharose sont légèrement inférieures à celles du stade floraison,
mais leur évolution journalière reste comparable.
c) Teneur en F-2,6-P et activité de la SPS.
Parra"èlement
au
suivi
de
la
répartition
du
carbone
fixé
par
photosynthèse. les teneurs en F-2,6-P et de l'activité de la SPS sont mesurées
sur des feuilles adultes du même rang. La teneur en F-2,6-P (fig. 22) reste
sensiblement constante durant la matinée (0,4 /lmole.g- 1 MF) ; elle présente un
maximum vers 14 h et diminue ensuite en cours de soirée.
Dans l'ensemble. l'activité de la SPS est plus faible qu'à la floraison

---

6
~
·12
14 .
16
HEURE DU JOUR (h T.U.)
Figure 23. Evolution de l'aclivité fnKa/.g-' MF) de la SPSaucours delajournée, austade
grossissement des graines. Moyenne de 3 échantillons ± écart type.

---

42
8,7 nKat.g- 1 MF le matin au heu de 14,9. Son évolution au cours de la journée est
représentée sur la figure 23. Durant l'après-midi, cette activité augmente jusqu'à
atteindre 13,6 nKat.g- 1 MF à 16 h ; ce qui est très différent de la floraison où
l'activité diminue par rapport à la matinée.
2° Comparaison enlre les divers élages foliaires.
A l'époque du grossissement des graines, la croissance de la tige est
terminée, bien que Kingsoy soit une variété indéterminée: le nombre de noeuds
est d'une vingtaine environ: les premiers à partir du bas, ne portent plus de
feuilles: devenues sénescentes, elles sont tombées ; en revanche. ces noeuds
sont le point de départ de ramifications.
Tableau 13 Répartition du radiocarbone (kBq Jentre les divers groupes de métabolites
foliaires;j l'époque du grossissement des graines immédiatement aprés la charge en I4C02 (t
= 0) et 24 h plus tard ft = 241 les pourcentages par rapport à la radioactivité totale incorporée
sont indiquées entre parenthéses. Movenne de 3 échantillons: les écarts types sont voisins de
6 %)
A. Feuille du bas (8éme noeud)
t = 0
t = 24
Acides aminés
54
(10,7 %)
6
(1,2 %)
Acides organiques
49
(9,7 %)
34
(6.7 %)
Neutres
274
(54.4%)
35
(6,9 %)
Amidon
115
(22.8 %)
103
(20.4 %)
Protéines
12
(2,4 %)
22
(4,4 %)
Transferts
o
304
(60,4 %)
B. feuille du haut (16ème noeud)
Acides aminés
55
(10.5%)
5
(1.0 %)
Acides organiques
53
(10,1%)
27
(5.1 %)
Neutres
280
(53,6%)
18
(3,4%)
Amidon
120
(22,9 %)
81
(15.5%)
Protéines
15
(2.9 %)
27
(5,2 %)
Transferts
o
365
(69.8 %)
a} Repartilion du radiocarbone après incorporalion du 14 CO..?
La répartition du carbone 14 est mesurée sur les premières feuilles du bas

---

A
8
G
14
12
10
CI)
W
cr:
<:
8
::i
0
U-
6
CI)
W
Cl
<:
4
1-
W
2
1
2
3
4
5
10
15
20
0,2
0,4
0.6 .
MASSE (g.MF)
SPS en katg-1MF)
F2-6BP en mole.g1MF)
Figure 24. Evolution de la masse de matiere fraiche t4), de l'activité de la SPS (8) et de la
teneur en F-2,8-P (C) en fonction de l'étage foliaire
au début du grossissement des
graines (stade R5J. Prélèvements effectués à 8 h (T.U.). Moyenne de 2 échantillons.

---

43
(8ème noeud) et sur celles du haut (16ème noeud) au temps t = 0, puis 24 h plus
tard. Les résultats sont consignés sur le tableau 13. Les feuilles du 16ème noeud
assurent mieux les transferts (70 % de la radioactivité totale) que celles du 8ème
noeud (60 %).
b) Teneurs en amidon el saccharose.
Les teneurs en amidon sont mesurées en fonction des étages foliaires
(tableau 14) numérotées à partir du bas de la plante ; les prélèvements sont
effectués à 9 h (T.U.). Faible au niveau des feuilles du bas de la plante, l'amidon
augmente à partir de F16 pour atteindre le maximum au niveau de la F20. La
teneur en saccharose (tableau 15), mesurée au niveau des noeuds 8 et 16, fait
apparaître que les feuilles du bas de 'a plante sont moins riches que celles du
haut.
Tableau 14. Teneurs en amIdon (pmoles Eq glucose.fT' MF) dans les feuilles insérées sur
les divers noeuds de la tige numérotés à patfir du bas. les prélévements sont eHectués à 9 h
(T.U'> à l'époque du grossissement des graines. Moyenne de 4 échantillons ± écarts types
nO du noeud
Teneur
8
43,3 ± 4,3
9
40.6 ± 4.1
10
36.7 ± 3.9
11
36.1 ± 3.7
12
43.3 ± 4.5
13
38.3 ± 5.1
14
46.1 ± 5.2
15
32,8 ± 4,3
16
61,7 ± 6,3
17
59,4 ± 6.0
18
86.7 !;. 9.1
19
103.3 ± 10,4
20
136.1 ± 14.5
c) Teneurs en F-2, 6-P et activité de la SPS
La teneur en F-2,6-P (fig. 24) augmente régulièrement de F5 (0.2
nmole.g -1 MF) à Fl1 <0,5 nmole.g -1 MF), ensuite elle est sensiblement constante
pour toutes les feuilles du haut du pied.

---

A
RADIOACTIVITE
GLUCIDES
AMIDON
DU LIMBE
HYDROSOLUBLES
100
50
t"""'
-0)
' -
0
a.
' -
0
0
c
co
+-'
0
to
to+2 to+24
to
to+2
to+24
to
to+2
to+24
+-'
TEMPS(h)
B
RADIOACTIVITE
GLUCIDES
W
AMIDON
1-
DU LIMBE
HYDROSOLUBLES
-100
>
1-
a
<{
o
o
<{
a:
50
tb
tb+2
tb+1 9
tb
tb+2 tb+19
tb
tb+2
tb+19
TEMPS(h)
Figure 25. Influence des irrigations fertilisantes sur l'évolution de la radioactivité de
l'ensemble du limbe el; en particulier, de l'amidon et des glucides hydrosolubles. Les
incorporations de 14C02 sont réalisées au champ sur des feuilles in situ à l'époque du
grossissement des graines (stade R6). A, incorporations effectuées le matin à to = 7 h (T.U'>
B. incorporations effectuées en milieu de journée à t'a = 12 h.
0 témoin; • irrigations
fertilisantes. Moyenne de 3 échantillons.

---

44
Tableau 15. Teneurs en saccharose (pmoles Eq glucose.fT 1 MF) dans les feuil/es du bas du
pied (8éme noeud) et du haut du pied ( l68me noeud). les prélèvements sont effectués à 9 h
(T.U.) à l'époque du grossissement des graines. Moyenne de 6 échantillons ± ècarts types
nO du noeud
Teneur
8
28.2 ± 3.5
16
53.0 ±
6.1
La courbe indiquant l'activité de la SPS en fonction des étages foliaires est
semblable à celle observée lors de la floraison avec un décalage vers le haut du
pied, car les feuilles ...1u bas sont tombées. Ce sont toujours les feuilles médianes
qui présentent une activité maximale.
Remarque. Cette étude est réalisée au tout début du grossissement des
graines (stade RS), époque où l'activité de la SPS est la plus élevée, tandis que
les mesures de la figure 23 sont effectuées vers la fin du grossissement des
graines (stade R7). La comparaison des valeurs obtenues montre que l'activité de
la SPS diminue fortement à mesure que l'on approche de la maturation des
graines.
3° Influence des irrigations fertilisantes.
Les cultures traitées reçoivent 100 kg.ha- 1 d'azote sous forme d'urée
ajoutée à l'eau d'arrosage: ils sont répartis en deux interventions aux stades R3
et R4. Les cultures témoins bénéficient uniquement d'apport d'eau. Pendant le
remplissage des graines (stade R6), aprés des incorporations de 14C02,de durée
10 min,réalisées à 7 h (T.U.), le devenir du radiocarbone foliaire at sa distribution
entre amidon et saccharose sont suivis au cours de la journée jusqu'au
lendemain 7 h (fig. 25).
La radioactivité foliaire, qui diminue plus vite dans les feuilles des plantes
traitées. témoigne de transferts d'assimilats plus rapides. Corrélativement , les
plantes traitées renferment moins d'amidon marqué que le plantes témoins; en
revanche, elles renferment davantage de glucides hydrosolubles marqués. Ces
résultats se retrouvent aussi bien pour les incorporations réalisées à 7 h que pour

---

A
B
"""0-
CQ400
~
UJ
....
-~t::300
(J
r
~
o
-~200
a:
100
7
1 1
14
16
12
HEURE DU JOUR (h T.U.)
Figure 26. Influence du déficit hydrique sur l'évolution des composés marqués au cours
des heures qui suivent des incorporations de I4C02. Celles-ci, de durée 10 min, sont
réalisées au champ sur des feuilles in situà l'époque du grossissement des graines. Le
premier prélèvement est effectué 5 min après la fin de la chasse.
• radioactivité totale du
limbe;
0 acides aminés libres;
• acides· organiques;
6. glucides hydrosolubles
foliaires; .... amidon foliaire;
0 radioactivité exportée.
A, incorporations effectuées à 7 h
(T.U.). B. incorporations effectuées à 12 h. Moyenne de 3 échantillons ± écart type.

---

45
celles réalisées à 12 h. La seule différence se situe au niveau de la part de
radiocarbone orientée vers l'amidon, qui est plus faible pour l'incorporation
réalisée à 12 h. Malgré cette distribution préférentielle en faveur du saccharose,
l'activité de la SPS est légèrement plus faible: 8,9 nKat.g- 1 MF au lieu de 10,3
chez le témoin.
4° Le slress hydrique.
Il s'agit pour l'essentiel de sécheresses naturelles qui ont caractérisé les
derniers étés: en juillet-août 1989, il est tombé seulement 33 mm de pluie. L'effet
du stress hydrique est étudié durant le mois d'août, lors du grossissement des
graines; cette époque est très critique pour le Soja: un déficit hydrique important
peut entraîner alors une diminution du rendement en graines de 65 % (ECK el al,
1987).
a) Repartilion du 14C entre les divers groupes de melabol/ïes foliaires el
evolulion au cours de laJournee.
Comme pour les expérimentations précédentes, des incorporations de
14C02 sont effectuées J/Js/ït{ le matin à 7 h (T.U'> ou en milieu de journée (12 h).
Au temps t =0, la feuille a incorporé plus de radioactivité le matin (459 kBq) que
l'après-midi (254 kBq), ce qui traduit une activité photosynthétique meilleure en
matinée. Ici encore la majeure partie du radiocarbone (plus de 60 % pour t = 2 h)
se retrouve dans les glucides hydrosolubles et les composés
exportés
(tableau 16). Toutefois, la synthèse de l'amidon est élevée le matin (27 % de la
radioactivité totale) et très faible l'après-midi (7,9 %). Malgré la chaleur, les
transferts sont plus importants l'après-midi (35,8 % de la radioactivité totale) que
le matin (28,3 %).
La fig. 26 indique le devenir du marquage des divers groupes de
métabolites au cours de la journée; elle met en évidence la diminution de la
radioactivité des glucides hydrosolubles et l'augmentation correspondante des
composés exportés : le transfert de ces derniers est sensiblement le même le
matin et le soir.

---

7
9
11
13
lS'
17
1
HEURE DU JOUR (h T.U.)
Figure 27. Influence du déficit hydrique surl'évolution des teneurs (pmole Eq.glucose.
g-I MF) en amidon ( f). déficit hydrique, Â témoin) et saccharose (0 déficit hydrique,
• témoin) au cours de la journée. au stade grossissement des graines. Moyenne de 3
échantillons ± écart type.

---

46
Tableau 16. Répartition de la radioactivité (kBq) entre les divers groupes de métabolites
foliaires à l'époque du grossissement des graines immédiatement après la charge en 14C02 ft
= (J) el l' h plus lard (1 =2J. chez des plantes qui onl subi une longue sécheresse eslivale. Les
pourcentages par rapport à la radioactivité totale incorporée sont indiqués entre parenthèses.
Moyenne de 3 échantillons; les ècarts types sont voisins de 6 %)
A. Incorporations à 7 h (T.U.)
t=O
t =2
Acides aminés
39
(8,4 %)
8.2
(1,8 %)
Acides organiques
30
(6.5 %)
31.3.
(6,8 %)
Neutres
364
(79,4 %)
165.0
(36,0 %)
Amidon
26
(5.7 %)
124.0
(27,1 %)
Composés exportés
0
129.5
(28,3 %)
B. Incorporations à 12 h
Acides aminés
27
(10.6 %)
9
(3.5 %)
Acides organiques
22
(8.7 %)
36
(14,2 %)
Glucides hydrosolubles
181
(71,3 %)
98
(38.6 %)
Amidon
24
(9,4 %)
20
(7.9 %)
Composés exportés
0
91
(35.8 %)
b) Quantités de saccharose et d'amidon.
La quantité d'amidon accumulée (fig 27) est très élevée. nettement
supérieure à celle de la feuille témoin. Oéja forte en début de matinée (600
Jlmoles Eq.glucose.g- 1 MF). elle augmente régulièrement pour atteindre un
maximum à,18 h (836 Jlmoles Eq.glucose.g- 1 MF). La teneur en saccharose est
supérieure elle aussi à celle de la feuille témoin; élevée en début de la matinée
(37,3Jlmoles Eq.glucose.g- 1 MF). elle augmente progressivement jusqu'à 13 h 30
(77.5 Jlmoles Eq.glucose.g- 1 MF) et reste sensiblement constante durant la fin de
la journée.
c) Teneur en F-2, 6-P etactivité de la SPS
En début de matinée. la teneur en F-2,6-P des plantes stressées (fig. 28)
est relativement faible (0,4 nmole.g- 1 MF) ; mais elle augmente ensuite
rapidement et devient plus importante que pour le témoin.
En revanche. l'activité de la SPS
de la feuille stressée (fig. 29) est
inférieure durant toute la journée à celle de la feuille témoin. Elle croit au cours de

---

~
:eca~,8
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§
IJJ
.<:
~,4
9
1 1
13
.
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17.
HEURE DU JOUR (h T.U.)
Figu re 28. Inlluence du déficit hydrique sur l'évolution de la teneur fnmole.g-' MF) en F-
Z ô-p au cours de la journée, au stade du grossissement des graines: .déficit hydrique.
CJ témoin. Moyenne de 3 échantillons ± écart type.
5
9
1 1
13
15
17
HEURE DU JOUR (h T.U.)
Figure 29. Influence du déficit hydrique sur l'évolution de l'activité (nkal.g-' MF) de la
SPS au cours de la journée. au stade grossissement des graines. Â déficit hydrique;
6 témoin. Moyenne de 3 échantillons ± écart type.

---

47
la matinée: de 4 nKat.g- 1 MF à 8 h 30 à 6,8 à 11 h, présente un minimum vers
14 h et augmente fortement l'après-midi pour atteindre 9 nKat.g- 1MF à 18 h.
Lorsque les cultures au champ sont réalisées dans des pots, la
sécheresse s'installe rapidement dès que l'on cesse de les arroser. La privation
d'eau, en période de grossissement des graines, se traduit le lendemain matin
(10 h) par une stimulation de J'activité de la SPS : 16.2 nKat.g- 1 MF au lieu de 11
pour le témoin (tableau 17). Mais, dès l'après-midi, cette activité devient
inférieure (13,8 nKat.g- 1 MF) à celle de la feuille témoin (15,4). Après 10 jours de
stress hydrique en pots, on retrouve les mêmes résultats qu'en plein champ: une
activité de la SPS plus faible et, à l'inverse, une teneur en F-2,6-P plus élevée
que chez le témoin bien alimenté en eau (tableaux 17 et 18).
Tableau 17. Activtlé de la SPS fnKal.fTl MF) dans les feuilles prélevées à 10 hou 16h sur
.des plantes en déficll hydrique depuis lou 10jours au dt!ibut du grossissement des graines
Premier Jour
10 h
16 h
Témoin
11.5
±
1,2
15,4
±
1.5
Déficit hydrique
16.2
± 1,7
13,8
±
1,4
Dixième jour
Témoin
8,3
±
0.9
11,4
± 1,4
Déficit hydrique
5,8
± 0,6
5.9
± 0,7
Tableau 18. Teneurs en F-2,6-P (pmole Eq glucose fT 1 MF) dans les feuilles prélevées à 10
Il ou 16 Il sur des plantes en déficit hydrique depuis 10 jours au dt!ibut du grossissement des
graines.
Wh
16 h
Témoin
0.40
i
0.04
0.50
.t
0.05
Déficit hydrique
0,59
±
0,06
0.55
t
0,06

---

48
II. DISCUSSION
-A. Amidon et saccharose pendant la phase végétative.
1 0 Comparaison avec les plantes cul/ivées en serre.
La part du carbone photosynthétique orientée vers l'amidon est un peu
plus élevée au champ qu'en serre (fig. 5 et 15). Il en résulte une teneur en
amidon supérieure (fig. 9 et 16). On note également une accumulation de
saccharose foliaire un peu plus importante. Parmi les facteurs susceptibles de
provoquer ces différences de comportement entre les deux types de culture, il
convient de citer avant tout l'intensité lumineuse. En serre, l'éclairement est faible
par rapport à celui du soleil: la plante recherche la lumière et acquiert souvent un
port de liane. En revanche, au champ, l'éclairement intense permet une
photosynthèse plus active et une production importante de trioses-P (BADGER et
al., 1984) ; STITI et al, 1984 ; FISCHER et al, 1986 ; STITI et al, 1988 ;
NEUHAUS et al., 1989). Ces trioses-P contribuent, dans le chloroplaste. à la
formation de l'amidon qui s'accumule davantage qu'en salle de culture. Par
ailleurs,
au
champ,
l'orientation
du
carbone
photosynthétique
vers
le
polyholoside est un peu plus élevée le matin que l'après-midi (tableau 8) alors
que l'inverse se produit en salle climatisée. Ceci pourrait être dû aux
températures fraîches qui caractérisent le début de la matinée: il a été montré, en
effet, que les basses températures ralentissent les transferts et favorisent
l'amidon (CALMES etaI., 1988).
Durant l'après-midi, les évolutions des teneurs foliaires en amidon sont
tout à fait comparables au champ et en salle climatisée. On note le même
flêchisement des valeurs en fin de soirée, traduisant une hydrolyse de l'amidon
alors que la synthèse se poursuit encore.
2 0 Caractère limitant de la SPS
La moyenne statistique des données de la figure 15 montre que, pour
l'ensemble de la journée. la radioactivité de l'amidon est 144 kBq et celle du

---

49
saccharose (saccharose foliaire + transferts) 256, soit 36 % pour le premier et 64
% pour le second. Par ailleurs, la droite statistique traduisant la progression des
teneurs en amidon entre 7 et 15 h (fig. 16) fait apparaître une augmentation
horaire de 28,3 Ilmoles Eq glucose par gramme de matière fraiche. Compte tenu
de la proportion 36 % pour l'amidon et 64 % pour le saccharose, on peut admettre
que la synthèse horaire du diholoside est de 50 J.1moles Eq glucose par gramme
de matière fraîche, soit 25 J.1moles de saccharose.h -1.g-1 MF. L'activité de la
SPS mesurée l'après-midi (tableau 10) est de 12,7 nKat, soit 45,7 J.1moles de
saccharose formé par heure et par gramme de matière fraîche. Après 15 h,
l'amidon ne s'accumule plus, aussi on peut considérer que la SPS doit alors
prendre en charge tout le carbone fixé par photosynthèse, soit 50 + 28,3 = 78,3
J.1moles Eq glucose.h-1.g-1 MF; elle synthétise donc 39 Ilmoles de saccharose
par heure et par gramme de matière fraîche. La comparaison de cette dernière
valeur avec celle de l'activité maximale de la SPS (45,7 J.1moles .h-1.g-1 MF in
vitro lorsque les concentrations en substrats sont optimales) montre que l'on est
très proche de la saturation et que cette enzyme peut être un facteur limitant pour
la production végétale.
3° Comportement des divers étages foliaires.
Pendant la période végétative, les différences dans la distribution du
carbone selon les étages foliaires dépendent surtout de l'âge de la feuille. Les
feuilles du bas et du centre, qui sont adultes, synthétisent davantage de
saccharose et moins d'amidon que celles du haut (fig. 7 et 8).
Au début de son développement, la jeune feuille est un organe receveur.
Elle reçoit principalement du saccharose, source d'énergie et de chaînons
carbonés nécessaires à sa croissance. La teneur élevée en F-2,6-P favorise
l'utilisation du diholoside en activant, en particulier, la PPI-PFP qui transforme le
F-6-P en F-1,6-P. Par la suite, ses capacités photosynthétiques augmentent. La
diminution de la teneur en F-2,6-P limite la dégradation au profit de la synthèse,
enlevant l'inhibition de la fructose-1,6-bisphosphatase ; l'activité de la SPS croît.
Ainsi, la feuille synthétise de plus en plus de saccharose qu'elle peut exporter et
elle devient un organe donneur.

---

50
Au moment de la floraison, se trouvent sur la même plante, des feuilles
d'âge différent ; les feuilles du bas, formées
les premières, sont déja
sénescentes;
au-dessus
les feuilles
adultes se comportent en
organes
donneurs; les suivantes ont atteint leur taille définitive, mais continuent de
s'enrichir en composés azotés: elles constituent à la fois des organes donneurs
et receveurs; enfin, celles du haut, en plein développement, sont avant tout des
organes receveurs. La décroissance régulière de la teneur en F-2,6-P depuis le
haut de la plante jusqu'en bas correspond au passage progressif d'une feuille du
stade organe receveur au stade organe donneur.
La comparaison des masses des diverses feuilles (fig 19 A) d'une plante
montre C;:Je les plus grandes sont situées dans la région médiane de la tige
;
elles présentent un fonctionnement métabolique intense comme en témoigne
l'activité de la SPS (fig. 19 B) et les teneurs en saccharose et amidon (fig. 18) qui
sont supérieures à celles des autres feuilles. Le fait que la teneur en F-2,6-P de
ces feuilles médianes soit plus élevée au stade R1 (fig. 19 C) qu'au stade R5
(fig.24 C) est l'indice que, au moment de la floraison, elles utilisent encore pour
elles mêmes une partie de leurs photosynthétats : d'ailleurs leur protéogenèse
continue d'être importante (CALMES et VIALA, 1987).
B. Amidon et saccharose lors du grosissement des graines.
1 0 Les plantes témoins.
Le grossissement des graines est la période durant laquelle les besoins en
saccharose et les transferts vers les gousses sont très importants : aussi les
teneurs foliaires en saccharose et amidon sont plus faibles qu'à la floraison ( fig.
16 et 21). La distribution du carbone fixé par photosynthèse entre les deux
glucides n'est pas fondamentalement modifiée: toutefois l'amidon est un peu
moins favorisé surtout l'après-midi.
Entre 6 et 16 h (T.U.) la teneur en F-2,6-P reste sensiblement constante
(fig. 22) et l'activité de la SPS croît légèrement (fig. 23). Ceci témoigne d'une
activité métabolique régulière et soutenue durant la plus grande partie de la
journée. Toutefois, l'activité de la SPS est plus faible qu'à la floraison :

---

51
10.3 nkat.g- 1 MF au lieu de 13,8. On peut attribuer ce fait à l'appauvrissement du
limbe en protéines: au cours de la fructification, la teneur foliaire en azote total
passe de 6 % de la matière sèche à la floraison à 2 % à maturité (CALMES et al.,
1983). Il est probable que toutes les protéines, y compris les enzymes, sont
concernées par cet appauvrissement.
Suivant le même mode de calcul que celui utilisé en période de floraison, il
est possible de déterminer les quantités moyennes d'amidon et de saccharose
formées par heure et par gramme de matière fraîche. Les valeurs moyennes de
radioactivité (fig. 20) montrent que 28,5 % du carbone photosynthétique est
orienté vers l'amidon et 71,5 % vers le saccharose. La droite statistique issue des
données de la figure 21 indique, entre 7 et 14
h, une accumulation foliaire
d'amidon de 24,4 IlmoleEq.glucose h-1 MF. On en déduit que la quantité de
saccharose formé est de 61,2 Ilmole.Eq.glucose.h-1 .g-1 MF, soit 30,6 Ilmoles de
saccharose. Cette valeur est très proche de la possibilité maximale de la SPS qui
est de 37,1 Ilmoles.h -1 MF, surtout l'après-midi où les oses issus de l'hydrolyse
de l'amidon doivent aussi être écoulées. En définitive, au stade grossissement
des graines, l'activité de la SPS de la feuille est voisine des capacités maximales
mesurées ill vlïro.
Le métabolisme du carbone fixé par photosynthèse présente quelques
différences suivant les étages foliaires. Les sojas de type indéterminé, tel que
Kingsoy, sont caratérisés par un ventre de production situé dans les étages
moyens où les graines sont particulièrement nombreuses (PUECH et BOUNIOLS,
1986). Les feuilles correspondant à ces étages ont, le matin, des teneurs en
amidon et saccharose relativement faibles: au cours de la nuit, les transferts se
sont bien effectués. En revanche, dans les étages supérieurs, les accumulations
résiduelles des deux glucides sont plus importantes. Les transferts étant moins
efficaces une partie du saccharose reste sur place et, par effet de rétro-inhibition,
davantage de carbone fixé est dévié vers l'amidon, d'autant plus que ces étages
supérieurs, particulièrement bien éclairés. ont une photosynthèse active.
Les feuilles restantes du bas du pied (8ème noeud) sont déjà sénescentes
et plus ou moins à J'ombre à l'intérieur du couvert; leurs exportations sont moins
efficaces (tableau 13) que celles des feuilles des étages moyens plus jeunes et
mieux éclairées.

---

52
2° Influence des irrigations fertilisantes.
Un remplissage efficace des graines, très riches en protéines (40 à 43 %
de la matière sèche, (CALMES el al., 1989) suppose que la plante dispose de
beaucoup d'azote; ce dernier provient, soit de la fixation par le Bradyrhizobium,
soit d'engrais fournis à la culture. Une fumure azotée trop importante au moment
du semis peut inhiber la nodulation (RIGAUD, 1976). L'apport d'azote sous forme
d'irrigations fertilisantes, en période de formation des gousses, stimule la
photosynthèse (CALMES el al., 1988) et favorise légèrement la répartition du
carbone fixé vers le saccharose au détriment de l'amidon (fig. 25). On pourait
s'attendre à une activité de la SPS légèrement supérieure (KERR el al., 1984),
mais ce n'est pas le cas: on note même une diminution. Il se pourrait que les
mesures d'activité aient été effectuées trop tardivement en fin du remplissage
des graines. En effet, les irrigations fertilisantes favorisent également la
remobilisation de l'azote des protéines foliaires au profit des graines (CALMES el
al. ,1988) ; lors des mesures, cette remobilisation aurait déjà affecté fortement la
SPS. D'ailleurs, une autre détermination, effectuée 8 jours plus tard, fait
apparaitre une diminution encore plus importante: l'activité n'est plus que de 5,5
nkat.g- 1 MF.
D'un point de vue agronomique, les effets bénéfiques des irrigations
fertilisantes ne se retrouvent pas toujours dans le rendement en graines. car on
note souvent chez les variétés indéterminées, comme Kingsoy, une exubérance
des organes végétatifs, ce qui favorise la verse et les attaques fongiques
( Sclérolinia par exemple).
3° Influence du déficit hydrique.
Le manque d'eau influe sur le métabolisme azoté: la nitrogénase et la
nitrate réductase sont moins actives (OBATON el aJ., 1982 ; BOUNIOLS et al.,
1982) : la protéogénèse se ralentit (BRADFORD et HSIAO, 1982). Au niv&au du
métabolisme carboné, la photosynthèse devient limitée; elle est encore assez
active le matin, mais diminue rapidement l'après-midi en raison, notamment. de
la fermeture des stomates (BENGOUA, 1982). Nos résultats montrent qu'au cours

---

53
du déficit hydrique la répartition du carbone fixé par photosynthèse entre amidon
et saccharose continue de se faire en faveur de ce dernier (plus de 60 %).
L'augmentation de la teneur foliaire en saccharose constitue l'une des
caractéristiques du manque d'eau. Cette accumulation mise également en
évidence chez le Sorgho (JONES el aL, 1981) et le Blé (MUNNS el aL, 1979)
contribue à la réalisation d'une pression osmotique élevée (MORGAN, 1984) qui
limite la transpiration.
Au cours du déficit hydrique le F-2,6-P devient plus abondant (tableau 18)
et l'activité de la SPS faiblit considérablement (tableau 17). Ces évolutions,
ajoutées à l'effet inhibiteur dû à l'accumulation du saccharose, ne peuvent que
favoriser la synthèse de l'amidon et celui-ci devient plus abondant (fig. 27).
Durant la nuit, l'amidon ne s'hydrolyse que partiellement: un tiers environ est
renouvelé chaque jour; le reste correspond à des réserves amylacées qui
pourraient constituer un facteur de résistance au déficit hydrique (BENSARI el aL,
1990).
Oans notre expérimentation, l'exportation des photoassimilats depuis les
feuilles jusqu'aux organes receveurs ne semblent pas affectée par le déficit
hydrique même au cours de l'après-midi où la chaleur est élevée (tableau 16).
En revanche, d'après certains auteurs (HARlT, 1967 ; HSIAO, 1973), elle serait
assez sensible au manque d'eau; mais d'après TALOUIZTE el aL, (1987), cela
pourrait dépendre des conditions de milieu (absence ou présence de nitrate),
En conclusion, l'effet du déficit hydrique sur le métabolisme carboné est
complexe. En laissant de côté la limitation de la photosynthèse non étudiée dans
ce travail, la distribution du carbone fixé se fait toujours en faveur du saccharose,
mais ce dernier, qui d'ordinaire ne s'accumule pas, devient abondant dans la
feuille où il limite la transpiration; toutefois, le surplus est transféré sans difficulté
vers les organes receveurs. La formation d'amidon est elle aussi favorisée,
surtout en matinée, par la teneur élevée en F-2,6-P, la faible activité de la SPS et
l'abondance du saccharose ; elle contribue à la survie de la plante dans ces
conditions difficiles.

---

DEUXIEME PARTIE
QUELQUES FACTEURS DE REGULATION
POUR LA FORMATION DU SACCHAROSE
La régulation de la distribution entre amidon et saccharose du carbone fixé
par photosynthèse est un processus complexe. Dans une revue récente, STITT et
QUICK (1989) considèrent que les mécanismes primaires de cette régulation se
déroulent dans le hyaloplasme où le F-2.6-P, la fructose-1,6-bisphosphatase et
la SPS contrôlent,
d'une manière fine,
la
synthèse du saccharose.
Le
ralentissement de cette dernière s'accompagne généralement d'une formation
plus importante d'amidon. Le rôle fondamental du F-2,6-P et de la SPS a été mis
en évidence chez les plantes cultivées en salle climatisée (chapitre III) et dans
les conditions du champ (chapitre IV).

---

55
Dans les processus de régulation, il convient de considérer la plante dans
son ensemble et , par conséquent, de prendre en compte les nombreux facteurs
susceptibles de controler son développement. Parmi ceux-ci, trois sont étudiés
dans cette deuxième partie. Tout d'abord, l'influence de la nutrition phosphatée
(chapitre V) a retenu notre attention car l'acide phosphorique intervient dans les
échanges chloroplaste-hyaloplasme et dans la régulation de l'activité de
nombreuses enzymes du métabolisme glucidique foliaire.
Le chapitre suivant (VI) est consacré à l'influence des transferts des
assimilats
foliaires
vers
les organes
receveurs.
Ces
transferts
se font
essentiellement sous forme de saccharose ; son exportation plus ou moins
importante hors du limbe ne peut que modifier la distribution, entre saccharose et
amidon, du carbone fixé par photosynthèse.
Les mécanismes nombreux et complexes qui contrôlent le métabolisme
carboné foliaire suggèrent la nécessité d'une action coordonnée. On pense tout
naturellement au rôle des hormones ; les résultats obtenus au cours de nos
expérimentations font l'objet du dernier chapitre (VII) de ce mémoire.

---

CHAPITRE CINQUIEME
INFLUENCE DU PHOSPHORE INORGANIQUE
la synthèse de l'amidon et du saccharose est contrôlée génétiquement
(HUBER, 1981), cependant elle peut être modifiée par différents facteurs , en
particulier le phosphate inorganique (Pi) qui est un régulateur important des
voies métaboliques qui distribuent le carbone fixé par photosynthèse entre les
deux glucides (STITT et al. 1987 ; GERHARDT et al., 1987). Dans le chloroplaste,
le Pi inhibe l'ADP-glucose phosphorylase, enzyme clé de la synthèse de
l'amidon ; il intervient également dans le transporteur Pi/trioses-P. Dans le
hyaloplasme, il favorise la synthèse du F-2,6-P et exerce une action inhibitrice
sur l'activité de la SPS. le chapitre bibliographique du début de ce mémoire
donne des précisions sur les divers travaux effectués.
le
rôle
fondamental
du
Pi
dans
la
distribution
du
carbone
photosynthétique entre l'amidon et le saccharose a été mis en évidence in vitro
sur des disques ou des feuilles isolées (lEEGOOD el a/' 1988 ; STITT et
SCHREIBER, 1988). Ce chapitre se propose de déterminer si une modification de
la teneur en Pi dans une plante entière peut influencer la formation du
saccharose et modifier la productivité.

---

100 - - - - - - - - - - ,
-SOf-
~
-W1- .
-
60-
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-1-U<52 40--
c
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c:
20r-
Gly
T
Pi
Figure 30. Répartition du radiocarbone fixé par photosynthèse entre l'amidon.
et le
saccharose [J foliaires. Le total de la radioactivité des deux glucides est ramené à 100.
Feuilles détachées dont le pétiole a absorbé, durant 2 h, du glycérol 100 mM (Gly) qui
séquestre le Pi, de l'eau (T) ou du KH2P04 50 mM (Pi). Quantité de 14C incorporée: 354 ±
20 k8q. Moyenne de 2 échantillons.

---

57
1. RESULTATS
A. Feuille détachée
1 0 Répartition du carbone photosynthétique entre amidon et
saccharose.
Au début de la floraison, après une heure d'éclairement, des feuilles
trifoliolées (F4) sont détachées de la plante et maintenues à la lumière durant 2 h,
le pétiole plongeant dans une solution contenant, soit 100 mM de glycérol dont le
rôle est de séquestrer le Pi (lEEGOOD el al., 1988), soit de l'eau déminéralisée
(Témoin) soit 50 mM de KH2P04.
la feuille témoin (fig. 30) oriente plus de 60 % du carbone fixé par
photosynthèse vers l'amidon. Une suralimentation en Pi, de durée 2 h, réduit la
proportion à 10 %
2 0 Activité de /a SPS et teneur en F-2, 6-P
l'activité de la SPS (tableau 19) est de 5,69 nKat.g-1 MF dans la feuille
témoin ; elle diminue légèrement (5,50 nKat.g-1 MF) en présence de Pi. En
revanche, la teneur en F-2,6-P, qui est de 0,38 nMole.g- 1 MF dans le témoin,
augmente à 0,45 dans la feuille en présence de Pi. Avec le glycérol, on note un
effet inverse: stimulation de l'activité de la SPS et diminution de la teneur en
fructose-2,6-P.
Tableau 19. Teneur en F-2,8-P fnmole.!T 1MF) et activilé de la SPS fnKat.!T 1MF) au moment
de la floraison pour des leullles détachées el des feuIlles in SItU f4ème feuIlle trlloliolée). Les
premières ont absorbè ,durant 2 h par le pètiole, du glycèrol 100 mM,
de l'eau (T) ou du
KH2P04, 50 mM (PD. Les secondes reçoivent des traitements similaires par l'intermédiaire du
pétiolule de la foliole centrale préalablement sectionnée. Moyenne de 4 échantillons. Ecart type
des mesures très voisins de 10 % des valeurs moyennes.
Feuille détachée
Feuille in Sllu
Gly
T
Pi
Gly
T
P
F-2.6-P
0.21
0.38
0,45
0,17
0,25
0,49
SPS
6.86
5.69
5.50
11.06
6.39
5.08

---

100 - - - - - - - - - - ,
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Gly
T·
P·I
Figure 31. Répartition du radiocarbone fixé par photosynthèse entre l'amidon.
et le
saccharose 0 foliaires. Le total de la radioactivité des deux glucides est ramené à 100.
Feuilles in situqui ont reçu durant 2 h par le pétiolule de la foliole centrale préalablement
sectionnée. du glycérol 100 mM (Gly) qui séquestre le Pi. de l'eau (T) ou du KH2P04 50
mM (Pi). Quantité de 14C incorporée: 388 ± 24 kBq. Moyenne de 2 échantillons.

---

58
B. Feuille in situ
10
Répartition
du
carbone
photosynthétique
entre
amidon
et
saccharose
Les deux folioles latérales de la F4, maintenues en place sur la plante, sont
alimentées par l'intermédiaire du pétiolule de la foliole centrale dont le limbe a
été supprimé: le pétiolule plonge dans un petit godet contenant du glycérol (100
mM), de l'eau (témoin) ou du KH2P04 (50 mM).
Oans la feuille témoin (fig. 31), près de 30 % du carbone s'oriente vers
l'amidon contre 70 % pour le saccharose. L'apport de Pi par le pétiolule produit
les mêmes modifications que dans la feuille détachée : orientation moindre du
carbone (25 %) vers la formation d'amidon. Inversement, l'apport de glycérol
favorise le polyholoside au détriment du diholoside.
2° Activité de la SPS et teneur en F-Z 6-P.
Comme dans le cas de la feuille détachée, l'apport du Pi par le pétiolule
ralentit l'activité de la SPS (tableau 19) : 5,08 nKat.g- 1 MF contre 6,39 pour la
feuille témoin), et augmente la teneur du F-2,6-P (0,49 nMole.g- 1 MF contre 0,25
pour le témoin). Une évolution inverse est observée en présence du glycérol.
C. Plante entière.
Le
milieu
nutritif
qui
alimente
le
système
racinaire
correspond
habituellement à une concentration de 1 mM en Pi.
Au même stade de
développement que pour les expérimentations précédentes, des lots de plantes
ont reçu durant 12 jours un supplément de Pi dans la solution nutritive sous
forme de KH2P04, de façon à atteindre respectivement 5, 10, 20, 50 mM en Pi ;
pour un des lots, le Pi a été supprimé de la solution nutritive.

---

2
4
6
8
10
12
DUREE (Jour)
Figure 32. Evolution. au iii des jours, des teneurs foliaires (nmole.g- fMF) en F-Zô-P des
feuIlles F2-F.J. Le système racinaire a été alimenté, durant 12 jours à partir de la floraison,
par des solutions nutritives contenant respectivement:
~ 0 mM de Pi ; • 1 mM de Pi ;
o 50 mM de Pi. Moyenne de 3 échantillons ± écart type.
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Lu
~
~
2
4
6
8
10
12
DUREE (Jour)
Figure 33. Evolution, au iii des jours, des teneurs foliaires (nmole.g- fMF) en F-Z Ô-P de
la leUllle Fs. Le système racinaire a été alimenté, durant 12 jours à partir de la floraison,
par des solutions nutritives contenant respectivement:
6. 0 mM de Pi :
• 1 mM de Pi :
o 50 mM de Pi. Moyenne de 3 échantillons ± écart type.

---

59
1 0 Teneur en F-2,ô-P.
a) Dans un premier temps, l'évolution de la teneur en F-2,G-P a été suivie
tout au long du traitement pour seulement trois conditions: plantes carencées en
Pi, témoins (1 mM de Pi) et plantes très surchargées en Pi (50 mM).
Les feuilles adultes F2 et F3 (fig. 32) ont une teneur en F-2,G-P qui se
situe aux environs de 0,3 nmole.~-1 MF durant les 12 jours de traitement, pour les
plantes témoins et celles carencées en Pi. Cette teneur diminue sensiblement,
jusqu'aux environs de 0,1 nmole. -1 MF, après 12 jours de traitement, pour Jes
plantes suralimentées en Pi.
Une évolution identique est observée au niveau dela feuille F5 qui, tout en
étant pleinement développée, est plus jeune (fig. 33). Les feuilles qui entourent le
bourgeon terminal (fig. 34) sont riches en F-2,G-P. mais cette teneur diminue
rapidement au fil des jours: pour les plantes carencées en Pi, la teneur qui est
trés élevée le 1er jour (0,95 nmole.g-1 MF) n'est plus que de 0,43 Je 12ème jour;
pour les plantes témoins. elle passe de 0,79 nmole.g- 1MF le 1er jour à 0,35 le
12ème jour; quant aux plantes suralimentées en Pi, la teneur est beaucoup plus
faible: 0,47 nmole.g -1 MF le 1er jour et seulement des traces le 12ème jour.
b) Dans un deux/ëme temps, l'étude est réalisée en fonction de doses
croissantes de Pi (0, 1, 5, 10, 20 ou 50 mM) dans la solution nutritive, les
répercussions sur la teneur foliaire en P sont indiquées au tableau 20. Même
après 12 jours de privation, la carence foliaire en Pi est encore limitée
(55 J,.lmole.g- 1MF au lieu de 10G dans le témoin) ; d'autre part l'augmentation de
la teneur foliaire est loin
d'être proportionnelle à l'augmentation de la
concentration dans la solution nutritive: quand celle-ci croit de 10 fois, la teneur
foliaire n'augmente que de 2,4 fois après Gjours de traitement et 4,4 fois après 12
jours.
Le tableau 20 indique également les teneurs en F-2,G-P mesurées dans
une feuille adulte au milieu (Gème jour) et en fin de traitement (12ème jour). On
observe une diminution de la teneur d'autant plus importante que la teneur en Pi
est élevée et que le traitement dure longtemps.

---

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DUREE (four)
Figu ra 34. Evolution, au iii desjours, des teneurs foliaires fnmole./T 1MF) en F-2, Ô-P des
jeunes feUIlles entourant/e bourgeon terminal. Le système racinaire a été alimenté. durant
12 jours à partir de la floraison, par des solutions nutritives contenant respectivement:
b. 0 mM de Pi ;
• 1 mM de Pi ;
IJ 50 mM de Pi. Moyenne de 3 échantillons ±
écart type.

---

60
Tableau 20. Teneurs foliaires en F-2, 8-P (nmole.!T 1A-,'F), en phosphore total (pmole.!T 1MS)
en fonction de la concentration (mM) en KH2PO.f de /.1 solution nutritive. après 8 et 12jours de
traitement (:ommence.1 la floraison. Les prélèvements sont effectués après 6 h d'éclairement.
Moyenne de 3 échantillons. Ecart type des mesures très voisin de 10 % des valeurs moyennes.
OmM
1 mM
SmM
10 mM
20mM
SOmM
Après 8 jours
F-2,6-P
0,27
0,23
.0,20
0,18
0,16
0,14
Pi
74
126
.248
319
300
429
Après 12jours
F-2,6-P
0,31
0,24
0,09
0,09
0,08
0,07
Pi
55
106
390
458
471
655
2° Activité de la SPS
Les variations de l'activité de la SPS des feuilles adultes sont étudiées en
fonction de la concentration du Pi dans la solution nutritive (tableau 21). Après 6
jours de traitement, les variaitions sont faibles: une petite augmentation entre 5
et 20 mM et une diminution pour 50 mM. L'activité se maintient encore après 12
jours aux environs de 7 nKat.g-1MF pour les plantes recevant jusqu'à 20 mM de
Pi. Au-delà, elle a diminué de moitié par rapport au témoin (1 mM).
Tableau 21. Activité de la SPS (nKal.!T 1MF), en fonction de la concentration (mM) en KH2P04
de /.1 solution nutrItive, après 8 et 12jours de trallement commence.1 laI/oraison. Les
orélèvements sont effectués après 6 h d'éclairement. Moyenne de 3 échantillons. Ecart type
des mesures très voisin de 10 % des valeurs moyennes.
OmM
1 mM
5mM
10 mM
20 mM
50mM
Après 8 jours
6,75
6,86
7,80
7,83
7.73
5,03
Après 12jours
6,75
8.14
7.42
7,92
6,92
4,44
3° Métabolisme de l'amidon el du saccharose.
a) teneur apres 6 et 12jours de traitement.
Lorsqu'on surcharge en Pi la solution nutritive, la quantité de saccharose
(tableau 22) présente dans la feuille augmente dans tous les cas après 6 jours;

---

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- 80
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20
~
a
1
5
10
20
50
P·i (mM)
Figure 35. Répartition du radiocarbone fixé par photosynthèse entre l'amidon
•
et le
saccharose 0 foliaires. Le total de la radioactivité des deux glucides est ramené à 100.
Feuilles in situsur des pieds dont le système racinaire a été alimenté. durant 12 jours, par
des solutions nutritives contenant 0, 1. 5, 10, 20 ou 50 mM de KH2P04. Quantités
respectives de 14C incorporées: 341, 362, 382. 310, 59 ou 42 kBq. Moyenne de 2
échantillons.

---

61
elle croit encore après 12 jours pour 5 et 10 mM. Quant à l'amidon, les
concentrations 5 et 10 mM favorisent son accumulation durant les 6 premiers
jours (en moyenne 325 ~moles.Eq. glucose.g- 1MF), ensuite le~ réserves
amylacées deviennent d'autant plus faibles que la suralimentation en Pi est
importante: en moyenne140 ~mole.Eq. glucose g-1MF pour 20 et 50 mM au bout
de 6 jours, 45 ~moles.Eq. glucose.g- 1MF au bout de 12 jours.
Lorsqu'on supprime le Pi dans la solution nutritive, on note après 6 jours
de carence, une accumulation d'amidon (375 ~moles.Eq. glucose.g- 1MF au lieu
de 238 dans le témoin). Cette accumulation atteint 502 ~lmoles.Eq. glucose.g-
1MF après 12 jours. En revanche, la teneur en saccharose n'est guère.#ffectée.
Tableau 22.
Teneurs foliaires en saccharose el amidon (pmole.Eq. glucose.ST 1MF), en
fonction de la concentration (mM) en KH2P04 de la solution nutrl/ive, après ô et /2jours de
traitement commencé a la floraison. Les prélèvements sont effectués après 6 h d'éclairement.
Moyenne de 3 échantillons. Ecart type des mesures très voisin de 10 % des valeurs moyennes.
OmM
1 mM
5mM
10 mM
20mM
50 mM
Après ô jours
Saccharose
16,5
24,5
33,9
29,0
43,1
36,9
Amidon
374
238
328
323
150
135
Après 12jours
Saccharose
33,6
33.2
54,2
55,7
34,7
16,0
Amidon
502
417
210
88
39
49
b) Distribution du carbone photosynthétique entre amidon et saccharose
après 12jours de traitement
C'est avec les cultures carencées en Pi que la synthèse de l'amidon est la
plus importante (fig. 35). Elle est sensiblement équivalente à celle du saccharose
lorsque la plante reçoit une alimentation de 1 et 5 mM de Pi. A partir de 10 mM de
Pi et au-delà, la formation d'amidon devient très faible: pour 50 mM, elle ne
représente plus que 10% du carbone fixé par photosynthèse.
- -

---

62
Il. DISCUSSION
A. Apport du Pi par le pétiole ou le pétiolule de la foliole centrale.
Cet apport modifie rapidement le métabolisme foliaire. La feuille détachée,
recevant uniquement de l'eau, utilise la majeure partie du carbone fixé par
photosynthèse pour la formation d'amidon (fig. 30). L'apport de Pi modifie
totalement cette utilisation et favorise J'orientation du carbone vers le saccharose
bien que son exportation ne soit pas possible. Ceci rejoint les travaux de STITI et
SCHREIBER, 1988, sur les feuilles d'Orge: un supplément de Pi a un effet
bénéfique sur la formation du saccharose. Ce dernier ne peut que s'accumuler et,
puisque la feuille est isolée, par effet de rétrocontrôle, la synthèse du diholoside
devrait se réduire. En fait le Pi
apporté extérieurement a deux effets
contradictoires: d'une part, il favorise la sortie des trioses-P du chloroplaste;
d'autre part, il stimule le 6-phospho-2 fructokinase qui fait augmenter la teneur
en F-2,6-P
(tableau 19), or ce dernier ralentit l'activité de la fructose-1,6-
bisphosphatase, enzyme clé pour la formation du saccharose (STITI etal., 1985).
Si cette enzyme était la seule à pouvoir assurer la transformation du fructose-
1,6-P en fructose-6P,il apparaîtrait une incompatibilité entre la stimulation de la
synthèse du diholoside et l'évolution du F-2,6-P. Mais ce métabolite intervient
également sur la pyrophosphate fructose-6P phosphotransférase en stimulant
son action (STITI, 1990). C'est probablement cette enzyme qui permet une plus
grande orientation du carbone vers le saccharose. Comme l'action inhibitrice du
Pi sur l'activité de la SPS (tableau 19) est assez limitée chez le Soja (NIELSEN et
al., 1989), la synthèse du saccharose peut se poursuivre.
A l'opposé, lorsque le Pi est séquestré par le glycérol, la teneur en
F-2,6-P diminue et l'activité de la SPS augmente (tableau 19), mais la synthèse
du saccharose n'est pas favorisée pour autant car l'appauvrissement du
hyaloplasme en Pi ralentit la sortie des trioses-P (LEEGOOD et al., 1988). Ces
derniers restent dans le chloroplaste où ils sont utilisés pour la formation
d'amidon. Ceci est particulièrement net avec les feuilles in situ où pourtant les
transferts vers les organes receveurs restent possibles.

---

63
B. Alimentation phosphatée par le système racinaire.
Elle ne modifie le métabolisme foliaire que très lentement. Lorsqu'il n'y a
plus apport de Pi, la carence ne s'installe que progressiment dans le
hyaloplasme, car il est alimenté par la vacuole (STITI et al.,1987) où le Pi est
accumulé (REBEILLE et al., 1985). Peu à peu, l'entrée du Pi dans le chloroplaste
devient déficitaire et la formation d'amidon est privilégiée. Par ailleurs,
l'augmentation de la teneur en F-2,6-P et la légère diminution de l'activité de la
SPS défavorise la synthèse du saccharose.
Lorsqu'on enrichit en Pi le milieu
nutritif alimentant le système racinaire, le P total de la feuille augmente: avec le
temps,
tous
les
compartiments
cellulaires,
hyaloplasme,
stroma,
vacuoles...doivent être concernés ; le carbone assimilé par photosynthèse
s'oriente de plus en plus vers la formation du saccharose (fig . 35) : on retrouve
ainsi la même orientation que celle obtenue après 2 h d'apport direct à la feuille
par le pétiole où le pétiolule. Toutefois, à l'inverse des temps courts, l'activité de
la SPS se maintient (tableau 21) et la teneur en F-2,6-P diminue fortement
(tableau 20).
Cette
diminution
favorise
l'activité
de
la
fructose-1,6
bisphosphatase et, par conséquent, la formation du saccharose: le métabolisme
foliaire paraît s'être adapté à l'abondance du Pi. Cependant, cette adaptation ne
se traduit pas, au niveau de la plante entière, par un développement plus
important. Au contraire, il apparaît des signes de dépérissement comme le
jaunissement des feuilles. Après 12 jours de suralimentation en Pi les réserves
amylacées de la feuille sont devenues très faibles (tableau 22), car l'abondance
de Pi dans le limbe a accélèré fortement la sortie des trioses-P du chloroplaste
(HELDT et al., 1977). Ceci gène le renouvellement des oses-P du cycle de
CALVIN, RuBP notamment, et pourrait expliquer une activité photosynthétique
décroissante, comme en témoigne le taux d'incorporation de 14C02 qui devient
de plus en plus faible.
Par ailleurs l'accumulation assez anormale de saccharose (55,7 J,lmole.
Eq.glucose.g- 1 MF pour 10 mM de Pi au lieu de 24,5 pour le témoin), avec ses
répercussions éventuelles sur la pression osmotique cellulaire,est l'indice de
difficultés dans les transferts des assimilats vers les organes receveurs. Ils sont
étudiés en détail dans le chapitre suivant.

---

64
En définitive, l'apport de Pi à la feuille privilégie la formation du
saccharose au détriment de l'amidon. Il modifie la teneur en F-2,6-P et l'activité
de la SPS, mais il favorise également la sortie des trioses-P du chloroplaste.
Celle-ci peut devenir trop importante en présence d'un excés d'engrais
phosphaté et le développement de la plante est profondément perturbé; (ZOMBRE
elal., 1991 >•.

---

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AMIDON ~ SACCHAROSE
SPS
F-2,6-P
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Figure 36. Influence des modifications du rapport source/puits, effectuées 24 h avant le
prélèvement, sur le métabolisme foliaire (amidon, saccharose, activité de la SPS, teneur en
F-iJ,ô-P) a l'époque de la floraison, 0 témoin;
1) effet puits augmenté en supprimant
toutes les feuilles sources sauf une:
•
effet puits diminué en supprimant l'apex et les
jeunes feuilles, Moyenne de 4échantillons ± écart type,

---

CHAPITRE SIXIEME
ROLE DES TRANSFERTS VERS LES ORGANES RECEVEURS
La productivité végétale dépend beaucoup du transfert des assimilats VE:"S
les organes receveurs. Ce transfert se fait essentiellement sous forme de
saccharose (PATE. 1980). \\1 convient donc que sa formation soit favorisée.
Toutefois, ce métabolite, responsable pour une large part de la pression
osmotique des cellules, ne peut s'accumuler que de manière limitée: ou bien sa
synthèse se bloque ou bien il est exporté vers les organes receveurs.
L'importance de l'effet puits exercé par ces derniers agit donc sur la distribution
du carbone photosynthétique entre amidon et saccharose et même, plus en
amont. sur la photosynthèse nette.
Diverses conditions susceptibles de modifier les transferts foliaires sont
étudiées : modifications observées dans des conditions normales de culture ou
perturbations engendrées, soit par l'augmentation ou la diminution artificielles
des organes receveurs, soit par des alimentations minérales déséquilibrées.
1. RESULTATS
A. Variation des transferts suivant 'es plantes et "heure de la journée.
Au champ, dans une parcelle correspondant à des conditions culturales
normales, est testée l'homogénéité du comportement des plantes au cours de la
journée. Pour cela, des incorporations foliaires de 14C02 sont réalisées
respectivement à 7 h, 13 h et 16 h (T.U.) au moment de la floraison (stade A2) et
lors du remplissage des graines (stade A6). La quantité de radiocarbone
transférée vers les organes receveurs est déterminée 2 h plus tard. Etant donné
les migrations rapides du saccharose, l'ensemble de la plante (folioles, pétioles,
gousses, racines) est analysé. Le tableau 23 indique le marquage des divers

---

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SPS
F-2,6-P
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Figure 37. Influence des modifications du rapport source/puits- effectuées 24 h avant le
prélévemenl, sur le métabolisme loliaire (amidon, saccharose, activité de la SPS, teneur en
F-2, 8-P) al'époque du grossissement des graines. D témoin:
~ effet puits augmenté
en supprimant toutes les feuilles sources sauf une;
•
effet puits diminué en supprimant·
toutes les gousses. Moyenne de 12 échantillons ± écart type.

---

66
groupes de métabolites (amidon, composés azotés, acides organiques, glucides
hydrosolubles) de la feuille traitée et la radioactivité exportée. Cette dernière est
regroupée sous la dénomination "glucides transférés", car plus de 95 % des
composés exportés sont de nature glucidique. L'importance des migrations varie
beaucoup d'une plante à l'autre; plutôt que de présenter les valeurs moyennes, il
semble intéressant de réunir les plants de Soja en deux ensembles suivant que
leurs transferts sont plus ou moins elevés. Ainsi, les résultats obtenus
sont
répartis sur deux colonnes dont la première correspond aux plantes à transferts
importants (colonne 1) ; dans ce cas,les valeurs du
rapport composés
exportés/glucides hydrosolubles foliaires sont toujours plus grandes que celles
de la colonne II. Par contre, la quantité de 14C incorporée dans l'amidon est
toujours plus élevée lorsque les migrations de photosynthétats sont faibles. Ceci
s'observe tout au long de ta journée (matin, midi, soir) et aux deux stades
étudiés: floraison et remplissage des graines.
Tableau 23. Distribution du radiocarbone 2 h après des incorporations de 14C02 de durèe 15
min. elfectuèes respectivement;j 7, I l etlôh (T.lI.J. au debut de la floraison et durant le
remplissage des qraines. La quantIté de 14C retrouvée dans l'ensemble de la plante a été
ramenée à 1000 kBq. Les pieds où les transferts vers les organes puits sont élevés sont
regroupés dans les colonnes 1. ceux où les transferts sont faibles dans les colonnes II.
Moyenne de 3 échanhllons ; écart-type des mesures voisin de 5 % des valeurs moyennes.
Matin
Midi
Soir
l
"
1
"
1
Il
Floraison
Composés foliaires
Amidon
146
239
49
61
62
68
Composés azotés
175
159
117
111
118
127
Acides organiques
159
80
119
152
140
114
Glucides hydrosolubles
198
222
312
307
249
316
Composés exportés
322
300
403
369
431
375
C. exportés/Go hydrosolubles
(1.63)
(1,35)
<1.29)
(1,20)
(1,73)
(1.19)
Remplissage des graines
Composés foliaires
Amidon
101
108
111
181
110
151
Corn posés azotés
72
54
58
48
57
72
Acides organiques
39
64
57
78
103
102
Glucides hydrosolubles
322
396
274
358
193
442
Composés exportés
466
378
500
335
537
233
C. exportés/Go hydrosolubles
(1,45)
(0,95)
(1.82)
(0.94)
(2.78)
(0.53)

---

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0
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T AmCaMg K: P
Figure 38.
Effet des solutions nutritives surchargées en éléments mmeraux sur
l'exportation des assimilats Les surcharges sont appliquées durant 7 jours, 3 semaines
après la levée. Les prélèvements sont effectués 4 h après une incorporation foliaire de
14C02. T, témoin; Am, nutrition ammoniacale; Ca, surcharge en CaCI2 25 mM ; Mg.
surcharge en MgC\\2 25 mM ; K, surcharge en KC\\ 50 mM ; P, surcharge en KH2P04
100 mM. Moyenne de 3 échantillons. Ecart type des mesures voisin de 10 % des valeurs
moyennes.
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a:
T AmCaMg K P
Figure 39.
Effet des solutions nutritives surchargées en éléments minéraux sur la
radioactiVité de l'amidon Les surcharges sont appliquées durant 7 jours, 3 semaines après
la levée. Les prélèvements sont effectués 4 h après une incorporation foliaire de 14C02. T,
témoin; Am, nutrition ammoniacale; Ca. surcharge en CaCI2 25 mM ; Mg, surcharge en
MgCI2 25 mM : K. surcharge en KCr 50 mM ; P. surcharge en KH2P04 100 mM. Moyenne de
3 échantillons. Ecart type des mesures voisin de 10 % des valeurs moyennes.

---

67
B. Modification du rapport organes donneurs/organes receveurs.
Les relations entre la feuille source et les organes receveurs ont été
modifiées sur des plantes cultivées au champ. L'effet puits dû aux organes
receveurs est augmenté en ne laissant, 24 h avant l'incorporation, qu'une feuille
adulte pour alimenter l'ensemble de la plante. Dans ce cas, moins de carbone 14
est incorporé dans l'amidon et les teneurs foliaires en amidon et saccharose
diminuent (fig.36 et 37). La teneur en F-2,6-P diminue nettement tandis que
l'activité de la SPS n'est que légèrement stimulée.
Inversement, l'effet puits est diminué en supprimant 24 h auparavant,
l'apex et les jeunes feuilles en plein développement pour l'expérimentation
réalisée à la floraison, l'ensemble des gousses pour l'expérimentation effectuée
lors du remplissage des graines. Davantage de 14C est alors incorporé dans
l'amidon et les teneurs foliaires en amidon et saccharose augmentent. Les
modifications observées sont sensiblement de même importance à la floraison et
durant le remplissage des graines; toutefois, dans ce dernier cas, les teneurs
sont plus élevées. La teneur en
F-2,6-P augmente sensiblement alors que
l'activité de la SPS n'est guère modifiée.
c. Effets sur les transferts d'un déséquilibre dans la nutrition minérale.
En soumettant les cultures de Soja à des alimentations minérales
déséquilibrées, il est possible de ralentir les transferts d'assimilats foliaires et
d'étudier
l'effet
de
ce
ralentissement
sur
la
répartition
du
carbone
photosynthétique entre amidon et saccharose. Ces conditions n'étant pas
réalisables au champ, les essais sont effectués en salle climatisée durant 7 jours.
3 semaines après la levée, et cinq types de surcharges sont étudiées
Suite à des incorporations de 14Co2 effectuées in situ la fig. 38 indique la
part de radioactivité transférée 4 h plus tard. Dans tous les cas de surcharge, les
migrations sont ralenties: la proportion de 14C02 transférée atteint 63 % chez le
témoin et seulement 42 % pour NH4, 41 % pour CaCI2, 35 % pour Mg CI2 , 28 %
pour KCI et 21 % pour KH2P04. En même temps, la synthèse de l'amidon est
favorisée: par rapport aux plantes témoins, elle est en moyenne deux fois plus

---

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1
T AmCaMg K P
Figure 40.
Effet des solu/ions nu/ri/ives surchargées en éléments minéraux sur la
radioactivité des glucides hydrosolubles (foliaires. et exportés 0
J. Les surcharges
sont appliquées durant 7 jours, 3 semaines après la levée. Les prélèvements sont effectués
4 h après une incorporation foliaire de 14C02. T, témoin; Am, nutrition ammoniacale; Ca,
surcharge en CaCI2 25 mM; Mg, surcharge en MgCI2 25 mM; K, surcharge en KCI 50 mM ;
P, surcharge en KH2P04 100 mM. Moyenne de 3 échantillons. Ecart type des mesures
voisin de 10% des valeurs moyennes.

---

68
importante; elle atteint même trois fois plus dans le cas de surcharge en KH2P04
(fig.39). Pour évaluer la synthèse totale en glucides hydrosolubles, constitués
essentiellement de saccharose, il faut ajouter à la fraction restant dans la feuille
celle qui a été exportée (fig 40). Le rapport glucides hydrosolubles
totaux/amidon, qui est de 7,5 chez le témoin, diminue lorsque les transferts sont
perturbés: 4,3 avec CaCI2 , 3,5 avec NH4 , 3,3 avec MgCI2 . 2,9 avec KCI et
seulement 1,4 avec KH2P04. Les surcharges en ions minéraux provoquent une
augmentation de la teneur foliaire en amidon (sauf dans le cas de KC!) et en
saccharose, tandis que l'activité SPS devient plus faible (tableau 24). La teneur
en F-2,6-P diminue nettement dans les jeunes limbes en croissance; la
diminution est plus limitée dans les feuilles adultes, sauf pour les cultures
surchargées en KH2P04 où elle est importante.
Tableau 24.
Teneurs en amidon et saccharose (pmoleglucose.g-fmat/ëre fraiche), activité
SPS (nkat .g-/ mat/ëre fraiche) dans une feuille tnïoliolée adulte,. teneur en F-2,8-P
(nmoles.g- f mat/ëre fraÎChe) dans une feuille adulte (1) et en début de croissance (II) Moyen ne
de 4 échantillons; écart-type des mesures voisinde 10 % des valeurs moyennes.
Amidon
Saccharose
SPS
F-2,6-P
1
11
Témoin
95
17,6
10,1
0,29
1,06
Surcharges en
NH4
144
42,1
7,3
0,17
0,24
CaCI2
115
25,5
6,0
0.23
0,77
MgC\\2
303
49,4
8,3
0,24
0,45
KCI
64
63,3
4.7
0.13
0,45
KH2P04
189
54,0
6,6
0.04
0.05
II. DISCUSSION
Transfert des photosynthétats et formation du saccharose.
Dans les conditions du champ, certaines plantes présentent des capacités
exportatrices plus faibles que d'autres (tableau 23) ; dans ce cas, le saccharose
s'accumule dans la feuille; sa synthèse faiblit et davantage de carbone est alors

---

69
intégré dans l'amidon.
De même, lorsqu'on réduit artificiellement l'appel d'assimilats excercé par
les organes receveurs, le saccharose formé stagne dans la feuille; sa teneur
augmente (fig 36 et 37) et,par un effet de rétroinhibition, sa synthèse est freinée.
Il en résulte une orientation plus grande du carbone fixé par photosynthèse vers
J'amidon dont la teneur foliaire croît.
Inversement, lorsqu'on accroît l'importance des organes receveurs, la
demande en assimilats devient plus grande. On observe alors une synthèse
accrue de saccharose dans la feuille; celle-ci, fortement sollicitée, augmente sa
capacité d'exportation (GEIGER, 1976 ; BORCHERS-ZAMPINI efJ( 1980).
Davantage de carbone photosynthétique étant orienté vers le saccharose, la
synthèse et la teneur foliaire en amidon diminuent-elles aussi (fig. 36 et 37).
Pour influer sur les transferts sans avoir à supprimer des organes (sources
ou receveurs), et à la suite des travaux de DOMAN et GEIGER (1979) sur l'action
des concentrations élevées en K+, des cultures suralimentées en ions minéraux
ont été réalisées. Dans tous les cas étudiés (fig. 38) les transferts sont nettement
ralentis; il en résulte une forte augmentation de la teneur foliaire en saccharose
par rapport aux cultures témoins (tableau 24). Cette accumulation du diholoside
exerce un effet inhibiteur sur sa formation, effet renforcé par la diminution de
l'activité de la SPS. La faible teneur foliaire en F-2,6-P qui devrait être un facteur
favorable pour la synthèse du saccharose n'apparaît pas, dans ces èonditions,
comme l'élément régulateur primordial.
La surcharge en Pi, qui normalement favorise la formation du saccharose,
comme cela a été montré dans le chapitre précédent, aboutit elle aussi, pour des
concentrations élevées en Pi, à un blocage du transfert des assimilats. Dans ce
cas, malgré des teneurs très faibles en F-2,6-P, la synthèse du saccharose
diminue au profit de l'amidon. Tout ceci confirme l'importance primordiale d'une
bonne exportation du diholoside vers les organes receveurs pour que sa
synthèse puisse se poursuivre (ZOMBRE el al., 1991)

---

CHAPITRE SEPTIEME
ROLE DES HORMONES
Les hormones sont des substances qui contrôlent le développement de la
p\\ante. Leur action stimu\\ante ou, au contraire, inhibitrice influence la production
d'assimilats foliaires et \\eurs transferts vers les organes puits (BONNEMAIN,
1978; BRENNER, 1988). Les gibbéreHines, l'acide indol-acétique (A\\Al-stimulent
la photosynthèse et les migrations des assimilats vers les graines (BIDWEL el al.,
1975 ; SPONSEL, 1985 ; ALONI el al., 1986) . Les cytokinines et la kinétine
favorisent les divisions cellulaires, ainsi que la synthèse des protéines (HELLER,
1990). En revanche. l'acide abscissique (ABA) , en provoquant la fermeture des
stomates, limite la photosynthèse; il est parfois considéré comme une hormone
de stress (BENSEN elal., 1988).
Au cours de ce chapitre, l'expérimentation repose sur des apports
exogènes des quatre hormones précédentes: acide gibbérellique, A\\A. kinétine
et ABA, fournies isolément ou sous forme de mélange. L'influence de ces apports
hormonaux sur la formation de l'amidon et du saccharose foliaires est précisée:
leur action sur la teneur en F-2.6-P. l'activité de la SPS et la distribution du
carbone entre les deux glucides est tout particulièrement étudiée.
1. RESULTATS
A. Traitement hormonal et teneur en F-2.6-P.
1 0 Feuille isolée.
Sur une feuille dont le pétiole plonge dans une solution
d'acide
gibbérellique 10-5 M est mesurée la teneur en F-2.6-P, 2 h et 4 h après le début
de l'expérimentation. La feuille traitée a une teneur en F-2,6-P plus faible
respectivement 0.25 et 0,35 nmole g-1MF au lieu de 0,55 et 0,56 pour Je témoin.

---

71
2° Plante entière.
a) Dépôt sur la feuille.
Sur des feuilles adultes, sont déposés 10 ~I de solution 10 mM d'acide
gibbérellique, de kinétine ou d'ABA. Les prélèvements sont effectués 1 h 30, puis
3 h plus tard. Pour les plantes traitées à l'acide gibbérellique (tableau 25) et,
contrairement à l'expérimentation précédente, la teneur en F-2,6-P devient plus
importante: forte augmentation après 1 h 30 suivie d'une diminution. 1\\ en est de
même pour le traitement à l'ABA. Pour les feuilles traitées à la kinétine, la teneur
augmente progressivement au cours des 3 h de traitement.
Tableau 25- Effel de l'acide gibbérellique, de la kinéline ou de l'acide abscissique sur la
leneur(nmole.g-'MF)enF-Zô-P.10 III d'une solution 10 mM sont déposés sur une feuille in
situ à la floraison, après 1 h d'éclairement. Les pré/evements sont effectués juste avant le
dépôt (0 hl, puis 1 h 30 et 3 h plus tard. Moyenne de 3 échantillons. Ecart type des mesures
voisin de 10 %.
Oh
1 h 30
3h
Témoin
0,35
0,41
0,40
Acide gibbérellique
0,46
1,03
0,55
Kinétine
(},44
0,66
0,93
ABA
0,51
1,39
1,05
b) Dépôt surles organes en croissance.
Au lieu de traiter directement la feuille, organe source pour les
photosynthétats, les dépôts hormonaux sont effectués sur les organes en
croissance (apex de la tige, jeunes gousses) qui sont les organes receveurs.
En salle climatisée,après 1 h d'éclairement, les jeunes gousses d'un
même étage foliaire sont traitées par l'un des mélanges hormonaux suivants:
a) acide gibbérellique + AIA ; b) kinétine + AIA ; c) acide gibbérellique + kinétine
+ AIA. Les prélèvements sont effectués 2 h, puis 7 h plus tard. Dans tous les cas
de traitement, la teneur en F-2,6-P diminue (tableau 26). La diminution est très
neUe avec le mélange kinétine + AIA ; elle est encore plus importante lorsqu'il y a
apport d'acide gibbérellique + kinétine + AJA: 0,10 nmole.g- 1MF après 7 h de
traitement au lieu de D,52 pour le témoin.
Au champ, seul est utilisé le mélange acide gibbérellique + kinétine +

---

72
AIA qui s'est avéré le plus actif en salle climatisée; en outre l'effet de l' ABA est
testé. Les traitements sont réalisés à deux stades différents: à la tloraison où les
hormones sont déposées sur l'apex de la tige et au grossissement des graines où
elles sont déposées sur les gousses de l'étage étudié. Ces dépôts sont réalisés à
16 h (T.U) et les prélèvements effectués le lendemain matin à 9h.
L'action du mélange acide gibbérellique + AIA + kinétine est la même
qu'en salle climatisée ;elle se trad~it par une diminution sensible de la teneur en
F-2,6-P et ceci s'observe quel que soit le stade de développement de la plante
(tableau 27). Par exemple, au stade R 7, la teneur en F-2,6-P n'est que de 0,22
nmole.g- 1MF au lieu de 0,35 pour le témoin. En ce qui concerne J'influence de
l'ABA ,on note une diminution de la teneur en F-2,6-P au moment de la tloraison
et, au contraire, une légère augmentation en période de grossissement des
graines.
Tableau 26. Effet des hormones sur la teneur fnmole.g-'MF) en F-Z Ô-P de la leUille en salle
cllmatisée.tO J.lI d'une solution tO mM sont déposés après t h d'éclairement sur la gousse de
l'étaqe étudié (stade Ra) . TroIs types de mélanges hormonaux sont testés : a) acide
gibbérellique + AJA; b) kinétine +AIA : c) acide gibbérellique + kinétine +AIA. Les prélèvements
sont effectués 2 ou 7 h plus tard. Moyennede 3 échantillons. Ecart type des mesures voisin de
10%.
2h
7h
Témoin
0.36
0.52
Acide gibbérellique + AIA
0,35
0.39
Kinétine + AIA
0.33
0.22
A. gibbérellique + kinétine + AJA
0,20
0.10
T ab leau 27 Ellet des hormones sur la teneur fnmole.g-'MF) en F-Z ô-P de la leuille pour des
plantes cullvées au champ. 10 ~I d'une solution 10 mM sont déposés à 16 h (T.U.), soit sur
l'apex de la tige (floraison), soit sur les gousses de l'étage étudié (grossissement des graines).
Deux types de traitement hormonaux sont étudiés : a) acide gibbérellique + AIA + kinétine;
b) acide abcissique Moyenne de 3 échantillons. Ecart type des mesures voisin de 10 %.
Témoin
Acide gibbérellique
ABA
+ AIA + kinétine
Floraison
stade R2
0,58
0,36
0.35
Grossissement des graines
stade R6
0,39
0,28
0,44
stade R7
0,35
0.22

---

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:IS
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4001
ca
~
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~-~~ 5
o
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9
11
13
15
17
'19
.'HEURE DU JOUR (hl
Figu re 41. Evolulion, au cours de la journée, de l'aclivilé fnka/.!T 1MF) de /a SPS lo/iaire
après un traitement hormonal t-f1A + acide gibbérellique + kiiietiilëI-1 0 ~I de solution
10 mM sont déposés sur les gousses de l'étage étudié, la veille, 1 h avant la fin de
l'éclairement.
0
témoin
•
traité. Début de l'éclairement, 8 h. Moyenne de 3
échantillons ± écart type.

---

73
B. Traitement hormonal et activité de la SPS.
1 0 En salle de cu/lure
a) Expérimentation in vitro.
De l'acide gibbérellique est fourni à une feuille isolée dont le pétiole plonge
dans une solution 10-5 M. L'apport hormonal se traduit par une stimulation de
l'activité de la SPS ; après 2 et 4 h d'absorption, les activités sont respectivement
12,3 et 12.5 nKat.g- 1 MF au lieu de 11,1 et 10,3 pour la feuille témoin.
b) Expérimentation in situ.
Des applications d'un mélange hormonal (AIA + acide gibbérellique +
kinétine) sont effectuées sur les gousses de l'étage étudié, 1 h avant la fin de
l'éclairement, à raison de 10 III d'une solution 10 mM ; les prélèvements sont
effectués le lendemain ,après 1, 3, 5, 7, 9 et 11 h d'éclairement. Comme dans le
cas de la feuille isolée, l'apport hormonal a pour effet d'augmenter l'activité de la
SPS (fig. 41).
2°Auchamp.
Les applications du mélange hormonal,acide gibbérellique + AIA + kinétine
d'une part, et de l'ASA d'autre part, sont effectuées à raison de 10 }lI d'une
solul/on 10 mM, sur la tige et les organes en croissance pour le stade floraison, et
sur les gousses au stades R5, R6 et R7 qui correspondent au début, au milieu et à
la fin du grossissement des graines.
A la floraison, les applications d'hormones (ASA inclus) ont un effet
bénéfique sur l'activité de la SPS (tableau 28). C'est encore le cas au stade R5,
mais seulement avec l'acide gibbérellique + AIA + kinétine pour lequel l'activité
est de 19,6 nKat.g- 1 MF au lieu de 16,7 pour le témoin. Ensuite, les hormones
n'ont plus d'action stimulante ; elles semblent même avoir un effet -inhibiteur:
ainsi au stade R6, on note 8,3 nKat.g- 1MF pour le témoin, 5,5 pour le traitement à
l'acide gibbérellique + AIA + kinétine et 5,8 pour le traitement à l'ASA.

---

74
T abl eau 28. Effet des hormones (AIA .,. aCIde gibbérellique .,. kinétine) sur l'actiVllé de la SPS
lnKalg-fMF) de la feuille. 10 III de solution 10 mM sont déposés à 16 h (T.U.), soit sur l'apex
de la tige (floraison), soit sur les gousses de l'étage étudiè (grossissement des graines); les
prélèvements sont effectués le lendemain matin à 9h. Movenne de 3 échantillons. Ecart type
des mesures voisin de 8 %.
Témoin
Acide gibbérellique + AIA
ABA
+ kinétine
Floraison
stade R2
13,9
18,2
15.3
Grossissement des graines
stade Rs
16.7
19,6
15,5
stade Rs
8,3
5,5
5,8
stade R7
4,7
4,2
C. Traitement hormonal et distribution du carbone photosynthétique
entre amidon et saccharose.
1 0 En salle de cul/ure
a) Apport d'hormones à/a feuille.
Pour éviter tout traumatisme de la feuille par un dépôt direct des hormones
sur l'épiderme, le traitement gibbérelline + kinétine d'une part, ASA d'autre part,
est réalisé à la floraison en faisant absorber une solution 10 mM par le pétiolule
de la foliole centrale préalablement sectionné sous l'eau; ceci permet de faire
pénétrer les hormones dans une feuille in situ sans altérer les relations entre les
folioles latérales et le reste de la plante. Les incorporations de 14(;02 ,de durée
15 min, sont réalisées sur ces folioles latérales, 1 h après le début du traitement
hormonal ,et les prélèvements sont effectués 2 h après la fin de la chasse.
L'apport d'acide gibbérellique + AIA + kinétine a pour effet d'orienter moins
de carbone vers la formation d'amidon et, en revanche, davantage vers les
glucides hydrosolubles, saccharose en particulier, et vers les acides aminés
libres (tableau 29). Malgré cette orientation privilégiée au profit des métabolites
solubles, les exportations restent très faibles puisqu'elles ne représentent que 1,4
% du total de la radioactivité incorporée au lieu de 10,1 pour le témoin.
Le traitement avec l'ASA conduit aux mêmes effets et le marquage de
l'amidon est encore plus faible que précédemment. Mais l'action de l'ASA se

---

75
caractérise surtout par la réduction très importante de l'activité photosynthétique :
la radioactivité totale incorporée n'est que de 37 kBq au lieu de 240 pour les
plantes traitées à l'acide gibbérellique + AIA + kinétine et 307 pour le témoin.
Tableau 29. Répatf/ïion de la radioactivité (kBq) entre les divers groupes de métabolites
foliaires aprés un appotf d'hormones (solution /0 mM)par le pétiolule de la foliole centrale. Les
incorporations de 14C02 sont réalisées sur les folioles latérales, 1 h après le début du
traitement hormonal effectué en salle climatisée à l'époque de la floraison. Les prélèvements
sont effectués 2 h après la fin de la charge. Les pourcentages par rapport â la radioactivité
totale incorporée sont indiquées entre parenthèses. Moyenne de 3 échantillons. Ecart type des
mesures voisin de 10 %.
Témoin
Acide gibbérellique
ABA
+ kinétine
Acides aminés
13,1
(4,30/0)
54,5
(22,60/0)
,8,1
(21,60/0)
Acides organiques
68,0 (22,1 0/0)
42,3
(17,60/0)
11,0
(29,4 0/0)
Glucides hydrosolubles
84,5 (27,5 0/0)
72,5
(30,1 %)
13,9
(37,2 %)
Amidon
110,6 (36,0 0/0)
68,0
(28,3 %)
3,8
(10,2 %)
Composés exportés
31,0 (10,1 %)
3,3
(1,4 0/0)
0,6
(1,60/0)
b) Apport d'hormones aux organes en croissance.
La veille au soir, 1 h avant la fin de l'éclairement, 10 III d'une solution 10
mM d'acide gibbérellique + AIA + kinétine sont déposés, soit sur l'apex de la tige
pour l'expérimentation effectuée à la floraison, soit sur les jeunes gousses de
l'étage étudié. Le lendemain, 1 h après le début de l'éclairement, les
incorporations de 14C02 sont réalisées et les prélèvements effectués 2 h après la
fin de la charge.
A la floraison, le traitement hormonal ralentit l'orientation du radiocarbone
vers l'amidon: 9,6 % de la radioactivité incorporée au lieu de 15,5 chez le témoin
(tableau 30). On retrouve donc le même effet que lors d'un apport d'hormones
par le pétiolule de la foliole centrale. En revanche, les exportations ne sont pas
ralenties ; elles sont même stimulées par l'apport hormonal : 12 % de la
radioactivité incorporée est exportée au lieu de 4,2 pour le témoin.
En période de formation des gousses,les différences observées au stade
floraison concernant le devenir du radiocarbone et son exportation, ne se
retrouvent pratiquement plus. Pour les plantes traitées, comme pour les témoins,
l'orientation du carbone vers la formation d'amidon a diminué, tandis que les

---

76
migrations sont devenues importantes : avec ou sans traitement hormonal,
26,6 % du radiocarbone incorporé est exporté.
Tableau 30. Réparti/ion de la radioactivIté (kBq) entre les divers groupes de métabolItes
loliaires aprés un traitement hormonal (acide gibbérellique + AIA + kinétine) effectué
à
l'époque de la floraison et lors de la formation des gousses, sur des plantes cultivées en
condition contrôlées. 10 III de solution 10 mM sont déposés 1 h avant la fin de l'éclairement,
soit sur l'extrêmité de la tige en croissance (floraison), soit sur les gousses de l'étage étudié.
Les incorporations de 14C02 sont réalisées le lendemain matin, 1 h après le début de
l'éclairement; les prélèvements sont effectués 2 h après la tin de la chasse. Les pourcentages
par rapport à la radioactivité totale incorporée sont indiqués entre parenthèses.Moyenne de 3
échantillons. Ecart type des mesures voisin de 10%.
Témoin
Traité
Floraison
Acides aminés
26,5
(9,4 %)
30,2
(12,5 %)
Acides organiques
78.7
(27,9 %)
76,6
(31,6%)
Glucides hydrosolubles
121,5
(43,0 %)
83,6
(34,5 %)
Amidon
43,9
(15,5 %)
22,9
(9,6 %)
Composés exportés
12,0
(4,2 %)
28.7
(11.9%)
Formation des gousses
Acides aminés
17.5
( 5,1 %)
39,2
(8,8 %)
Acides organiques
50,0
(14,8 %)
87.3
(19,6 %)
Glucides hydrosolubles
148.0
(43,8 %)
169.3
(38,1 %)
Amidon
32,7
(9,7 %)
30.8
(6,9 %)
Composés exportés
89,8
(26,6 %)
118,7
(26.6 %)
2°Auchamp.
a) Traitementparle mélange aCIde gibbérellique + AIA + kinétine
A la floraison les plantes traitées (10 III de solution 10 mM) orientent moins
de carbone photosynthétique vers la formation d'amidon et exportent davantage
d'assimilats foliaires : 44 % du radiocarbone incorporé au lieu de 34,8 pour le
témoin (tableau 31). L'effet hormonal, bénéfique pour les organes puits, est donc
le même qu'en salle climatisée.
Lors du remplissage des graines, les hormones précédentes déposées sur
les gousses ne produisent plus les mêmes effets sur le métabolisme foliaire :
elles auraient tendance à favoriser la formation d'amidon et ne stimuleraient plus

---

77
les exportations.
Tableau 31. Repart/lion de la radioactivdé /kBq) entre les divers groupes de métabol/les
loliaires après tradement à l'acide g/bbérellique .,. AIA .,. kinétine de plantes cultivées au
cllamp. A 16 h (T.U.). 10 J.l1 de solution 10 mM sont déposés sur l'apex de la tige (floraison.
stade R2) ou sur les gousses de l'étage étudié (grossissement des graines, stade R6). Les
incorporations sont réalisées le lendemain matin à 7 h et les prélèvements sont effectués 2 h
après la fin de la chasse. Les pourcentages par rapport à la radioactivité totale sont indiqués
entre parenthèses. Moyenne de 3 échantillons. Ecart type des mesures voisin de 10 %/.
Témoin
Traité
Floraison (stade R2)
Acides aminés
22,5
(3.5 %)
33,3
(4,8 %)
Acides organiques
73.0
(11,2 %)
71.9
(10,5 %)
Glucides hydrosolubles
159,0
(24,4 %)
159,6
(23,5 %)
Amidon
170,3
(26,1 %)
117.0
(17,2 %)
Composés exportés
227,2
(34,8 %)
298,8
(44,O %)
Grossissement des graines (stade R6)
Acides aminé
12,9
(1,2 %)
16,4
(1,7 %)
Acides organiques
44,9
(4,1 %)
59,7
(6,2 %)
Glucides hydrosolubles
423.2
(38,4 %)
456.0
(47,O %)
Amidon
~57,9
(14,3 %)
181,5
(18,7%)
Composés exportés
462,3
(42.0%)
255,7
(26,4 %)
b) TraitementparrABA
A la floraison, l'apport d'ABA (tableau 32) défavorise la formation d'amidon
comme dans le cas du traitement à l'acide gibbérellique + AIA + kinétine. En
revanche il ralentit fortement les exportations: 18,4 % du radiocarbone incorporé
au lieu de 34,8 pour le témoin.
Au début du remplissage des graines (stade R5), époque où les tansferts
de photosynthétats sont très intenses, le traitement des gousses à l'ABA ne limite
que faiblement l'intensité de ces transferts.

---

78
Tableau 32. Répartition de la radioactivité (kBq) entre les divers groupes de métabolites
loliairesaprèsuntraitementàl'ABA deplantescultivéesaucl1amp A 16 h (T.U.), 10 ~I de
solution 10 mM sont déposés sur l'apex de la tige (floraison. stade R2) ou sur les gousses de
l'étage étudié (début du grossissement des graines, stade Rs). Les incorporations de 14C02
sont réalisées le lendemam matm à 7 h ; les prélévements sont effectués 2 h après Ja fin de la
chasse. Les pourcentages par rapport a la radioactivité totale sont indiqués entre parenthèses.
Moyenne de 3 échantillons. Ecart type des mesures voisinde 10 %.
Témoin
FloraIson (stade R2)
Acides aminés
22,5
(3.5 %)
38.7
(4,2 %)
Acides organiques
73.0
(11.2 %)
75,8
(8,2%)
Glucides hydrosolubles
159,0
(24,4 %)
525.0
(56,6 %)
Amidon
170,3
(26,1%)
116.5
(12.6 %)
Composés exportés
227.2
(34,8 %)
171.0
(18,4 %)
Grossissement des graines (stade Rs)
Acides aminé5
9,4
(1,0 %)
7,9
(0,9 %)
Acides organiques
30,9
(3,3 %)
23.0
(2,7 %)
Glucides hydrosolubles
195,0
(20,5 %)
227,3
(26,7%)
Amidon
75,2
(7,9 %)
88,4
(10,4 %)
Composés exportés
639,0
(67.3 %)
505,7
(59,3 %)
II. DISCUSSION
L'influence des hormones sur le devenir foliaire du carbone fixé par
photosynthèse diffère suivant que l'apport hormonal est effectué directement à la
feuille ou par l'intermédiaire des organes receveurs. Les résultats provenant des
divers essais réalisés au cours de ce travail montrent qu'il convient de distinguer,
d'une
part les hormones connues
pour
stimuler la croissance : acide
gibbérellique. AIA, kinétine (PHARIS et KING. 1985 ; DAVIES et -al., 1986 ;
GRAEBE. 1987; METZGER, 1990) et d'autre part l'acide abscissique qui inhibe le
développement et qui est souvent considéré comme une hormone de stress
(BENSEN et al., 1988).

---

79
A. Action des hormones fournies directement à la feuille.
1 0 Acide gibbérellique, A/A el kinéline
Lorsque <.,es hormones, en solution méthanolique, sont déposées sur le
limbe, la teneur en F-2,6-P augmente immédiatement; il s'agit probablement
d'une réaction de stress. Si l'apport hormonal se fait par le pétiole, la diminution
en F-2,6-P et la légère stimulation de l'activité SPS tendent à favoriser la
formation du saccharose. On retrouve cet effet bénéfique lorsque les hormones
sont absorbées par le pétioluJe, puique les incorporations de 14C02 montrent un
marquage plus important des glucides hydrosolubles au détriment de l'amidon
(tableau 29). Mais les transferts d'assimilats sont fortement ralentis et la
radioactivité qui stagne dans le limbe bénéficie au saccharose et surtout à la
fraction acides aminés libres. En définitive l'apport d'acide gibbérellique, d'AIA et
de kinétine,qui sont des substances de croissance, à des feuilles adultes ayant
terminé leur développement présente des effets assez limités et même négatifs
pour les transferts. En ce qui concerne le port de la plante, nous avons constaté
que la pulvérisation hormonale des feuilles entraîne un allongement des entre-
noeuds inférieurs de la tige, comme cela est bien connu (MORRIS et ARTHUR,
1985; MISLEVY el al., 1989).
2 0 Acide abscissique.
Il contribueà la fermeture des stomates (ZHANG el al., 1987) et diminue
l'efficience de la carboxylation (WARD et BUNCE, 1987) limitant ainsi la
production de photosynthétats (RASCHKE el al., 1985). Notre expérimentation
confirme ces résultats: l'incorporation de14C02 est six fois plus faible pour les
feuilles traitées que pour les témoins (tableau 29) ; elle montre également l'effet
i~h:b:teür sur l'exportation des assimilats.
Au vu de ces premiers résultats se rapportant à l'action des hormones
fournies directement à la feuille, il apparaît que les transferts ne sont en aucun
cas favorisés, bien au contraire. Comme l'objectif poursuivi est d'accroître les
migrations afin de stimuler la formation du saccharose au détriment de l'amidon,

---

80
l'application d'hormones sur les organes sources (feuilles adultes) n'a pas été
poursuivie.
B. Action des hormones fournies aux organes receveurs.
1 0 Acide gibbérel/ique, A/A el kinéline
Au cours de cette étude les trois hormones sont fournies en même temps.
étant donné que leur association permet d'obtenir un effet plus important (tableau
26).
Des applications sur l'apex de la tige, effectuées au champ au moment de
la floraison, font diminuer la teneur foliaire en F-2,6-P et stimulent l'activité de la
SPS. La formation du saccharose est favorisée par rapport à celle de l'amidon et
les transferts de photosynthétats deviennent plus importants (tableau 31). Ces
hormones en effet, sont connues pour stimuler la croissance des organes
receveurs (GARCIA- MARTINEZ et al., 1986 ; BARENDSE et al., 1986) ; l'AIA est
très important pour le développement des grains de blé (BANGERTH et al., 1985 ;
LEE
et al., 1989). MIYAMOTO et KAMISAKA (1990) ont montré que les
gibbérellines augmentent le transport des glucides vers les jeunes pousses de
Pois.
Donc l'enrichissement en hormones des organes receveurs se traduit par
une augmentation de l'effet puits; l'organe source qu'est la feuille adapte son
métabolisme vers la synthèse et l'exportation de davantage de saccharose. La
diminution de la teneur en F-2,6-P entraîne une stimulation de la fructose
bisphosphatase et l'activité accrue de la SPS favorise la formation
du
saccharose. Certains auteurs tels que HERS et al. (1982) ont déjà souligné le rôle
possible des hormones dans la régulation de la teneur en F-2.6-P dans la feuille
comme c'est le cas dans les cellules animales.
Les mêmes applications d'hormones effectuées sur les gousses ont des
effets plus limités. Au début du grossissement des graines elles font, comme au
stade floraison, diminuer la teneur foliaire en F-2,6-P (tableau 27) et stimulent
l'activité de la SPS (tableau 28). Mais les expérimentations basées sur
l'incorporation de 14C02 ne montrent aucune amélioration dans les transferts de

---

81
photosynthétats. Cette constatation s'explique, peut-être, par la quantité
d'hormones endogènes présente dans les graines à ce stade de développement.
D'après SPONSEL (1985), elle est élevée et dépasse largement les besoins de la
graine : ainsi, malgré un traitement de 16 jours par un inhibiteur de la
biosynthèse des gibbérellines, des graines de Pois ont réussi à atteindre 80 % de
leur grosseur normale
2° Acide abscissique.
Le rôle de l'acide abscissique est complexe (ZEEVAART et CREELMAN,
1988 ; CREELMAN, 1989). D'après nos résultats, au début de la floraison, un
apport exogène sur l'apex de la tige favorise la formation du saccharose mais, en
même temps, limite le transfert des assimilats vers les organes receveurs
(tableau 31). Ceci rappelle le cas du déficit hydrique où l'ABA provoque
également une accumulation de saccharose, accompagnée de la fermeture des
stomates et d'une photosynthèse réduite (BENSEN el al., 1988) ; cette hormone
déclenche, en quelque sorte, un stress artificiel.
En revanche, lors du remplissage des graines, un traitement à l'ABA sur
les gousses n'entraîne aucune différence significative par rapport au témoin.
Cependant l'ABA est impliqué dans de nombreux processus concernant le
développement des graines (BRENNER, 1988) : il stimule l'importation des
assimilats par l'embryon (DEWDNEY et Mac WHA, 1979 ; SCHUSSLER el al.,
1984 ; KOSHKIN et TARANINA, 1990), leur transfert des cosses aux graines
(CLIFFORD elal., 1986; ROSS elal., 1987); il favorise le stockage des protéines
(FINKELSTEIN el al., 1985). En un mot, il stimule la croissance des jeunes
embryons et l'accumulation des réserves, mais inhibe leur germination. Si notre
traitement n'a pas eu d'effet. ceci est dû, sans doute, à la teneur élevée des
graines en ABA endogène. D'après ROSS et Mac WHA, 90 % de l'ABA de la
elante sont localisés dans les graines: une partie est synthétiséE!.~sur place,
l'autre partie provient des différents organes. en particulier des feuilles
sénescentes (DEWDNEY et Mac WHA. 1978 ; GOLDBACH et GOLDBACH, 1977 ;
LE PAGE-DE GIVRY, 1988). Au lieu d'apporter à la plante un supplément d'ABA.
il aurait mieux valu utiliser des substances inhibitrices (CREELMAN, 1988) ou

---

82
pouvoir disposer de mutants incapables de le synthétiser afin d'observer les
effets d'une carence en cette hormone.
En conclusion, les hormones sont certainement impliquées dans la
formation des gousses et le remplissage des graines qui sont les étapes-clé pour
te rendement du Soja. Nos résultats concernant leur action sur la formation du
saccharose et son transfert vers les organes receveurs ne sont qu'une première
approche. De nombreuses expérimentations complémentaires devront préciser
les doses à employer et le moment précis de leurs applications afin de limiter, si
possible, les avortements. Ainsi l'augmentation de l'effet puits devrait stimuler
l'activité photosynthétique et le transfert des assimilats.

---

CONCLUSIONS GENERALES
La productivité végétale est liée pour une part importante au métabolisme
carboné : le C02 atmosphérique,
réduit grâce à
l'énergie solaire,
est
progressivement transformé en glucides avant d'être utilisé par les organes en
croissance. Pour augmenter la productivité, on ne peut pas modifier la teneur en
C02 de l'atmosphère, à la différence des autres minéraux qui sont plus ou moins
abondants dans le sol. Ce travail a exploré une voie possible pour-un meilleur
rendement: mieux connaître les mécanismes qui contrôlent la distribution, entre
amidon et saccharose, du carbone fixé par photosynthèse.
O'UN POINT DE VUE fONOAMENTAL, notre étude a été centrée
sur le saccharose qui est le métabolite clé. Synthétisé en abondance dans la
feuille. il ne s'accumule pas comme l'amidon, mais il est rapidement transporté
vers les organes receveurs où il fournit l'énergie et les chaînons carbonés
nécessaires à leur développement. La petite fraction qui reste dans la feuille,
notamment dans la vacuole, contribue à la turgescence des cellules et au
maintien d'une pression osmotique satisfaisante, surtout lors d'un déficit
hydrique. La synthèse du saccharose est régulée de façon précise pat l'activité
de la SPS et la teneur en F-2,6-P : ces deux niveaux de régulation ont tout
particulièrement retenu notre attention.
La saccharose phosphate synthase est un facteur limitant pour la
production du saccharose : les estimations de cette production, réalisées au
cours de ce travail, montrent que son activité se situe très près des capacités
maximales mesurées in vitra Ses variations en fonction de l'étage foliaire, de
l'heure de la journée et du stade de développement ont été précisées. Dans les
jeunes feuilles proches de l'apex qui sont en pleine croissance et qui importent
du saccharose, l'activité de la SPS est relativement faible. Les activités les plus
élevées sont obtenues avec les feuilles adultes situées juste en-dessous et qui
viennent de terminer leur développement; chez celles-ci, la photosynthèse et les

---

84
exportations atteignent des valeurs maximales. Pour une même feuille, le
passage progressif du stade d'organe receveur à celui d'organe source
s'accompagne d'une augmentation de la capacité à synthétiser le sac-charose.
L'activité de la SPS présente un rythme journalier avec un maximum en
milieu d'héméropériode.
Elle est plus faible au stade grossissement des graines qu'à la floraison.
Ce fait est dû probablement à la diminution de la teneur foliaire en protéines au
cours de la fructification. L'activité de la SPS serait proportionnelle à cette teneur.
En effet, les feuilles jeunes, assez pauvres en protéines, ont une activité
enzymatique faible, de même que les feuilles sénescentes, tandis que les feuilles
adultes, riches en composés azotés, ont une activité maximale.
La modification de l'importance des organes receveurs par rapport aux
organes sources affecte peu son activité : on note seulement une légère
stimulation lorsque l'effet puits est augmenté.
L'effet du Pi sur l'activité de la SPS, étudié par modification de la solution
minérale alimentant les racines, ne se manifeste que très lentement et reste
limité. En revanche, lorsque la feuille reçoit directement le Pi, l'activité de
l'enzyme diminue et, à l'inverse, augmente si le Pi est séquestré par l'apport de
glycérol.
Les apports d'hormones de croissance (acide gibbérellique, AIA, kinétine)
stimulent la SPS, en particulier à l'époque de la floraison. L'étude de cette
stimulation hormonale durant toute la période de fructification mériterait d'être
approfondie.
La concentration en fructose-2,6-bisphosphate des feuilles permet
un contrôle fin de la voie du saccharose. Comme pour la SPS, les variations de sa
teneur ont été étudiées en fonction de l'étage foliaire, de l'heure de la journée et
du stade de développement.
La jeune feuille est riche en F-2,6-P : ceci favorise l'litilisation du
diholoside au profit de sa croissance. La teneur diminue quand la feuille,
devenue adulte, synthétise de plus en plus de saccharose qu'elle exporte,
devenant ainsi un organe donneur.
Les fluctuations
journalières
de
la teneur
en
F-2,6-P
traduisent

---

85
l'adaptation de la feuille aux variations de l'environnement. Elevée la nuit, elle
favorise l'utilisation du saccharose; faible le matin, elle stimule la synthèse du
diholoside ; en cours d'après-midi, elle s'élève et module la formation du
saccharose en fonction des possibilités de transfert des assimilats vers les
organes receveurs.
Lorsqu'on réduit l'importance de ces derniers en supprimant les gousses,
on observe une augmentation de la teneur en F-2,6-P qui bloque la synthèse du
saccharose, favorisant ainsi celle de l'amidon. Inversement, lorsqu'on accroît
l'importance des organes receveurs, la demande en assimilats devient plus
grande: la faible teneur favorise alors la formation du diholoside.
L'influence du Pi sur la teneur en F-2,6-P est importante: si l'on apporte
directement le Pi à la feuille, sa synthèse est stimulée et sa teneur augmente; si
l'on séquestre le Pi avec du glycérol, la dégradation est favorisée et la teneur
diminue. En revanche, lorsqu'on apporte le Pi par le système racinaire, l'effet
obtenu est inversé: relativement élevée en cas de carence, la teneur en F-2,6-P
décroît en fonction de la durée du traitement et de l'abondace du Pi.
Corrélativement, la synthèse de l'amidon diminue au profit de celle du
saccharose.
Le dépôt d'hormones (acide gibbérellique, AIA, kinétine) sur les organes
receveurs (bourgeons, gousses) fait diminuer la teneur en F-2,6-P, favorisant
ainsi la formation du saccharose.
L'action inhibitrice du F-2,6-P sur la voie du saccharose doit être nuancée
puisque, dans certains cas, on obtient un effet activateur. Le passage du
fructose-1,6-P au fructose-6-P contrôlé par le F-2,6-P peut emprunter deux
voies biochimiques distinctes: la voie normale catalysée par la fructose-1,6-
bisphosphatase, enzyme inhibée par le F-2,6-P, ou une voie de régulation basée
sur
une
réaction
réversible
catalysée
par
la
PPi-fructose-6P-
phosphotransférase, enzyme activée par le F-2,6-P. Cette réaction permet un
~quilibre chimique entre le fructose-1,6-P et le fructose-6-P. Si le--premier est
trop abondant, elle écoule le carbone vers la formation du saccharose; si c'est le
second, elle favorise l'entrée du carbone dans la glycolyse. En activant cette
réaction réversible, le F-2,6-P empêche toute accumulation excessive de
composés phosphorylés.

---

86
L'amidon reçoit, en définitive, le carbone qui n'a pas pu être pris par la
voie du saccharose. Lorsque la teneur hyaloplasmique en Pi est insuffisante pour
assurer la sortie des trioses-P du chloroplaste, l'ADP glucose phosphorylase est
activée et l'amidon s'accumule. De même, lorsque les transferts vers1es organes
receveurs sont ralentis, la voie du saccharose se bloque de proche en proche par
rétroinhibition ; davantage de trioses-P issus du cycle de CALVIN demeurent
dans le chloroplaste et s'orientent vers la synthèse de l'amidon. Cependant,dans
de nombreux cas, l'accumulation de l'amidon reste limitée, car elle est
accompagnée, assez rapidement, d'une diminution de l'activité photosynthétique.
Plusieurs points concernant le métabolisme de l'amidon restent à
résoudre. Pourquoi la synthèse de l'amidon se bloque-t-elle dans certains cas,
alors que dans d'autres situations (jours courts, déficit hydrique...) la feuille peut
accumuler des quantités très importantes de polyholoside? Pourquoi l'hydrolyse
de l'amidon se déclenche-t-elle dès l'après-midi? Les composés carbonés qui
en résultent proviennent-ils de l'action de phosphorylases ou bien de la voie non
phosphorylée (amylase, maltase) signalée par plusieurs auteurs. ?
D'UN POINT DE VUE AGRONOMIQUE, puisque l'activité de la SPS est
un facteur limitant, il importe de sélectionner les variétés où cette enzyme est la
plus performante et, d'autre part, d'améliorer son activité in situ pour qu'elle soit
proche de la valeur maximale.
De ce point de vue, les essais d'apport de Pi au système racinaire, malgré
l'importance de cet ion et des composés phosphorylés dans la formation du
saccharose, n'ouvrent pas de perspectives d'amélioration pour la productivité de
l'ensemble de la plante.
En revanche, l'intensité des transferts du saccharose vers les organes
receveurs est importante pour empêcher tout effet de rétroinhibition. Pour
augmenter ces transferts, il faudrait maîtriser les signaux ou messages
cellulaires envoyés par les organes "puits" vers les organes "source~':~ On peut
penser que les gousses de Soja qui commencent à se former mais-qui, par la
suite, avortent sont déficientes en signaux susceptibles de solliciter à leur profit
les
photosynthétats
nécessaires
à
leur
développement.
Au
début
du
grossissement des graines, une certaine reprise de la photosynthèse et l'activité

---

87
de la SPS qui se maintient plus longtemps au cours de l'après-midi suggèrent
que la fonction assimilatrice du limbe est susceptible d'augmenter sa capacitè de
production et pourrait ne pas être le facteur limitant. En tout cas. uœ meilleure
connaissance des signaux envoyés aux feuilles par les gousses se doit d'être
approfondi, en particulier le rôle des hormones.
Un apport modéré d'azote avec l'eau d'irrigation ,lors de la formation des
gousses, a un effet bénéfique sur les transferts d'assimilats et la productivité, à
condition d'éviter la verse; un couvert fermé et versé présente, en effet, une
grande sensibilité aux attaques de Sc/éro/inia
Les
sécheresses
estivales
ont
une
influence
importante
sur
le
métabolisme de l'amidon et du saccharose. Ce dernier, en s'accumulant dans la
feuille pour assurer le maintien d'une pression osmotique élevée, entraîne par
rétroinhibition une limitation de la formation du saccharose et une abondance
plus grande d'amidon dans le chloroplaste. Il en est ainsi le matin, mais. au cours
de l'après-midi, la synthèse de l'amidon se bloque à son tour: ceci entraîne, par
le fait même, une diminution de la photosynthèse.
Les réserves amylacées de la feuille permettent à la plante de résister à la
sécheresse. Leur hydrolyse partielle en soirée et durant la nuit contribue pour
une large part à la survie des tissus en leur fournissant des chaînons carbonés;
l'épuisement de ces réserves entraîne le dessèchement définitif de la feuille.
En définitive, les données rapportées dans ce mémoire contribuent à une
meilleure compréhension des rôles respectifs de l'amidon et du saccharose dans
l'alimentation carbonée de l'ensemble de la plante. La stimulation de la
consommation
du
saccharose
par
les
organes
receveurs,
les
gousses
notamment. devrait accélérer sa formation dans la feuille et augmenter la
photosynthèse, tout ceci au bénéfice du rendement en graines.

---

88
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