ND d'ordre:
THÈSE
présentée
A l'UNIVERSITE SCIENTIFIOUE ET MÉDICALE DE GRENOBLE
pour obtenir
LE GRADE DE DOCTEUR DE 3e CYCLE DE CHIMIE PHYSIQUE QUANTIQUE
PAR
Synthèses en positions sélectives de dérivés
de disaccharides, utilisés comme modèles de polymères.
Soutenue le 30 Janvier 1975, devant la Commission d'Examen
JURY
MM. D. GAGNAIRE
Président
H. CHÉRADAME
Examinateurs
D. HORTON

---

UN 1VERS ITE SC 1ENT 1FlOU E
ET ~'ED 1CALE DE GRENOBLE
-----------------------
i·
M. Michel SOUTIF Présid(~nt
M. Gabrlel CAU Vice Prési~ent
----.-----------------------~--------------------~----------------~------7-7---~--
~18'1BRES DU CORPS ENSEIGNN!TDE L'U.S.t.~~!.GJ.
=======C=======.=====================_=_=_
,
- l '
MM.
A~GLES D'AURIAC. Paul
. ~,,'éccn i que des fi u.i des,
ARNAUD Georges
CI inique des maladies infectieuses
ARNAUD Paul
Ch imie, ,
AUBERT t;;uy'
Phys i que,.
, t\\YMJT Yves
Physique approfondie
tv'rne
BARBIER Marie-Jeanne
Electrochimie
~~1.
BARBIER Jean-Claude
Physique expérimentale
B.A:RBIER Reynold
Géologie appliquée
BARJON Robert
Physique nucléaire
BARNOUD Fernand
8iosynt~èse de la cellulose
BARRA Jean-René
Statistiques
BARRIE Joseph
CI iniqu~ c~icurgic~le
BEAUDO 1~'G André
Péd i atri ';3 ,
BERNARD Alain
~1athémat i ques Pures
~~e
BERTRAND 1AS Fra nço i sc
r'iathémat i qU9S Pures
MM.
BEZES Henri
Chirurgie générale
BLAMBERT Maurice
~1athématiques Pures
BOL LI ET Lou i s
Informatique (IUT B)
BONNET Georg3s
'
tl~ctrotechnique
BONNET Jean-Louis
CI inique ophtalmologique
BONNET-EY~~RO Joseph
Pathologie médicale
BOUCHERLE André
Chimie et Toxicologie'
BOUCHEZ Robert
Physique nucléaire
80LiSSARD Jean-Claude
Mathématiques Appliquées
BRAVARD Yves
Géogrëiph i e
"CABANEL GL!y
Clinique rhumatologique et hydrolog!û'
,ÇALAS, Françoi s
Anatomie
C/\\RRAZ Gi 1bert
Biologie animale et phir~acodynamie
CAU Gabriel
M~decine légale et Toxitolog~e
CAUQU l, S Georges
Chimie organiqu~
CHABAUTY Claude
Mathémati'ques Pures
CHARACHON Robert
Oto-Rhino-Laryngologie
.. ' CHATEAU ,Robert
Thérapeutique
CHIBON Pierre
Biologie anlmal~
COEUR André
~Pharmacio chimi~ue et chimie analytique
CONTN11 N Rcbert
CI inique gynécologique
COUDERC Pierre
Anatomie Pathologique'
CFjAYA Antoine
r·1éca ni Gue
Mme
DEBELHAS' Anne-r·1ari e
~1at i ère méd i ca 1e
Mrl.
DEBELM/\\S Jacques
Géologie générale
DEGRNJGE. Char f es
Zoologl'e
DEPORTES Charles
Chimie minérale
DESRE Pierre
Métallurgie
DESSAUX Georges
Physiologie animale
DODU J acq ues
Hécé'Jn i que app 1i quée
DOLIQUE Jean-Michel
Physique des plas~as
DP,EYFUS Bernard
Thermodynamique
DUCROS Pierre
Cristi;lliographie
Dl'GOIS Pierre
CI inique de Dermatologie et Syphi ligra~hie
:F,l,U René
CI inique neuro-psychiatrique

---

2
MM.
GAGNAIRE Didier
Chimie physique
GALLISSOT François
~1athématj ques Pures
GALVANI Octave
Mathématiques Pures
GASTINEL Noël
Analyse numérique
GAVEND Michel
Pharmacologie
GE 1NORE ~11 che 1
Electroradiologie
..GERB~R Rop~rt
Mathémetlques Pures
.GE~1AIN Jean-Pierre
r'1écan i qU'3'
GIPAUD Pierre
Géologie
KAHANE André
Physique générale
KLE 1N Joseph
~'~èthémati ques Pures
KOSZUL Jean-Louis
t1athématl ques Pures
KRAVTCHE~JKO J..u 1 i en
r,,'écan i au'3
I<lJNTZ~AANN JCl:!n
~1élthémf:ti ques App 1i quées'
LACAZE Albert
Thermodynamique
LACHARME Jean
Biologie végétale
LAJZERO\\~ICZ Joseph'
Physique
'
LATREILLE René
Chirurgie générale
LATURAZE Jean
Biochimie pharmaceutique
LAURENT' Pierre
Mathémetiques Appliqué~s
LEDRU Jean
CI inique médicale B
lLIBOUTRY Louis
Géophysique
LmJGEQUEUE Jean-Pi erre
Physique nucléaire
LOUP Jean
Géograph i e
""'" .
Mie
LUTZ Elisabeth
Mathémati.ques Pures
~1ALGRANGE Bernard
.~1athémati q\\-les Pures
~1AL 1NflS Yves
CI ~nique obstétricale
. MARTIN-NOEL Pierre
Seméiologie médicale
MAZARE Yves
Clinique médicale A
~11CHEL Robert
Minéralogie et Pétrographie
MOUR 1QJAr·JD Claude
Histologie
!\\10USSA André
Ch imi e nu:c 1éa ire
NEEL Louis
Physique du Solide
OZENDA Paul
Botani.que
PAYAN Jean-J~cques
Mathé~a+iques Pures
PEBAY-PEYROULA Jean-Claude.
Physique
RASSAT André
Chimi~ sy~tématique
. RENARD Michel
th~rmodynamlque
.
REULOS René
Physique industriel lè
RINALDI Renaud
Phy's i que
ROGET Jeùn
CI inique.de pédiatrie et de 'puéricult4~~
DE ROUGEHmH Jacques
Neuro~ch i rurg 1e
SEIGNEURIN Ray~ond
Microbiologie et Hygiène
SENGEL Ph i Il ppe
Zoologie
SOUTIF r··1Ichel
Physique g6nérale
TANCHE ~1aur i ce
Physiologie
TRAYNARD Phi lippe
Chimie générale
VAILLANT François
Zoologie'
Vf\\LENTI~l Jacc::1ues
Physique Nucléaire
VAUQUOIS BerniJrd
Calcul électronique
Mme
VERA 1N Ali ce
Pharmacie galénique
M.
VERAIN André
Physique
: "
MM.
VEygET P~ul
Géograph i e·
VIGNAIS Pierre
Biochimie médlcalo
YOCCOZ JeiJn
Physique nucléaire théor!que
MM.
ASCARELLI Giannl
Physique
CHEEKE John
Thermodynamique
GILLESPIE John
ROCKAFELLAR Ralph
Mathématiques appliquées
l'IOH LF.~RTH Er i ch
Physi~ue du solide

---

'.
3
PRCFESSEURS SANS CHAIR~
-----------------------
Mie
AGNIUS-DELORD Claudine
~hysique pharmaceutique
ALA.RY Josette
Chimie analytique
M~I.
BELORIZKY Elle
Physique
BENZAKEN Claude
~.1nthématiques app 1iquées
BERTRAND lAS Jean-Paul
Mnthématlquesappliquées
BIAREZ Jean-Pierre
MéCnn i que
Mme
BON~ll ER J =ne
Chirrie 98néraiG
~~.
BRUGEL LucIen
Energétique
CARLIER Georges
. Biologie végétale
CONTE René
Physique
DEPASSEL R0ger
Mécaniq~e des Fluides
GAUTHIER Yves
Sciences biologiques
GAUTRON René
Chimie
GIDON Paul
Géc, logle, et ~,., i néra log i e .
GLENAT René
Chimie organique
HP.CQUES Géra rd
Ca.lcul,numérique
HOLLARD Daniel
Hématologie
HUGONOT Robert
Hygiène et~w1éd. Prévent,i ve.
1DEL~1AN Simon
Physiolog~e animale
JANIN Bernard
Géographie
JOLY Jean-René
Mathêmètiques pures
JULLIEN Pierre
. ~1ath0rnati ques app 1i q,uées..
~1me
KAHANE Josette
Physique
MM.
KUHN Gérard
Physique
LUU-DUC-Cuong
Chim1e.Organique
~1AYNARD Roge r
Physique du solide
MULLER Jsan-Miche!
Thérap8utique
PERRIAUX Jean-Jacques
Géologie·~t minéralogie
PFISTER Jean-Claude
?hysi~~e 'du solide
Mie
PIERY Yvette
Physi~l~gie animale
MM.
REBECQ Jacques
8iologie (CUS)
REVOL ~~ i che 1
Urologie
REYMOND Jean-Charles
Chirurgie générale
ROBERT André
Chimie papetière
SARRAZ 1N Roger
An~tomi~ et chiruroie
' 1
. ",'
SARROT-REYNAULD Jean
Géo 1og'(e
~
SIBILLE Robert
Construction Mécanique
SI ROT Lou i s
Chirurgie générale
Mme
SOUTIF Jeanne
Physique généçale
MM.
VIALON Pierre
GéologIe'
VAN CUTSEM Bernard
~1athémati ques app 1i qLJées
~'A 1TRES DE CONFERENCES ET t1A 1TRES DE CONFERENCES AGREGES
MM.
N1BLARD Pierre
Oermatologie
p.J·1BROISE-THŒ1AS Pierre
Par?,sitologie
ARMAND Yves
'Ch imie '
BEGUIN CI<lude
Chimie organique
Mme
BERIEL Héléne
Pharmacodyna~ique
M.
BILLET Jean
Géogrcphie ,.
BOUCHARLAT Jacques
Psychiatrie ëdultes
Mme
BOUCHE Liane
M?thém~tiques (eUS)
rc1M. . BOUCHET Yves
Anatcm t·e
8RODEAU FrançoIs
~lath&mati ques( 1UT B)
BU 1SSON Reger
Physique
BUTEL Jean
Orthopédie
CHM,~BAZ Edmond
Biochimie médicale
CHM~PET 1ER Jean
An~tomie et orgênogénèse
CHERADA~~E Hervé
Chimie papetière
CHlf\\VERIrJA Jean
Biologie appl iquée '(fFP)

---

4
COHEN-AD DAO Jean-Pierre
Spectro~Gtrie physique
COLOMB Maurice
Biochimie médicale
COULO~18 Max
, Rad i01 og ie
CROUZET Guy
Radiologie
CYROT t·11 che 1
,PhysiquG du solide
.'
DELOBEL Claude
f'1. '1 • A. G.
, .'
DUSSAUD René
~1athématlques (eUS)
Mme
ETERRAOOSS 1 J acquoll ne,
Physiologie
MM.
FAURE Jacques
~1éde'c 1ne 1éga 1e
FONTAINE Jean-Marc
Mathém~+lques Pures
GENSAC Pierre
Botanique
G1DON t1aur i ce
Géologie
GRIFFITHSMichaël
~1athémat1ques App 1 i quées
GROS Yves
Physique (stag.)
GROULADE Joseph
BiochimIe médicale
GUITTON Jacques
ChImie
IVANES Marcel
El ectr iC 1té
:
'
:1; .
JALBERT Pierre
Histologie
KRAKOW IAK Së\\cha
Mathématiques appliquées
,
Mme
LAJZEROWICZ Jeannine
Phys'i que
"
MM.
LEROY Ph i 1i ppc
~·1athémati ques
LOISEAUX Jean-Marle
'
Physique NucléaIre
.,
, "
,"'
~1ACHE Rég 1
. '
,
5
Physiologie végétale
MAGNIN Robert
Hygiène gt Médecine préventi~e"
MARECHAL Jean
r·1écan i que
MART 1 ~I-BOUYER MIche 1
'Ch(rriie (eUS)
~11 CHOUL 1ER Jean
PhysIque (I.U.T. "A")
Mme
~11 NIER Co 1ette
r:hys 1qU,e
, ;!
r-1M.
MI COUD ~1ax
Maladies infectieuses
NEGRE Robert
~1écan i que
PARAMELLE Bernard
, Prie,umo log i e
PECCOUD Fronçols
Anal.yse (1 UT B)
PEFFEN René
~1éta 1'1 urg i l?-
'; ,
PELte10NT Joan
,Physiologie animale
PERRET Jean
Ne'uro 1og l, e
PHELIP Xavier
Rhu'matologie
RACHA 1L ~11 che 1
~é~eclno Interne
RAC 1NET CI (Jude
, Gynécologie et obstétrique
RAYNAUD Hervé
M. 1.A .,G.
RENAUD Maurice
Chimie
Mme
RE NAUD ET Jacqueline
Bactério,logie
"
,
M.
RI CHA,RD Luc 1en
Botanique
Mme
RINAUDO Marguerite
·Chim~emacromol~culaire
MM.
RO~11 ER Guy
Ma+hémati~ues (IUT B)
SHOM Jean Craude
Chimie Générale
ST 1EGL ITZ Pau 1
Anesthésiologie
STOEBNER Pierre
Anatomie pathologique
VROUSOS Constantin
Radiologie
MAITRES DE CONFERENCES ASSOCIES
-------------------------------
~~.
CRABBEE Pierre
C.E.R.M.O.
CABOT
Hathémafi ques app Il quées
,CUR81 E Jan
Mathématiques appl iquées
MM. BARGE Michel
lieuro-ch i rurgi e
CONTM11N Charles
Chi'ru~gia thoracique et ,cardio-vastulaire "
CORDONNIER Daniel
Néphrologie
DENIS Bernard
Cardiologie
KOLODIE Lucien
Hématologie
RMŒAUD Pierre
pédi'atrio
ROCHAT Jacques
Hygi~ne et hydrologiA
Fèit'~ S~i~t ''.~Flrtin d'Hères, jMNIER 1974.

---

à la mémoire de ma mère

---

Monsieur GAGNAIRE~ Professeur à l'Université Scientifique et
Médicale de Grenoble~ a bien voulu m'accueillir dans son laboratoire de
Chimie Organique Physique du Centre d'Etudes Nucléaires de Grenoble. Il
n'a cessé~ malgré ses préoccupations~ de m'apporter durant mes études
universitaires et mon travail de recherche~
son aide scientifique~
humaine et matérielle. Je lui en suis très reconnaissant~ et je le prie
de trouver ici l'expression de ma pro fonde grati tude. Enfin~ Je suis .très
sensible à l'honneur qu'il m'a fait en acceptant de présider ce Jury.
Je remercie vivement Monsieur CHERADAME~ Maitre de Conférences
à l'Université Scientifique et Médicale de Grenoble~ qui s'est intéres9~
à mes travaux et a accepté de participer au Jury.
A Monsieur HORTON~ Professeur à l'Université d'Ohio à ColumbUs~
j'exprime mes sincères remerciements~ pour avoir accepté d'examiner ce
travail.
J'ai travaillé avec Monsieur Léon ODIER~ qui m'a fait profiter de
son expérience. Qu'il veuille bien croire à mes vifs remerciements~ Je
remercie ftbnsieur VINCENDON pour ses conseils durant la rédaction de ce
texte~ ainsi que Madame Danielle DELANNOY.
Je tiens à remercier aussi Madame Roselyne BRIERE~ pour le
soutien qu'elle m'a souvent apporté.
J'exprime mes remerciements à Messieurs ROUSSEAU et REUTENAUER
du Laboratoire de Résonance Magnétique~ pour les spectres r.m.n. à 250 MHz~
Monsieur PATRON pour les spectres à 100 MHz~ Messieurs J.B. ROBERT et
R. NARDIN pour les spectres sur XL.l00~ Madame BREUILLARD~ Mademoiselle
CORMUREAU et Madame DUMAS~ pour la dactylographie de ce texte.
Je remercie Monsieur DEFAYE et Madame GADELLE (CERMA V) pour des
discussions sur le sujet et~ en particulier~ la fourniture d'un échantillon.
Je remercie tous mes autres camarades du laboratoü?e~ sans oublier Madame
Danielle ROBERT~ Monsieur Ronan LE FUR~ pour l'ambiance amicale qu'ils ont
su créer~ condition sans laquelle un tel travail~ si modeste-soit-il ne
serait réalisé. Enfin~ je remercie tous cev~ qui~ de près ou de loin~ ont
contribué~ d'wie manière ou d'une autre~ à la réalisation de ce travail.

---

-,-::
.-
TABLE
DES
MATIERES
Pages
INTRODUCTION.
CHAPITRE
l
Synthèse
des
dérivés
éthyléniques
du
méthyl-B-~-maltoside et du méthyl-B-~­
cellobioslde
7
A -
Synthèse
des
méthyl-B-~-maltoside et cellobioside
7
1.
Généralités
1,1
-
Acétylation
des
hydrates
de
carbone
7
1.2
-
La glycosidation
de
Koenigs-Knorr
8
1.3 -
La déacétylation
9
2.
Résultats
expérimentaux
et
spectres R.M.N.
1 0
3.
Partie
expérimentale
25
B -
Préparation
des
dérivés
éthylidéniques
du
méthyl'-S-~-maltosideet cel1obioside
27
1,
Introduction
27
2.
Résultats
expérim
28
3.
Partie
5 1
Bibliographie
57
.. ; ..

---

CHAPITRE
II
Les
ethers
trityles
et
les
esters
sulfoniQues
du methyl-S-Q-maltoside
et
du méthyl-e-Q-cellobioside
1.
Les
ethers
trityles
60
1.1
-
Genéralités
bibliographiQues
60
1.2 -
La détritylation
62
2.
Les
esters
sulfoniq,ues
2.1
-
Introduction
66
2.2
-
Synthèse du méthyl-tri-Q-méthyl-2,3,4
tosyl-6-S-~-glucopyranoside
74
2.3 -
Synthèse du méthyl-penta-Q-méthyl-2,3,
2' ,3' ,4'-di-Q-tosyl·-6,6'·-B-~-cellobioside
75
2.4
-
Synthèse
du méthyl-penta-Q-acétyl-2,3,2',
3' ,41-dimésyl-6,6'-B-~-maïtoside
76
3.
Partie
expérimentale
84
Bibliographie.
90
CHAPITRE
III
Synthèse
de
nitroxydes
dérivés
du
glucose
93
1.
Introduction
93
2.
MarQuage
des
saccharides
3.
Propriétés
du marqueur
95
4.
Synthèse
du marqueur
95
5. Synthèse de méthyl(tétraméthyl-2,2,5,5-aza-1
cyclopentène-~ carboxyl-3 oxyle)6-8-~-gluco­
pyranoside
96
6.
Partie
expériP.1entale
10 1
Bibliographie
106

---

CHAPITRE IV
Identification des signaux méthyles des groupes
acétoxyles dans les spectres (r.m.p.) des
méthyl hepta-Q acétyl-B-Q maltoside et cello-
bioside
-
-
108
1. Identification des signaux des acétates portés par les
carbones 6, 6' et 4'
109
2. Attribution du signal acétoxyle du groupe acétate en'
position 3
117
3. Essai d'attribution du signal acétoxyle de l'acétate en
posi tion 2
124
3.1 - Hydrolyse de l'acétobromocellobiose
124
3.2 - Synthèse des orthoacétates
126
3.3 - Méthanolyse de l'orthoacétate
129
4. Acétylation partielle
131
5. Partie expérimencale
136
Conclusion

---

-
l
-
INTRODUCTION
L'~tude par r~sonance magn~tique nucl~aire de la chi~~e
des
polysaccharides
est
l'une
des
activit~s de recherche de notre
laboratoire,
Ainsi
des
~tudes ont ~t~ effectu~es sur le tri?c~­
tate
de
cellulose
(1)(2),
la
trim~thyl-cellulose (3), la ~~acti~
vit~ des extr~mit~s r~ductrices de d~riv~s de la cellulose (4).
Une
telle
~tude n~cessite souvent celle du motif monom~re,
puis
des
oligomères
et
enfin
du
polymère.
De
nombreux
travaux ont
~t~ effectu~s sur le glucose (5)
(5)(7),
La 'r~sonance des
groupes
m~thyles des ac~tates et des
~thers m~thyliques du Rlucose est connue (7)(5). Cette identifi-
cation
des-déplacements
chimiques
des
m~thyles a permis de cori-
n a ! t r e l a
r~activit~ relative des groupes hydroxyles dans le
méthyl-a
et
e-~-glucopyranoside (5)(7),
D,'HORTON
et
J.
LAUTEP,BACK
(7)
ont
étudié
la
r~activité
relative
des
groupes
hydroxyles
du méthyl-a-Q-glucopyranoside
dans
un
milieu
réactionnel
d'acétylation.
Jusqu'à
présent
peu de
travaux
ont
été
consacrés
aux
disaccharides.
Les
études
portent
essentiellement
sur
les
dépla-
cements
chimiques
des
protons
des
cycles
des
ac~tates du maltose
(8)(9)
et
du
cellobiose
(10).
L'attribution
des
signaux
ac~toxyles dans les spectr~~
R:M.N.
des
acétates
de
maltose
et
cellobiose
serait
d'une
grànd~
utilité
puisque,
par exemple,
le
maltose
en
présence
d~ chlor~~e
d 1 acétylpyridinium
dans
le
tolu~ne conduit à lrhepta-g-acétyt~l,
2,5,2'3',4'5'-r3-Q-maltose
(11).

---

- 2 -
Ainsi
deux
groupes
hydroxyles
occupant
les
mêmes
positions
mais
sur deux
cycles
diff~rents d'un disaccharid~ r~agissent
diff6remment
dans
un même
milieu
r~actionnel. G~n~ralem~nt tette
diff~rence de r~activit~ des groupes' hydroxyles dans un di, tri,
polysaccharide
s'explique
par l'existence
des
liaisons
hydrogènes
intramol~culaires, des effets d'encombrements stériques et d~s
effets
d'extré~it~s de chaînes.
L'ac~tylation des polysaccharides, par exemple de la
cellulose,
n'est
pas
toujours
compl~te et dépend du réactif ~t
des
conditions
de
peracétylation.
Les
méthodes
de
dégradation
pour déterminer
la distribu-
tio~ totale des substituants ont été appliquées} la cellulose
partiellement
ou
non
acétyl~e (12)(13), à l'amidon partielle~ênt
phosphorylé
(14),
à l'amylose partiellement méthylée
(15).
Toutes
ces
méthodes
demandent
la
conversion
du
polysaccharide
en
dérivés
partiellement
substitu~s dans des
conditions
variées,
suivie
par
la
séparation,
la détermination
quantitative
des
produits.
Ces
mé~hodes peuvent être tr~s efficaces pour les substituants st4-
bles
tels
eue
les
éthers
aliphatiques,
par contre
la
mobilit&
des
substituants
esters
rend
la détermination
de
leur
distrib~~
tion beaucoup
plus
difficile
à cause
de
la migration
possibl~ ou
des
réactions
de
déacylation
durant
les
analyses.
La préparation
des
oligosaccharides
(maltose
et
cello-
biose)
diversement
substitués
est
dtun
intérêt
th~orique et peut
avoir
des
implications
pratiques
industrielles
(16)
lorsque
l'on
sait
que
le
maltose
et
le
cellobiose
sont
respectivemént
des
mo-
t i f s
dimères
du
glucose,
constitutifs
de
ltamylose
et
de
la cel-
lulose.
De
plus
ces
composés
pourront
être
utilisés
comme
matières
premières
dans
d'autres
synthèses
catalyse
de
synth~se ass~~é-
trique
d'hydrogénation.
Dans
le
but
d10btenir
un
disaccharide
ressemblant
le
plus
possible
au
polym0re
correspondant
et
afin
dtéviter d'avoir ~
faire
à des mélanges a
et
f,
l'anomérisation du
groupe
acéto~yle

---

- 3 -
~tant possible dans le milieu r~actionnel d'ac~tylation, nou~
avons
été amenés
cl bloquer la position anomère
de
ces
saccharides
avec
le
eroupe méthoxyle
en
utilisant
la réaction de
glycosida-
tion
selon
la méthode
de
KOENIGS-KNORR.
On obtient,
dans
ces
conditions,
le
méthyl hepta-Q-acétyl
8-~-cellobioside qui est un meilleur modèle de la cellulose et
nous
avons
utilisé
en parallèle
le
méthyl hepta-~-acétyl-e-~­
maltoside.
Le
premier chapitre
est
consacré
à la préparation des
dérivés
éthylidéniques
des
méthyl-f-~-maltoside et cellobioside.
Le
deuxi8me
chapitre
concerne
la synthèse
des
éthers
trityles
et
d'esters
sulfoniques
de
ces
glycosides.
Le
troisième
chapitre
concerne
la réaction
de
substitu-
tion
d'un
groupe tosyle
par un
sel de
sodium
ou
la synthèse
du
méthyl-e-~-f,lucopyranosidemarqué en position 6 par un ra~ical
nitroxyde.
Dans
le
quatrième
chapitre
nous
abordons
l'attribUtiop
des
signaux méthyles
des
groupes
acétoxyles
dans
les
spectre~
R.M.P.
(résonance magnétique
des
protons)
des
méthyl h~pta-Q­
acétyl-S-Q-maltoside et
cellobioside.
Nous rappelons
très
brièv~ment la définition et la formule
du maltose et
du
cellobiose.
Le
cellobiose
est
le
principal
produit
obtenu par l'hy-
drolyse
de
la
cellulose,
i l est
constitué de
deux motifs
Q-gluco-.
pyranosyles
liés
entre
eux par la
liaison
B(l -+ 4).
C'est
donc
le
Q-glucopyranosyl
6(1-4)
R-glucopyranose.
Le maltose
est
un
dimère
du
glucose
lié
en a(l-+ I~), obtenu
par hydrolyse
de
l'amidon.
Il
se
trouve également
à
l ' é t a t
naturel
sous
forme
d'hydrate.
C;est
le
~-~lucopyranosyl a(1-4) Q-glucopy-
ranose.

---

HO
cellobiose
HO
maltose

---

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---

- 7 -
CHAPITRE l
SYNTHE SE DES DERIVES ETHYLIDENIQUES DU
METHYL- ~Q-MALTOSIDE
ET DU METHYL-S-Q-CELLOBIOSIDE
A -
SYNTHESE DES METHYL- ~-~-MALTOSIDE
ET CELLOBIOSIDE.
------_.-
l
GENERALITES
1.1
-
Acétylation
des
hydrates
de
carbone
Les
groupes hydroxyles
des
saccharides
réagissent
très
facilement
avec
l'anhydride
acétique
en
présence
d'un
catalyseur
acide
ou basique
tel
que
l'acétate
de
sodium ou la pyridine .
•
Les
catalyseurs acides habituellement
employés
sont
le
chlorure
de
zinc,
l'acide
chlorhydrique,
l'acide
perchlorique.
La préparation
des
anomères
S des
acétates est
favo-
risée
à haute température en utilisant l'acétate de sodium comme
catalyseur.
L'acétylation
du
glucose
sous
forme
a
ou
S avec
l'anhydride
acétique
et
la pyridine
(1)" à
zéro
degré
se
fait
sans
épimérisation.
A une
température
plus
élevée,
en
présence
des
catalyseurs
acides tels
que
le
chlorure de
zinc
(2),
9u
l'acide
sulfurique,
l'équilibre
d'anomérisation
évolue
en
fa-
veur de
la
forme
a.
Le
choix de
la méthode
d'acétylation dépend du pro~
duit
désiré,
de
la nature
du
sucre
de
départ.
En
effet
les
sucres
en
solution
existent
sous
forme
de
mélanges tautomères
en
équilibre et
sont
acétylés
tels
quels
dans
le mélange
réactionnel.

---

- 8 ~
Les acétates de
sucres
sont
généralement
utilisés
dans
des réactions
de
glycosidations
(3).
1.2
-
La glycosidation de
KOENIGS-KNORR
La
synth~se directe des méthyles et d'autres alkyles
glycopyranosides par la réaction
Fischer est
quelquefois
inapplicable.
Le
méthyl-a-~-glucopyranoside (3) (4)
(5)
ou
mannopyranoside
est
directement
obtenu
en traitant
le
sucre
par du méthanol à
chaud en présence
des
résines
acides,
telle
que
l'Amberlite
IR-120.
Mais
cette méthode
de
glycosidation n'est
pas tou-
jours applicable.
Elle peut ne
pas
donner lianom~re désiré et
ne
peut
s'appliquer aux disaccharides,
l'alcoolise
pouvant
se
produire
au cours
de
la réaction.
On utilise
alors
la réaction de-KOENIGS-KNORR (6)
en utilisant
les
halogénures
de
poly-~-acylglycosyle.
Les bromures
des
poly-~-acétylglycosyles sont l~s
intermédiaires
les
plus
fréquemment
utilisés,
mais
ceux des
poly-~-benzoylglucosyles le sont occasion~ellement (7). On les
obtient en traitant
les acétates
de sucre
par l'acide bro~~y~
drique
dans
l'acide
acétique
glacial
(9-13).
Il a
été observé
que
la synth~se de l'acétobromo-
glucose
passe par la
formation
du bromotétra-~-acétyl-2,3,4,6­
B-~-glucopyranosyle qui ensuite est réversiblement converti en
bromotétra-~-acétyl-2,3,4,6-a-~-glucopyranosyle
thermodynam~que­
ment
plus
stable.
Au cours de
l'isolation
de
l'acétobromoglucose,
ce
dernier peut
s'hydrolyser,
ce
qui entraîne
souvent
des ren-
dements
faibles
(12)
(13).
Cette remarque
reste
vraie
pour les
disaccharides.
Les halogénures
d'oligosaccharides
acylés
réagissent
avec
les
alcools en présence
d'acétate mercurique,
de
carbonate d'argent
pour donner des
anom~res e de glycosides acylés. Ceci a été
prouvé
au cours
de
la réaction
de
l'acétobromocellobiose avec
le méthanol
(14),
de
l'éthanol
(15)
et
du
tertiobutanol
(a) .•

---

9 '
.
Ces
réactions
se
passent
aussi
de
la
A
meme
"
,
manler~
en présence de
cyanure mercurique
(16).
,
1.3
-
La déacétylation
Les
acétates
des hydrates
de
carbone
sont
facilement
purifiables
et
interconvertibles
en substances
de
départ.
Ge
sont
de
bons ,dérivés pour
isoler et
purifier les
sucres.
L'hydrolyse de
l'ester est
catalysée
par les
acides
et
les
bases,
ces
àernières
étant
les
plus
puissantes.
Les
groupes
acétamides
sont
débloqués
par les
acides
forts
(17)
(18)
et
les bases
(19).
Les
groupes
acétates
peuvent
être
débloqués
préf~­
rentiellement
sans toucher aux fonctions
acétamides
(19)
(20).
La déacétylation avec
une
solution méthanolique
contenant
du
méthylate
de
sodium
(21)
ou de
bariu~ (2~) dépend de la trans-
estérification.
Elle
se
passe
dans
d~s conditions qui affectent
peu
les
sucres
libres.
Une
solution méthanolique
d'ammoniac
(23)
ammono+yse
les
groupes
acétates
conduisant
à la formation des
acétamid~s et
d'autres
dérivés
de
sucres
dans
lesquels
le
groupe
carbony+e est
protégé,
le
composé
de
départ
étant
un
glycoside.
Cette méthode
a
un
désavantage,
du
fait
que
les
sucres
non bloqués
conduisent
à
la formation
de
glycosamine
(24).
Les
solutions méthanoliques
de
diméthylamine
(2~) et
d'autres
amines
peuvent
être
utilisées
à
la place de
l'ammoniac.
Bien que
les
sucres
soient hautement
instables
en
miiieu alcalin,
une
solution
aqueuse
froide
d'hydroxyde
de
barium a
été
utilisée
spécialement
pour la déacétylation des
cétoses
(26).
La déionisation des mélanges
réactionnels
peut
être
facilement
accomplie
par des
résines
échangeuses
d'ions.

---

~ ro --
2
-
RESULTATS
EXPERIMENTAUX
ET
SPECTRES
R.M.N.
L'octaacétate
de maltose
et
de
cellobiose
ont
été
obtenus
en
acétylant
le
disaccharide
dans
le
système
anhydride
acétique
-
pyridine
ou
anhydride
acétique
-
acétate
de
sodium.
Dans
le
premier cas,
nous
avons
obtenu
l'anomère
f
de
l'octaacétate,
quel
que
soit
le
sucre.
Par
cont~e, le cel-
lobiose
traité
par
l'anhydride
acétique - acétate
de
sodium
nous
conduit à
un mélange
de
25
% d'a-octaacétate et 75 % de
B-octaacétate.
Les
pourcentages
ont
été
obtenus en mesurant
sur le
spectre
R.M.N.
le
rapport
des
intensités
des
deux
dou-
blets
du
proton
anomérique
a
et
e qui résonnent respectivem~nt
à 6,24 ppm et
5,75
ppm.
Avec
le
maltose,
seul
l'anomère B de
l'octaacétate
a
été
isolé.
Ces
acétates
obtenus
sont
mis
en
solution
dans
l'acide
bromhydrique
dissout
dans
l'acide
acétique
glaciat à
35
%. On obtient alors de l'acétobromomaltose ou cellobiose,
selon
que
l'on parte d'acétate
de maltose
ou
d'acétate
de
cello-
biose
avec
un
rendement
de
90
% environ.
Sur
les spe ctres R. M. N.
[lJ
[4]
on n'observe
pas
de
~
: : : : : : : :u6::~t::m~nomériqUe à 5,75 p~~~~&el~'ac~~:te, mais un
., '-'
C
\\,.,
'O'-.J
A
J>
i:.. ~'3
n
Le
dérivé
bromé
est
alors'~r~ité par;; ~méthanol, en
P ré sen ce
d e
car bon a t e
d' a r ,g.. e nt. f ra î ch efu:ei1't n r P~p a,r.v~. Ap r è s pu -
'\\,:J",
~
'0':#
,,~'L'f'J
':Jv~;'
.
rification
par cristallisation dans
l'e~fi~0~ obtlent le mé-
thylglycoside
avec
un
rendement
de
46
% environ par rapport à
l'acétate
de
départ.
Sur
le
spectre
R.M.N.
(figure
2),
le
doublet
du
pro~
ton
anomérique
à 6,50 ppm a disparu.
A 3.46
ppm on
observe
+~
pic méthyle
(OCH 3 ).

---

-
I I -
La déacétylation est
ensuite
effectuée
par du
méthylate
de
sodium
~g dans le méthanol avec un rendement ap-
proximatif de
75
%. Elle est contrôlée par R.M.N. en examinant
la disparition
des
pics
acétates
qui
résonnent
à 2 ppm.
Les protons
anomériques
de
l'acétobromomaltose
et
de
l'acétobromocellobiose
résonnent
sous
forme
d'un
doublet
vers
les
champs
faibles
à 6,50 ppm.
Ce
fort
déblindage "est
dG
à la forte électronégativité du brome.
Sur le
spectre
de
ces
dérivés bromés,
on n'observe
pas
de
doublet
à
5,75
ppm,
ce
qui
indique
que
le
groupe
~-acétyle anomérique est substitué drUne
manière'quantitative
par le
brome.
Sur le
spectre
[5J
du méthyl hepta-9-acétyl-B-2-
maltoside,
le
signal à
3,67,ppm correspond
au
groupe
méthoxy~e
anomérique
alors
que
sur celui du méthyl hepta-~-acétyl-B-~~
cellobioside
(spectre
nO
2)
le
groupe
méthoxyle
résonne
à
3,46 ppm.
D'autre
part,
dans
les
deux
cas
on
n'observe
pas
le
signal à
6,50
ppm
correspondant
à celui du proton anomérique
des
dérivés
bromés
indiquant
ainsi
que
le rnéthyl-glycoside
est
pur.

---

H20Ac
, Ac
H
H
m'altose
HBr.. AcOH
'. '
.
~2oAc
Me
<:
MeOH
91
Ag2C03
T: reÇlox,
MeOH MeONa
Me:::CH 3
T~ retlu}:.
T ::: tem pératur~
Ac= CH3CIIo
H
TABLEAU
l

---

- 13 -
-
Spectre
du
bromo
hepta-Q-ac~tyl-a-Q-cellobiose
-
-
effectué
dans
le
chloroforme
deutérié
,1
100
~1I!z.
On
observe
le
doublet
ariomériaue
~
f.
:=
6,50
npm
(J
= 4 Hz)
-
le
triolet
du
oroton
H3 plus d~olacé que les au-
tres
protons
'1
f
= 5,5 npm
(.J
= 10 Hz)
-
les
si~naux des acétates entre ?,? Dpm l,q? np~.

---

l~
T=' 'F~
.
==F :
+== '
+ .
,
1
:
' 1
l
' :
l
'
,
• , l ' , , : ~ , , , , l ' . , =l ' , • , l ' , , , l ' .,
l"'"
l
'
. ,
l '
1
>-H~
~
400
J00
,
C
Hz
1
250
,
1(
1
At:;
H
1
li
5
o
ft
l',
: '
~
1
'Iii;
1
11.
6
_5
2L

---

- 15 ~
figure
2
Spectre
du méthyl
hepta-Q-acétyl-R-~-cellobioside
à
100
MHz
effectué
dans
le
chloroforme
deutérié
On
note
le
signal méthoxyle
à 3,46 opm et
les
signaux
acétoxyles
entre
1,9R
ppm
et
2,14
opm.

---

...... _---=:.~
- _..
o~
~-§_~_§-5t--------------.---.LlJJ

---

- 17-
Figure
3
-
Spectre
du "m~thyl-e-2-cellobioside ~
100
~Hz effectu~
dans
la
pyridine
deut~riée,
On
observe
-
le
sirnal
méthoxyle
}
3,64
ppm
-
une
bande
large
dans
les
chamDs
faibles
entre
6
et
ï,5
Dpm,
attribuée
aux
groupes
hydroxvles
-
le
doublet
du
proton
anom~rique ,~
4,68
Dpm
(,T = ,1
Hz)
le
doublet
du
proton
glycosid"iaue
Hl'
~ 5,12 ppm
C,J
= R Hz),

---

.... fI
l
4
0
:z:
o
:::r:::
o('II
%
U
o
%
o
/
c.o
o
%
~_~_~_~_Sl
--:-
.L...-----'~

---

- I9 -
figure
4
-
Spectre
du
Bromo-hepta-g-acétyl-~-~-maltoseà 100 MHz
effectué
dans
le
chloroforme
deutérié.
Comme
dans
le
cas
du
cellobiose,
on
observe
le
dèublet
du proton
à
6
50 ppm
et
le
triplet
du
proton H
9
3
à
5,55
ppm
les
signaux des
acétates
entre
1
9 ppm et
9
9
2,16
ppm.

---

l
)-ti~
_00
300
200
100
o
Hl
1
250
1
100
1
50
t;t
I;i
CH20Ac ...
.1.
AcO
1Iii
··1
. DAc
i
1
'x...-:--;,~:::i?~'.·:";7
r

---

-
2I..,.
~iEure 5 - Spectre du méthyl-hepla-g-acétyl-P-~-maltosideà
100 MHz
effectué
dans
le
chloroform~ deutérié.
On
observe
le
signal
méthoxyle
anomérique
~
3,67
npm
el
les
signaux acétoxvles
entre
2~15 et 2,35 ppm.

---

i!!i!
Clau.
()
«
o

---

- 23 -
Figure
6
-
Spectre
du méthyl-E-Q-maltoside
à 100 MHz effec~u~
dans
la pyridine
deutériée.
On
note
, à 6,1 ppm le signal des
groupes
hydroxyles
à
5,44
ppm
le
doublet
du
proton
glycosidique
(J l '2' = 4 Hz)
à 4,3 ppm le doublet du proton anomérique
(J
~ 8 Hz)
12
et
à 3,42 ppm le signal du groupe méthoxyle anomé-
rique.

---

o
::t:
"}--o
~-§-~-~-51----------------"""-'~

---

- 25 -.
3
-
PARTIE EXPERIMENTALE
S-Octaacétate
de
maltose
50 g de
maltose
commercial bien séché
sous
vide
à
50°C sont
dissous
dans
500 ml d'anhydride
acétique.
On
ajoute
30 g d'acétate
de
sodium.
Le
mélanf,e
réactionnel
est
chauffé
à reflux dans un bain d'huile
pendant
une
heure
trente.
La
solution est
concentrée
jusqu'à
obtention d'une
poudre
blanche.
Elle
est
reprise
par
du
chloroforme.
La
solution
chloroformi-
que
est
lavée
successivement
avec
l'eau,
par une
solution
saturée
de
carbonate
de
sodium,
puis
à
nouveau
avec
de
i'equ.
Séché
sur du
sulfate
de
sodium,
le
chloroforme
est
alors
év q -
paré
à sec.
Le
résidu
est
recristallisé
dans
l'éthanol.
On
obtient
94
g de
cristaux d'octaacétate
de
maltose.
Rendement
83
%.
f
= 159°. Litt. (27) f = 159-160°,
Bromo hepta-Q-acétyl-a-Q-maltose
50 g d'acétate
de
maltose
sont
mis
en
solution dans
400 ml
d'acide
acétique
glacial saturé
d'acide
bromhydrique
à
35
%. Après trente minutes à la température de la salle, l?
solution est
filtrée
et
le
f i l t r a t
est
directement
recueilli
dans
700 ml
de
chloroforme.
On ajoute
alors
de
l'eau
glac~~,
L'extraction étant
faite,
la
solution
chloroformique
est
éva-
porée
et
on
obtient
48
g d'une
poudre
blanche.
Son spectre
a
été
pris
et
un
doublet
corresportd~rt
à
celui
du
proton
anomérique
sort
à
6,50 ppm.
Plus de
doublet
à
5,75
ppm,
ce
qui
sig~ifie qu'il
y
a
moins
de
3 % d'octaacétate.
~jthyl hepta-Q-acétyl-B-Q-maltoside
48
g de
l'acétobromomaltose
sont
dissous
dans
300 ml
de
méthanol
anhydre
auquel
on
aioute
28
g
de
carbonate d'argent

---

fraîchement
préparé.
L'ensemble
est
laissé
pendant
une
heune à
reflux dans
un
bain-marie.
On
filtre.
La
solution est
concen~
trée
et
conservée
au
frigidaire,
des
cristaux apparaissent;
Les
cristaux ainsi
obtenus
sont
recristallisés
dans
l'éthanol~
Après
plusieurs
opérations
on
obtient
22
g.
Rendement
46
% par
rapport
à
l'acétate
de maltose
de
départ.
F = 122-124°C
Litt.
(14)
F = 123-124 0 C.
Méthyl-B-Q-maltoside
22
g de
méthyl hepta-O-acétyl-e-~-maltosides9n~ mis
en solution dans
200 ml
de méthanol anhydre.
On ajoute
alors
6 ml
de méthylate
de
sodium
~g. La solution est laissée à reflux
pendant
une heure
et
décolorée
par du
charbon actif Darco.
On
filtre
ensuite et
le
f i l t r a t
est
évaporé
sous
vide
jusqu'à
l'obtention d'un
solide.
Le
solide
est
recristallisé
dans
l'éthanol.
On
obtient
9 g de
méthyl-B-~-maltoside.
~endemént
75
%.
F = 109°,
Litt.
(14)
F = 111°.
La réaction est
contrôlée
par R.M.N.
Les
pics
acétates
à
2 ppm
disparaissent.
Les
différentes
étapes
de
synthèse
du méthYl~B~g~
maltoside se trouvent
sur le
tableau
1.
Mét'!:y'l- S-D-cellobioside
Les
procédés
utilisés
précédemment
pour l~ maltose
sont
employés
sàns
modifications
dans
le
cas
du
cellobiosê.
Il est
à noter qu'à l'étape de
la
synthèse
du m~thyl­
B-~-cellobioside proprement dit, la recristallisation de ce
dernier est
faite
dans
le
méthanol.
Malgré plusieurs
crist~lli­
sations,
le
composé
a
un
point
de
fusion
pâteux s'échelonnant
entre
130-193°.
Ce
phénomène
a
été
aussi
observé
par M.
BBÎSSEAU
( 28 ) ,

---

- 27 ..
B -
PREPARATION
DES
DERIVES
ETHYLIDENIQUES
DU
METHYL-8-Q-CELLOBIOSIDE
ET
DU
METHYL-B-D-MALTOSIDE
l
-
INTRODUCTION
Les
produits
de
condensation
des
oses
sur de~ b6fupo-
sés
acétaliques
ont
une
importance
dans
la chimie
des
sUcres.
Ils
sont
utüisés
comme
intermédiaires
dans
d'autres
synthèses
[nitrates
(1),
cellotriose
(2),
autres
oligosaccharides].
ua
plupart
de
ceux des monosaccharides
ont
été
synthétisés
(3)
(4)
(5)
(6).
Mais
jusqu'à
présent
i l
semble
que
peu d'études
d~ con-
densation des
dérivés
acétaliques
sur
les
oligo- et
polysaccha~
rides
soient
faites,
du
fait
que
ces
réactions
ont
lieu
en
milieu acide.
De telles
réactions
pourraient
itre
accompagriées
d 1 une
hydrOlyse
de
la
liaison
glycosidique
dans
la molécule de
l'oligo ou polysaccharide.
KLEMER
(7)
a
décrit
la
préparation du
méthyl
éthyli-
dène-4' ,6'-f-Q-cellobioside
par traitement
du méthyl-B-2-cello~
bioside
avec
du
paraldéhyde
en
présence
de
l'acide
sUlfuriqUè.
SUTRA
(4)
a
obtenu des
dérivés
diéthylidéniqUes
du
Maltose
et
du
Saccharose
par
condensation de
ces
oligosaccra-
rides
avec
du paraldéhyde
en
présence de
l'acide
sulfuriqUe.
Il
concluait
à propos de cette synthèse que,
d'une manière
générale,
une
seule molécule
d'aldéhyde
réagit
par
groupe
hexosè.
HONEYMAN
(1),
en traitant
le
méthyl-a-2-g1uc6pyra~
noside
par du paraldéhyde
en
présence d'acide
sulfurique,
a
obtenu le
méthyl
éthylidène-4-6-oxydiéthylidène-2,3-a-g-gl~co­
pyranoside.

---

- 28 -
O'MEARA
et
SHEPHERD
(3)
ont
d~crit la préparat~6~
du
méthyl
éthylidène-4,6-r-~-glucopyranosidepar traitement
du méthyl-e-~-glucopyranoside avec le diméthoxy-l,l-éthane ~h
présence de
l'acide
sulfurique.
Ce
réactif diffère
du
para+-
déhyde
car
i l ne
donne
pas
de
dérivés
oxydiéthylidéniques
avec
des
groupes
hydroxyles
vicinaux trans.
2
-
RESULTATS
EXPERIMENTAUX
Nous
avons
suivi
pour
l'obtention
du
méthyl
ét~yli­
dène-4i,6'-e-~-cellobioside,la méthode employée par HELFERICH
et
ses
collaborateurs.
Nous
avons
été
amenés
à
faire
trois
expériences
au
cours
de
cette
synthèse.
Les
conditions
sont
résumées
dans
le
tableau suivant
Méthyl--f>-I}
acide
Produit
d~
paraldéhyde
Durée
cellobioside
sulfurique
réaction
Le
glycoside
i n i t i a l
l
g
6 ml
0,05
ml
20h
et
son
dérivé
oxy<:io-
diéthylidénique.
Méthyl
éthyliqèr~~
3 g
20 ml
0,2 ml
20h
4' , 6'-B-D-cellobio~
-
.
.
,
.
-
side.
Méthyl
éthylidèri~-
4' ,6'-oxydodiéthy-
4
g
70 ml
0,2 ml
72h
lidène-2,3,2',3'-'- e-
D-cellobioside:
Dans
la
premlere
expérience,
une
acétylation
apt~s
séparation
des
deux
composés
nous
conduit
au méthyl
éthyli4ène-
4 l ,6 ' - 0 x Yd 0 d i é t h yI i d è ne - 2 ' ,3 1 , 2 , 3 - ~ -a c é t Yl - 6 - B- Q-c e Il ob i 0 S ici e
avec
un
rendement
faible.
Le
spectre
R.M.N.
(figure
7)
présente
un
pic
acétate
à
2 ppm.
La
comparaison
de
l'intensité
du
pic
acétate
~ celle des protons du cycle su~gère la structure pté-
citée~ La microanalyse confirme une telle structure.
L'autre
est
le
méthyl hepta-0-acétyl-8-~-cellobioside.

---

,.. 29 ~
Une
deuxième
expérience
a
été
effectuée
comme
pr~cé­
demment
mais
en utilisant
beaucoup
plus
d'acide
sulfurique,
1
nous
avons
alors
obtenu
le
composé
désiré
identique
à
celui
obtenu
par
HELFERICH.
Une
troisième
manipulation
a
été
réalisée
en prolon-
geant
le
temps
de
réaction et
en
utilisant
beaucoup
plus
de
réactif.
Nous
avons
obtenu
le
produit
identique
à celui de
la
première
expérience,
mais
sans
traces
de
sucre
de
départ.
Compte
tenu
de
la
délicatesse
apparente
de
l'utilisation du
réact~f
comme
groupe
bloquant
de
la position
4 ' , 6 ' ,
nous
avons
alors
utilisé
la
méthode
de
O'MEARA
et
SHEPHERO
(3).
Nous
sommes
partis
du
méthyl-B-Q-cellobioside
qu~
nous
avons
traité
par du
diméthoxy-l,l-éthane
en
présence
d'acide
sulfurique.
Nous
avons
isolé
le
méthyl
éthylidène~4',
6'-B-~-cellobioside sous forme de cristaux avec un bon ren9~­
ment,
sans
détection
de
dérivés
diéthylidéniques.
Les
caracté-
ristiques
physiques du
composé
obtenu
sont
en
accord
avec
cel-
les
d~ produit obtenu par HELFERICH. Le spectre R.M.N.' (fi~~re
8)
du
composé
acétylé
confirme
une
telle
structure.
Le
mét~yle
H
acétalique
(CH':l- C:::::::
)
sort
sous
forme
d'un
doublet
(J
= 5 Hz)
"
1
à 1,36 ppm et l e '
proton
acétalique
sous
forme
d'un
qua-
druplet
à 4,64 ppm.
L'acétate
du
méthyl-0-éthylid~ne-4',6'-8-0 cèl16bio-
=
~
side
est
ensuite
traité
par une
solution
aqueuse
à
30
% d~acide
acétique,
à
l'ébullition.
Le
groupe
éthylidène
est
ainsi dé-
bloqué.
La
résonance
magnétique
nous
permet
de
véri~ier le
départ
du
groupe
éthylidène
en
comparant
le
spectre
du
produit
obtenu
au
spectre
du
composé
précédent.
Le
diol
ainsi
obtenu
est
acétylé dans
le
?ystèm~
'anhydride
acétique
deutérié-pyridine.
Le
spectre
R.M.N.
du
prod~it cristallisé est réalisé à 250 MHz dans le chlorofo~me
deutérié.
Spectre
(partie
acétate)
nO
10 A.

---

- 30 ..:..
Le
spectre
nO
10 A comparé
à celui du méthyl hepta-
2-acétyl-S-R-cellobioside
(figure
2)
normal donne
les
déplqce~
ments
chimiques
des
groupes
acétates
portés
par
les
carbànès
C-4 i
et
C-6'
sans
les
distinguer
6=
2,02
ppm
6 = 2,14.ppm
Le
dérivé
éthylidénique
du
méthyl-s-g-cellobio$ide
est
ensuite
perméthylé.
Le
composé
est
cristallisé
et
ens4it~
traité
par une
solution
aqueuse
d'acide
acétique
dilué
comm~
précédemment.
Le
méthyl
penta-0-méthyl-2,3,2' ,3' ,6-S-g-cellÇJ-
bioside
ainsi obtenu
est
alors
méthylé
dans
le
système
dimétnyl
formamide,
iodure
de
méthyle
deutéri~ en présence d'oxyde d'ar-
gent.
Le
produit
cristallise dans
l'éther de
pétrole.
Specrre
nO
11.
Pour pouvoir
identifier
les
pics méthyles
portés pàr
les
carbones
4'
et
6',
nous
avons
perméthylé
le méthyl-S'-Q-
cellobioside
par
la méthode
de
KUHN.
Le
méthyl
hepta-O-méthyl
B-g-cellobioside
est
obtenu
sous
forme
cristalline.
La
comparaison
de
ce
spectre
avec
celui
d~ méthyl
penta-0-méthyl-2,3,2' ,3' ,6-di-O-méthyl(d3)-4' ,6'-S-~ cellobio-
side
nous
fournfr les
déplacements
chlmiques
des
groupes
mét~y~
les
portés
par
les
carbones C -4 • et C -6 ' .
cS
= 3 ,522 ppm
cS
= 3,394 ppm
Spectre
nO
13.
Nous
avons
synthétisé
le méthyl
éthylidène-4',61'-
penta-O-acétyl-2,3,2' ,3' ,6-8-2-maltoside qui
cristallisé
d~ns
l'éthanol,
mais
avec
un
rendement
très
faible.
Spectre
rt°
14.

---

- 31 -
Nous
1~
~vons ensuite effectu~ les snectres ~ m. n.
d~
\\_
des
dérivés
éthylidénioues.
L'interorétation
compl~te et sans
ambi~uit~ de ces soectres demande une synth~se de compos~s ~néci-'
fiquement
enrichis
en
13 C
Bien
oue
nous
ne
soyons
oas
~ri m~sure
d'être
en
possession
de
ces
somnos~s, nous avons DU attribu~r
certains
si~naux en comnarant les spectres du mé\\hyl- p-Q-tello-
bioside
(fi~.16), du m~thyl-éthvlid8ne-4i-6'-f-~-cellobiopide
(figure
17).
Sous
llinfluence
du
~roupe éthylidénique. un si~nal
a
disparu
entre
60
et
61
pom,
ce qui
nous
a
oermis
d'attriliuer le
Il
apDaraît
un
signal
}
~8,lO Dpm
qui
est
attribué
au
carbone
du
groupe
éthylidénique
contig~
~
deux
atomes
d'oxYf.~ne.
Sur
le
spectre
18,
on
voit
apparaître
sept
sign~ux entre
q4
et
104
oom
et
oui
sont
attribu~s aux carbones contigGs ~ deux
atomes
d'oxyg~ne.
Entre
?O et
21
ppm,
on
a
les
signaux
des
groupes
méthyles.
Dans
les
3
spectres,
on
observe
vers
55
opm
le
groupe
méthoxyle
Les
carbones
Cl
et
C-l'
sont
les
plus
d~plac~s
~ 102,80 et 103,40 ppm.
.
13
La
spectroscoDle
r.m.n.
C
serait
tr~s effic~ce
dans
la
synth8se
de
dérivés
éthylidéniques
d'olip,osacchàriqes

---

CH20H
Me
Me
H
Me
Me
. TABLEAU II

---

Mc
Me
1/ Me2S04, NaOH
2jDMF,A92 0 , CH3'
....
1>
n
o
J:
a.
C
<Ll.
H

---

Me
TABLEAU :DI

---

- 35 -
Figure
7
-
Spectre du m~thyl-~thylid~ne-4161-0xydi~thylid~ne-2,3
2131-2-acétyl-6-8-~-cellobiosideà 250 MHz effect~é
dans
le
chloroforme
deut~rié.
On note
le signal du méthyle anomérique à
3,52 ppm,
le singulet du
groupe acétoxyle à
2,05
ppm,
les signaux des
~thvlid~nes entre 1,2 et 1,4 ppm.

---

=
! ....ri?
(.)
«of
-c.;;

---

- 36 -.
Figure
8
-
Spectre
du
méthyl-éthylidène-4'6'
penta-2-acétyl-1.3
6,2 1 3 1 -B-Q-cellobioside
effectué
dans
le
chloroforme
deutérié à
250 MHz.
On observe
le
signal
du
groupe méthoxyle
à
3.44"ppm,
les
groupes
acétates
entre
1,9 et
2,2 ppm,
un doublet
à 1,36 ppm correspondant
au
méthyle
9àns
CH
-
C
H
3
......
le
quadruplet
du
proton éthylidénique à
4,64
(J~5 Hz).

---

- - - - -l~
~
J
1
i
~
.~
_._-~-
"1
1
J
1
.~
1
l
1
-1
1
1
1
!
1
1
i
1
l...:._ "~'; .,.... .'_ _
:
0
1
-~ ~ ~..........

---

Figure
9 -
Spectre
R.M.N.
(partie
des
protons
du
cycle)
du méthyl
éthylidène-4 16 ' penta-~-acétyl-2,3,21316-S-~-cell~Qio­
side effectué à
250 Mégacycles
dans
le
chlorofQrm~
deutérié.
Nous
avons
attribué tous
les
protons
des
deux
cyc+es
du dérivé
par la technique
de double
irradiation.
Les
déplac~~
ments
chimiques
des
protons
se
trouvent
réunis
dans
le tableau
suivant
_.
-
Déplacements
chi-
cS
6
6
cS 4
6 5
6
miques
en
ppm.
l
2
3
6A
Cycle
"
anomere ou
4,38
4,87
5,14
3,8
3 ,58
4 , 5
~
4,09 1
cycle de
droite
~.
Cycle de
gauche
ou
cycle
ter-
4,56
4~88
5,16
3,45
3,48
4,18
3 , 3l~
minal
1

---

-
"
- 8
-
- 0
1 1
~11•
1
-j
!
1.
1

---

A
1
1~
t
. 1.
-- -.- .
Figure 10 : Spectre à champ fort (acétates) dans le chlo~ofQrme
deutérié à 250 MHz :
A - Méthyl-penta-~-acétyl-2,3,2' ,3',6 di~Q-acétyi ~d3)
4' ,6'-B-~-cellobioside,
B - Méthyl hepta-2-acétyl-B-~-cellobioside
.
.....!_.. B_
,
GlMJ"
:to
"•
_.~
1
f,!!
0,6
O,J
1
l-------l
1'----,--~--'-~-,~
i1"
.......''-l...L.:t
l
,
,
2 1 1·1...1.'1.9---'"
..--_'-_'-'__'

---

Tigure
11
-
Spectre du
m~thyl éthylidène 4'6' penta-2-méthyl,2,3
2 1 3 1 6-f-Q-cellobioside
effectué
à 100 MHz et en solu-
tion
dans
le
chloroforme
deutérié.
On
note
-
les
si~naux des 6 groupes métoxyles dont les dépla-
cements
chimiques
sont
3,41
3,53
3,55
3,57
3,58
3,68
ppm
-
le
doublet
des
protons
du
méthyle
dans
~ 1,36 npm (J = 5 Hz)
-
le
quadruolet
du
proton
dans
CH
-
4,71
ppm
3
(J
= 5 Hz)
-
le
doublet
du
oroton
anomérique
à
4,17
ppm,
-
le
doublet
du
proton
~lycosidique à 4,47 ppm.

---

al
~
0N
1
J:
(.)
~I
}
~
,
l'
l
IJ:

---

- 43 -
Figure
12
-
Spectre
du
méthyl
penta-~-méthyl,2,3,21316~di-Q­
méthyl(d 3 )-4;6'-B-Q-cellobioside en solution dan~
du
chloroforme deutérié,
effectué
à 250 MHz.
On observe
6 pics
correspondant
aux groupes
méthoxyles
à
3,632
;
3,588
;
3,572
;
3,544
~ 3,528 et 3,392 ppm,
le
doublet du
proton anomérique
à
4,20 ppm
(J
.=
8 Hz),
12
le
doublet
du proton
glycosidique
à
4,33
ppm
(J l,2 , = 8 Hz),

---

J Ij~.
1
i
2~
13lQO
~,
6000
Jëoo
Iloo
-: ':
roo
JOo
"':
120
w _ .
-.-.--- -- -'r
1
i
i!1i
----t-
1
i
---_._--.. ·1--·----·_----
!
1
i
------t-
. _ - .
~F=--
i
1
Gauss
~
15
b
:::,,:,,'1
Î.\\...--.
.....=
-._..--=--M---,--
..... ---- ..
- - - - - . ,
!
i.5
0,6
ci.3
3
!
4
1 .
1
l
1
l '

---

A
_.
~.~ __~_. _.1.. ~.-
_ _... . ._ -_
~. ...
!
-.--r----- --'~-.
Figure 13
Spectre des méthyles de
A - méthyl penta-~-méthyl,2,3,2',3' ,6-di-~-méthyl (dj)
, 'B
. .
4,6. -);?-ce llobl.qsl.de.
B - méthyl hepta-~-méthyl-B-cellobiosideen solution
dans le chloroformedeutérié à 250 MHz.

---

"'"' 46 -
Figure
14
.- Spectre
du
méthyl-éthylid-2ne
u ' , 5 '
penta-Q-acétyl
2,3,2'3'5-6-Q-maltoside
à 100 MHz
dans
le
chlorq-
forme
deutérié.
On
observe
-
à
3,44
ppm
le
signal
du
groupe
méthoxyle
à 2,09
2
1,97
1,95
ppm
les
signaux
des
5
groupes
acétoxyles
dont
deux
résonnent
à
2
ppm,
..--
- à 1,27 le doublet
du
méthyle
(CH
-
C .......
)
éthy-
3
lidènique.

---

(J
M '
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"CIl
..-
"'"
.....
~
i
,
·1
"
_,
1
Figure 15
'Spect-re des protons des cycles du méthyl-éthylid'ène 4"'.6-'-penta~acéty-l-2.3.2-',3-'-B-~-maltoside en
-:I!!-
's:o'1:ut:Èon- d'ans .le chlo-rofo·rme'-deut'é·rié- à 250 }ffiz..

---

13
Spectre de R.M.N.
C enregistré sur XL. 100
16-Méthyl-S-~-cellobioside
17-Méthyl-éthylidène-4' ,6'-S-~-cellobioside
en solution dans le D.M.S.O.

---

1 i
lIT,
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•
H
T r i
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1
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,
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2500
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1
1000
Hz
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1!0
1
50
1
1
25
CH:3
1
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CH2o.i~
9/°
CHIJC~
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'Fi~gure 1:8'::Sp:e:c~tre '1.];(; dU'mê-t:hyl-é-thyTid'ene~4'r-:,6:"...;~ai'étbyTi:dène- 2., 3 ,-2' , 3 ' ,-8-~-ceiol'obiosiàe
dans le chloroforme deutérié.

---

- 51 ~
3 -
PARTIE EXPERIMENTALE
Méthyl-éthylidène-4',6',
oxydiéth y lidène-2',3 1,2,3-0-
acétyl-6-8-~-cellobioside
1er essai
l
g de méthyl-8-~-cellobioside est mis en susp~~sioh
dans
5,6 ml
de
paraldéhyde
en présence de
0,05 ml d'acid~ sulfu-
rique
concentré.
L'ensemble
est
laissé
sous agitation à tempéra-
ture
ambiante
pendant
20 heures.
On
ajoute
5 ml
d'une
s91~tioh
saturée
de
bicarbonate
de
sodium et on
filtre.
Le
résidu sqlide
est
rincé
avec
l'eau.
Le
solide
est
séché
sous
vide
en pré$~nce
de
P 0
.
On obtient
175 mg de produit.
2 5
Les 175 mg
du composé
obtenu sont
acétyl~s dans la
pyridine et
l'anhydride
acétique.
On
obtient 180 mg d'àèétate
recristallisé
à partir de l'alcool éthylique.
F = 239°C";
Selon le
spectre
de
llacétate
(spectre nO
7)
i i
s'agit d'un dérivé
diéthylidénique.
Le
filtrat
et
les
eaux de
rinçage
sont
évaporés.
Le
résidu séché
est
acétylé
comme
précédemment
;
on obtient du
méthyl hepta-0-acétyl-8-~ cellobioside.
Il en
résulte
d9n~ que
tout
le
sucre
nia pas
réagi.
2ème
essai
Nous
avons
procédé
comme
précédemment mais
aveG 4 g
de méthyl-B-~ cellobioside et 70 ml de paraldéhyde en présence
de
0,2 ml
d'acide
sulfurique.
La durée
de
la réaction
est
qe
72" heures.
Après
neutralisation du mélange
réactionnel et
~près
filtration,
le solide recueilli
dissout
dans
le
chloroform~ est
préc1pité à
partir de
l'éthanol.

---

- 52 -
On obtient
2,7
g de
poudre
blanche.
L'acétylation de
200 mg de
ce
composé
conduit
a4
composé
précédent.
r = 23qoC.
,,'
Microanalyse
C
H
0
C25H40014
calculé
53,17
7,09
39 , '72.
M = 554
trouvé
53 ,37
7 ,15
39 , il 8
,
,
Méthyl
éthylid~ne-4',5'-B-Q_cellbbioside(7)
Dans
un erlen à
col rodé
avec un
réfrigérant ~u~i
dQun
désséchant,
sont mis
3 g de méthyl-8-2 cellobioside
(séché
sous
vide
à 100°C)
en
suspension
dan~ 20 ml de paralqéhyde; en
présence de
0,2 ml d'acide sulfurique.
L'ensemble
est
laiss~
sous agitation à température ambiante
pendant
20 heures.
On
filtre
et
le
solide est
repris
par
50 ml
~~e~~
auxquels
sont ajoutés
5 ml
de
solution saturée de bicarboP4te
de
sodium à température ordinaire.
La suspension est
mise
~p
solution à
chaud et
est mélangée à
un volume égal de méthanol.
Le
composé cristallise en refroidissant
la
solution.
Un~ sé~
conde
cristallisation est
faite
dans
l'eau chaude
avec un
volume
égal d'éthanol.
On obtient
1,300 g de
cristaux.
Reh4~~
ment
40 %.
Le même composé a été obtenu en opérant dè la même
manière
que
précédemment
en
ut~lisant comme réactif le dimé~
r,thoxy-l,l-éthane,
avec un bon
rendement.
A partir de
5 g de méthyl-B-2 cellobiosid~ en s~s~
pension dans
50 ml de
réactif en
présence de
0,2 ml de
H2S94
pendant
48 heures
et
à température ambiante, on obtient, après
filtration,
et
cristallisation,
2,7
g du composé.

---

, .~
.!Wen d e men t : = 5 0 % - F = 28 1°C ~
M~thyl penta-O-ac~tyl 2,3,6 2'3' ~thylid~ne-41,6i;è:b
cellobioside
1 g de m~thyl ~thylidène-41,6'-B-~ cellob~oside ~st
di~sout dans 4 ml de pyridine anhydre. 'On ajoute à 0~8ml d'àn-
"
hyd_rideac~tique. La solution est agit~e pendant 48 ',he\\,1res ~ l-a
~~~~~rature de la salle, puis ensuite ~vapor€e sous vide à ~ec.
'O~'obtient un sirop qui est repris par de l'~thanoi bouiil~"t.
~p'r~s deuxrecristall.isations dans l'~thanol on obtieI')t'S89 il1g
de,cristaux.
Rendement
= 37 %.
F:=, 171°C
(Litt.
(7)
= 170°-172°C).
S~éctre R.M.N. nO 8.
,
.<'. '"
,
,
"
~ , .,. 1
"
" 'i.
Microanalyse
C
H
0
..
'
,--
'
~:.
C25H36016
calcul~
50,63
'6,08
4~,~
,,', '"
.. '.
l ' .... '
'", ,
M = 592
trouv~
50,56
5 ,9 l
43~b8
,
,
,
--,
, ..
M~thyl-di-0-ac~tyl(d3)-4',6',
penta-Q-ac~tyl-2,3~2~~'~}~
-
. '
. . . .. ' .,-, ... "
e-O cellobioside
500 mg du compos~ pr~c~dent sont laiss~s à r~flu~
dans
une solution aqueuse à 30 % d'acide ac~tique pendant 4
heures.
Le diol est extrait
par du chloroforme.
Celui-c~ est
~vapor~ à sec sous vide., On obtient 130 mg d'un sirop qui e~t
ensuite ac~tyl~ dans le m~lange anhydride ac~tique deutérié~
pyridine.
L'hepta-acétate est
isolé par évaporation du méiap~ë
réactionnel et
le résidu obtenu est
qristallisé dans
l~étharto~.
,r-
On obtient alors 100 mg de produit.
~ = 182°C.
_,&pectreR.M,.N.
nO
10 A.

---

Méthyl-éthylidène-4 1 ,6'-penta-g-méthv~-2,3,2' ,3' ,6-~~Q
cellobioside
(7)
1,5
g
de
méthyl
éthylidène-4',6'-B-Q
cellobi6sidë
est
mélangé
à 30 ml d'une solution de soude à 50 % et 15 ml de
diméthylsulfate.
Le mélanp,e
réactionnel
est
laissé
sous
agita-
tion
à
60°
dans
un
bain-marie
penàant
4 heures.
Ensuite
on
le
porte
à 100°C pendant 30 minutes pour détruire le diméthyl-
sulfate.
Le
mélan~e est filtré et le résidu est rincé p4r
le
chloroforme
qu'on
évapore
cl sec.
Une
seconde
méthylation
est
faite comme ci-dessu~
puis
une
troisième
par
la méthode
de
KUHN.
Le
sirop
obtenu
à
la
deuxième
méthylation
est
dissout
dans
4 ml
de
diméthylformamide.
On
ajoute
4 ml
d'iodure
de
~é­
thyle.
Ensuite
4
g
d'oxyded'ar~ent sont ajoutés par pe~ites
quantités.
Le
mélange
réactionnel
est
laissé
pendant
16
h~tife~
à température ambiante sous agitation à l'abri ·de la lumièr~.
On
f i l t r e
et
le
solide
est
rincé
avec
du
chloroforme
sur
un
verre
f r i t t é .
Cette
opération
est
répétée
jusqu'à
ce
qu'il
n'y
ait
plus
de
précipité
(Ag
1)
lorsqu'on
ajoute
du
chloroforme.
Les
f i l t r a t s
réunis
sont
distillés
sous
vide
3 sec.
Le
résid~
est
repris
par du
chloroforme
et
celui-ci
est
lavé
avec
une
solution
de
H S0
décinormale,
puis
séché
sur
du
sulfat~ de
2
4
sodium.
Après
évaporation
du
chloroforme
et
cristallisation
du
sirop
dans
un mélange
bouillant
d'éther
et
d'éther de
p~tro~
le,
on
obtient
730 mg
de
cristaux
sous
forme
d'aiguiiles.
F = 142°C.
(Litt.
(7)
140-142°C).
Spectre
R.M.N.
nO
I l .

---

- 55 ~
Mét hX l
d i_~O -mét h v l (d ~) -4~~~nta -Q -mét hyl-2 ,~6 ,2 '3 ' -;-8-2
cellobioside
460 mg
du
composé
ci-dessus
sont
mis
dans
50 ml
d'acide
acétique
aqueux à
30
%.
L'ensemble
est
laissé
da~s 4n
bain-marie a reflux pendant 4 heures.
En~uite le produit a ~té
extrait
au chloroforme.
Celui-ci
est
lavé
avec
une
solutio~
saturée de
carbonate
de
sodium,
avec
de
l'eau
puis
séché
s~r d4
sulfate
de
sodium.
Après
évaporation du
chloroforme,
on
obtient
un
solide
contenant
des
traces
du
produit
de
départ.
On
le
chro~
matographie
sur colonne
d'alumine
d'activité
III.
L'élution est
faite
d'abord
au
benzène.
Le
oroduit
est
élué
par
le
mélange
benzène-méthanol
19/1 et 0.412
Rde
diol
a
été obtenu.
Il a
été
méthylé
par
la
technique
de
KUHN mais
avec
l'iodure
de méthyle
deutérié.
Après
cristallisation
dans
l'éther de
pétro+e
on
obtient
100 mg de
cristaux.
F = 87°C
Spectre
R.M.N.
nO
12.
l
g
de
méthyl-S-]-cellobioside
est
dissout
dans
10 ml
de
diméthylformamide
en
présence
de
7
g
d'oxyde
d'arg~nt
et
6 ml
d'iodure
de méthyle.
Le
mélange
est
laissé
sous
agita-
tion
pendant
24
heures
~ la température de la salle.
L'extraction
étant
faite
comme
précédem~ent et
après
cristallisation
nous
obtenons
550 mg
de
cristaux.
Rendement
= 42 %. F = 85°C. (Litt. (8) F = 86°C)
Spectre
R.M.N.
nO
13
B.

---

-
56 -
Méthyl-éthVlidène-4' ,6'-B-~~maltosid~
2
g
de
méthyl-E-Q-maltoside
sont
mis
dans
20 ml
qe
diméthoxy-l,l-éthane
en
présence
de
quatre
gouttes
d'acid~
sulfurique
sous
aeitation.
AprRs
24
heures
tout
passe
en
sql,u-
tion
et
celle-ci
est
laissée
de
nouveau
24
heures
sou~ qgitatton
à
la
température
ambiante.
Après
neutralisation
de
l'acidè
sul,~
furique
par
le
bicarbonate
de
sodium,
le
diméthoxy-l,l-étha~e
est
éliminé
par
distillation
sous
pression
réduite.
Le
solid~
obtenu est
repris
par du
méthanol
à
chaud.
On
obtient
150 ~g
de
solide
à partir du méthanol en le refroidissant.
Méthvl
éthvlidène~6'-nenta-O-acétvl2,3,6,2'3'~e-~­
maltoside
150 mg
du
méthyl
éthylidène-4' ,6'-B-~-maltoside sont
3
dissous
dans
2
cm
de
pyridine
anhydre
(distillé
sur
P2 0 S):
On
ajoute
5 ml
d'anhydride
acétique
et
après
72
heures
l'acétqte
a
été
extrait
et
recristallisé
dans· l'éthanol,
On
obtient
30 ~g
de
produit.
F = 162-167°
La
R.M.N.
(spectre
nO
14)
confirme
la
structure
prop6sé~!
Le
rendement
est
faible.
Cela
vient
du
fait
que
le
dérivé
éthylidénique
du
Méthyl-E-~-maltoside s'acétyle trè$
mal.

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- 60 -
CHAPITRE
II
LES ETHERS TRITYLES ET
LES
ESTERS SULfONIQUES
DU
METHYL-B-Q-MALTOSIDE ET DU METHYL-8-Q-CELLOBIOSIDE
l
-
LES ETHERS,TF.ITYLES DU METHYL-S-D-CELLOBIOSIDE ET .DU MErrll'(L
_8_- ~_-~M-,-,A_L_T_O--::S--::I_D....:E
1.1. 9énéralités biblio~raphiques
La tritylation,
c 1 est-à-dire
l'introduction du group~
triphényle méthyle,
conduit
en règle
générale
3 une
substitytion
sélective sur la fonction
alcool primaire des
saccharides
(1).
Des dérivés ditritylés ont
été
obtenus à partir du
trehalose
(2),
du maltose
(3)(4)
et
aussi bien à
~artir du c~l~o~
biose et
de ses
glycosides
(6).
Pour le benzyl-S-Q-maltosidë
(7)
(8)
et
le méthyl-B-~ cellobioside (9) des dérivés monotrity16~ ont
été obtenus
dans
les
deux cas par substitution sur la' fonctiqn
alcool primaire du cycle anomère
de
l'oligosaccharide.
Les
éthers trityles de
sucre sont souvent
utilisés qans
la synthèse des trisaccharides à
partir du maltose
et
du cello-
biose
(8)(9)
par exemple.
Ils sont
très
stables en milieu basique,
mais tr~s instables en milieu acide.
Il est
possible d'acétyler les
groupes hydroxyl~s libres
de
sucres tritylés
et
débloquer le
groupe trityle
en milieu acide
(5)(6)(9)(15).
Un certain nombre
de
procédés
ont
été déve+oppé~
pour régénérer la fonction
alcool primaire,
mais
chaque proc~dé
a
ses
limites.

---

- 61 -
L1hydrogénolyse
catalytique
s'effectue
avec
difficu+té
en présence
des
composés
contenant
du
soufre
(16).
Les
détritylations
catalysées
par des
acides
sont
souvent
accompagnées
d'une
migration
du
groupe
acétyle
[Hel
(20);
HBr
dans
CH
COOH
(15)
CH2COOH
(21)J
et
les
rendements
sont
tr~i
3
faibles.
Le
phénom~ne de migration a été démontré dans le caè
du
sucrose
(10)(11)(12)(13)(14)
où
au
cours
de
la détrityl?tion,
le
groupe
acétyle
passe
de
C-4
en
C-6
de
l'unité
glucose.
. 1 .
Au
cours
du
déblocage
du
groupe
t r i t y l e ,
à
l'àide
d'acide
acétique,
on
peut
avoir
une
réaction
parasite
d'acétylatibn
(41)
( 42) .
Bien
que
le
r,el
de
silice
soit
un
adsorbant
acide,
i l
a
été
souvent
utilisé
avec
succès
pour purifier
par chromatogra-
phie
des
éthers
trityliques
(19).
En
1962,
BUCHANAN et
SCHWARZ
(20)
ont
trouvé
qu'il
ét~it
nécessaire
de
traiter
avec
l'ammoniaque
le
gel
de
silice
avant
de
l ' u t i l i s e r .
En
1965,
BUCHANAN
et
FLETCHER
(18)
ont
rapporté
qu'~u
cours
de
la
détritylation
du
méthyl-0-acétyl-4
anhydro-2;3-2-
trityl-6-a-Q-guloside
par
le
~el de silice, il se produit si~ul­
tanément
la
détritylation
et
l'ouverture
du
cycle
époxyde.
Ils
ont
alors
obtenu
le
méthyl-2-acétyl-4-a-~-galactopyranoside.
Apparemment
le
~el de silice ne favorise
par
la migration
du
groupe
acétyle
dans
le
~ycle pyran?side ayant une config4r~tion
gluco
ou
galacto.
Ceci
n'est
pas
vrai
dans
la
série
des
giyc~rol~:
BORGSTROM
(21)
a
observé
la
migration
du
groupe
acétate
eh
p4r.i-
fiant
par
chromatographie
sur
gel
de
silice
le
2-0-acyl
glyc~ride.
Afin
d'avoir
des
acétates
dioligosaccharides
libres
en
position
6,6'
utilisés
dans
le
marquage
de
spin
en
vue
des
études
conformationnelles
(39)
nous
avons
utilisé
diverses
techniqu~s de
détritylation.

---

62 -
HALL
(23)
en
détritylant
le
méthyl-tri-Q-acétyl-2,3;4-
~-trityl-e-D-glucopyranosidepar de l'acide acétique aqueux à
80
% n'a pas noté de mi~ration. Il a observé la migration qe
l'acétate
de
C-4
en
C-6
après
avoir
alouté
de
la
pyridine~ 1+
semble
donc
que
les
renseignements
recueillis
dans
la
littér.?,-
ture
au sujet
de
la migration
des
groupes
acétates
sont
contna-
dictoires.
Nous
essayerons
de
contrôler nos
composés
de
détrl-
tylation
acétylés
en
les
péracétylant
par de
l'anhydride
ac~­
tique
deutérié
dans
la
pyridine
ou
par
du
chlorure
d'acide
acétiaue
deutérié
et
en
contrôlant
par
la
résonance
ma~nétiq~e
nucléaire.
1. 2.
Dé t r i t ~ t i o~e s
mé t h v ~ pen t a - 0 - a c é t Yl , 2 , 3...L.?:-'-.!..~_~~
di-Q~~ritvl 6,6'-8-g-maltoside et cellobiosio e par
l'acide
acétique.
HELFERICH
(6)
a
décrit
le
méthyl
penta-2-acétyl-2,3~2'3'
4'-8-~-cellobioside en passant par la tritylation du méthyl~a-Q­
cellobioside
suivie
par
acétylation
dans
le
syst~me anhydriq$
acétique-pyridine.
Il
a
ainsi
obtenu
le
méthyl
penta-Q~ac~ty+-2,
3,2',3',4!,ditrityl-66'-f-g-cellobioside qulil
a
détritylé
p~r
de
l'acide
acétique
saturé
d'acide
bromhydrique,
avec
un
rerid~~
ment
de
43
%.
Nous
avons
suivi
la
meme
voie
que
HELFERICH,
mais
nous
avons
réalisé
la
détritylation
à l'aide de
llacide
acétique
aqueux
à
80
%.
Le
méthyl
penta-Q-acétyl-e-~-cellobiosidea été
obtenu
avec
un
rende~ent de 54 % après cristallisation dars
l'éther
éthylique.
La
structure
du
dérivé
t r i t y l é
et
acétylé
a
été contrô-
lée
par
la
R.M.N.
en
comparant
l'intensité
des
groupes
phény+es
résonnant
entre
7
et
7,64
ppm
à celle des
cinq
pics
acétates
se
situant
à
des
champs
forts
entre
1,6
et
2 ppm.
On
remarque
que
le
groupe
t r i t y l e
d~place fortement
vers
les
champs
forts
quatre
signaux
acétates
qui
résonnent
alors
à 2,06
l,gO
1,8
1;7
1,6
ppm.
Le
signal
du
méthyle
est
à
3,50
ppm.

---

La
réaction
de
détritylation
a
été
vérifiée
par
la
R.M.N.
par
la
disparition
des
pics
phényles.
II
Le
méthyl
penta-~-acétyl-8-~-cellobiosideest ad~tyié
dans
le
système
anhydride
acétique
deutérié-pyridine.
On
obtt~ht
le
composé
(A).
La
partie
acétate
du
spectre
du
composé
(A)
est
comparée
à
celle
du
spectre
de
méthyl
hepta-0-acétyl-6-g~c~llo-
bioside
normal
(B)
on
remarque
la
disparition
d'un
pic acétate
sur
le
composé
(A)
~
2,14
ppm.
Le
spectre
est
ensuite
comparé
à celui du méthyl penta-
Jo-acétyl-2.3,6,2' ,3' ,di-O-acétyl(d
)-4' ,61-6-~-cellobioside (0) ob-
3
tenu}
partir du méthyl
éthylid~ne-4' ,6'-~Q cellobioside
S~r
le
spectre
de
(C)
le
pic
0
2,14
ppm
est
présent
et
est
donc
a t t r i -
.bué
au
groupe
acétate
Dorté
par
le
C-6,
en
comparant
les
spectres
des
composés
(A,B,C).
On
observe
également
dans
le
spectre
de
A
à 2,096
ppm
et
~ ~,02 ppm deux pics acétates dont les intensités
sont
inférieures
à
l'unité
et
sont
complémentaires,
en
compar~ht
neurs
intensités
~ celles des autres pics acétates.
Ces
pics
acétates
n'existent
pas
sur
le
spectre
de
C et
correspondent
donc
aux
groupes
acétates
portés
par C-4'
et C76.
Compte
tenu
des
observations
faites,
i l
s'est
produit
le
phénom~ne de migration du groupe acétate de C-4'
en
C-6'
dàns
la
proportion de
55
% (figure 19).
La migration
pourrait
se
produire,
soit
au
cours
de
là
phase
finale
de
peracétylation
pàr
l'anhydride
acétique
déut~rié
dans
la pyridine,
soit
au
cours
de
la
détritylation ..
La
première
hypothèse
est
exclue
puisqu'il
est
possib~é
(40)
d'acyler
le
tétra-O-acétyl-P-~-glucosedans la pyridine sans
p~ovoquer la migration du groupe acétyle.
La
seconde
hypothèse
semble
plus
plausible.
Cette
migration
est
certainement
provoquée
au
cours
de
la
détritylation
par des
traces
de
pyridine
persis-
tante
utilisée
pendant
la
tritylation
suivie
dtacétylation
d~
méthyl-8-Q-cellobioside.

---

•
Des
essais
d'isolation
de
méthyl
penta-g-acétyl~2,3,
2 1 ,3',4'-R-~-cellobioside
par
cristallisation
étant
sans
suc~ès,
nous
avons
alors
essayé
la
détritylation
par
le
procédé
de
Jacob
LEHER
FELD
(22)
en
utilisant
le
gel
de
silice
d'activité
12.
Nous
avons
obtenu
un mélange
de
produits
partiellement
détri-
tylés
d'où
le
composé
entièrement
détritylé
n'a
pas
pu
être
Lsoié.
Nous
avons
synthétisé
l'acétate
de
méthyl
ditrityl~ë-~­
maltoside
comme
dans
le
cas
du
cellobiose.
La
structure
du
~qmpo~
sé
est
confirmée
par
les
paramètres
de
la
R.M.N.
L'intégration
indique
la
présence
de
deux
groupes
trityles
entre
6,8
et
7,32
ppm.
On
observe
cinq
signaux acétates
dont
un
résonne
à cha~p'
fort
à 1,68 ppm.
Il
s'agit
probablement
de
l'acétate
porté
Da,r
le
C-4'
se
trouvant
dans
la
région
blindée
des
cycles
aromati~
ques
du
groupe
trityle
porté
par
le
carbone
C-6'
(43).
Le$
aytrès
résonnent
2
2,12
2,06
2,04
et
1,g6
ppm.
Le
signal méthoxyle
est
à
3,58
ppm.
Nous
avons
procédé
à la détritylation du
composé
par unè
solution aqueuse
d'acide
acétique
à
80
% et le méthyl penta~Ô­
acétyl-2,3,4,2'3'-S-D-maltoside
a
été
obtenu.
L'acétylàtion
~u
.composé
détritvlé
a
été
effectuée
dans
le
chlorure
d'acétyle
~t
,
l'acide
acétique
deutériés.
Sur
le
spectre
du
composé
ainsi obte-
nu,
on
ne
note
pas
de
mi~ration.
La
comparaison
du
spectre
du
composé
deutéroacétylé
et
~du méthyl hepta-O-acétyl-B-Q-maltoside nous fournit les déplqce-
~
-
ments
chimiaues
des
acétates
en
Dosition
6,6'
(Spectre
n P
20)
6-0Ac
é = 2,154
ppm
6 i -OAC
é
= 2,109
ppm
Une
expérience
parallèle
a
été
effectuée
en
ajoutant
volontairement
de
la
pyridine
au
mélange
réactionnel
au
cours
de
la
détritylation.
L'acétylation du
composé
de
détritylation pqr
le
chlorure
d'acétyle
et
l'acide
acétique
deutériés
a
été
réalisée.
Sur
le
spectre
du
produit
on
note
la migration
du
~roupe ac~tate
de
C-4'
en
C-6'
dans
la
proportion de
50
%.

---

o
y AcZO
Ac
,__- - - - - - - - Â ' - - - - - - - - - - - - ' - - - - -"\\
, Mè
.
1
l';
o
H
OAc
CHZOAc
H208-90~
o 'M~
+
a
Ac
TABLEAU 1

---

1
- 66 '-
iLe~ d~placements chimiques des ac6tates port~s p~r l~s
1-1'
carbones
et
C-6'
ont
~té obtenus en comparant le composé
ohtenu
pai 1igration et
deutéroacétylation
à celui du méthyl
hepta-O-aèé~yl-e-Q-maltosidepuis à celui deut~roacétyl~ en
j
-
position
6
Il
en
résulte
donc
6
les
déplacements
chimiq\\.!€ls
suivants
C ectre nO 21)
1
t
4'-OAc
6 = 2.032 ppm
1
6 ' -OAc
é = 2,109 ppm
J
sU9 les spectres de nos composés deut~roac~ty16s on
note
de
p~t~ts signaux d'acétate ~
2,154
2,10Q
ppm dans
le
cas
du
maltdside
et
~ 2,14 ppm dans le cas du cellobiosi~~.
!
Ces
traces
d'acétates
résultent
probablement
d'une
acétylation
parasite
au !cours
de
la
détritylation
dans
l'acide
acétique
aqueux
(41)(142).
Il
en
résulte
que
plus
la
réaction
de
détri-
tvlation
du,e.
plus
l'acltylation
semble
importante.
C~mpte tenu du faible rendement des synthèses des
acltates
de Idisaccharides
hydroxylls
en
position
66'.
nous
avons
jugé
plus
iJt~ressant de synthétiser l~s esters sulfoniques qüi
sont
des
comr. os~s très
importants
en
chimie,
intervenant
en g~r~~
raI
dans
les
réactions
de
substitution.
Ces
esters
sulfoniques
sont
utiliSé,.S
dans
la
préparation
de
catalyseur
de
synthèsê
a~~Y­
métrique
et
dans
le
marqua~e de spin.
1
2
-
LES
ESTE!RS
SULFONIOUES
DU
METHYL-S-Q-CELLOBIOSIDE
ET D.~_~çT~~4
8 - D - MAL Tlo S IDE
---= - ._--
1
: 1
2.1,
Int:roduction
!
La ~ritvlation est une réaction très spécifique qui ne
se
d~roule qre sur les groupes hydroxyles primalres. Deux autres
réactions ,.m. 0f:ns .sélectives se
déroulent
aussi
sur le
groupe
hydroxyle
~: malre
la
tosylation
et
dans
quelques
cas
la mésy-
lation.
f~ ,

---

- 67 OC'
figure
19
:1 Spectre
(partie
acétate)
du
:
A
Méthyl
penta-O-acétyl
di-0-acétyl(d3)
4';6
l'it
6,6'-P-Q-cellobioside
i B
Méthyl
hepta-O-ac~tyl-S-Q-cellobioside
i
ï C
Méthyl
pen~a-?-acétyl di-0-acétyl(d ) 4',6'~
3
J
e-Q-cellobloslde
.
) réalisé
à 250 MégaHertz dans
le
chloroforme.
,~
i1
j
f
1
1
i
r
1
i;
\\,

---

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1
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---

- - . -
..=-,_""",...-.".",1"0" .
'. ,.....:;;.••....:
' . '.',,' . ",,' "".J.. "'..., ,.......,.;c....., 1.
.1.
Figure 20:
Spectre de
Méthyl penta-O-acétyl di-0-acétyl(d
)
3
66'-P-Q maltoside comparé au méthyl hepta-O-àcétyl-
e-Q-maltoside.
!.,
,
,
1
1
i
1
._.---_._-_.-+ .-------r-------------t-...---....---+--+-l--
.
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1
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1
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....
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. ...-._.--" "l' -"--~f-'----+-y----~
1 .
i
1
1
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---...---,- ....- .------,.---+----+-+---H-+-----.--,.----'T
l
6
\\
6·
1
1
+...---.. ........._ .......
- - ' - - ' ' ' ' ' - - .- + - - + t - - - - - - -
--.---..,..----+-+---+----lr-~_tt_--ir-----~-r
1
1
... -.....-.-.,-.--..----I-+~U----T--t----_"'î
_-~_-: ---------------r----...I.~-'-,
--i-_.........-..........
_ _----'2r_1
:.,.:..--..::1
,L
.!
, 1

---

Figure 21
Spectre (acétate) dans le chloroforme deutérié, à 250 MHz; .de
A : rnéthyl penta-~-acétyl-di-S-acétyl (d ) 6,6'-S-~-maltoàide
3
et de méthyl penta-~-acétyl-di-~-acétyl (d ) 4' ,6'-8~~­
3
maltoside.
B
rnéthyl hepta-Q-acétyl-S-~-rnaltoside.
11
1
1
.. i
;..
i
!
.__._._------_.+._~._+--
1
1
--
'''>''',''
.__ .~----_.
t~ <;
,
1
0,7
1
1
L 1
1 .....J
t
4'
i
i
---r
...................,
-
-1---1..-.----1--1--.\\.-----.-
a
6
,
\\
1
.. -_
_.-_ .
• !
\\
\\
/
JA .. -,
\\
~
~,
21_
--l_~
...Lf_ .~
_ _.1.......-
--1 '
L

---

La tosylation
et
la mésylation
correspondent
respécti~
vement
à
l'introduction
du
groupe
paratoluénesulfonyle
(tosylè)
ou
le méthylsulfonyl
(mésyle)
sur la
fonction
alcool
primÀir~.
Liacylation unimoléculaire
des
dérivés
des
hydrates
de
carbone
contenant
à la fois
des
groupes
hydroxyles
primaires
~t
secondaires
conduit
A l'estérification préférentielle
des
pr~­
miers.
En
effet
Compton
(25)
a mis
en
évidence
que
les
grd4pes
hydroxyles
primaires
se
tosylent
plus
substantiellement
que
ce~x
des
positions
secondaires
dans
les
hydrates
de
carbone.
fl
a
obtenu
des
rendements
de
41
% et 36 % de dérivés tosylés en 6 en
monotosylant
respectivement
du
méthyl-e-~-glucopyranosideet du
méthyl-a-2-glucopyranosidé.
Lei groupe
hydroxyle
porté
par
le
C
'
c'est-à-dire
le
2
carbone
adlacent
au groupe
carbonyle
dans
les
aldoses
est
hapi-
tuellement
le
plus
réactif,
Dans
certains
dérivés
la réacti~ité
du
groupe
hydroxyle
secondaire a
(sur
le
carbone
en
positiory
2)
est
empêchée
par
la nature
d'autres
substituants
identiques
à
ceux du
groupe
hydroxyle
primaire.
Ainsi
LIESER et
SHWEIZER
(24)
ont
trouvé
que
la berii~y­
lation
partielle
du
phényl-e-2-g1ucopyranosidedans
une
s91ution
de
pyridine
conduit
à
la formation
du
phényl
benzoyl-6-e-g-gluéO-
pyranoside,
tandis
que
celle
du méthyl-a-2-g1ucopyranosidè
et
du
méthyl-B-2-g1ucopyranoside
donne
respectivement
le
méthyl diben-
zoyl-2,6-a-2-g1ucopyranoside
et 'le
méthyl
dibenzoyl-2,6-B~~-~~u­
copyranoside,
La réactivité
du
groupe
hydroxyle
sur
le
C-2
peut
devenir
faible
du
fait
de
la
présence
d'autres
substituants
dans
+a ~blé~
cule
et par les
conditions
d'acylation.
BRIGL et
MUHLSCHLEGEL
(2~) ont ainsi trouvé que la bèri-
zoylation
du diéthyl mercaptal
glucose
avec
le
chlorure
dé
p~q­
zoyle
en
solution
aqueuse
alcaline
aboutit
à
la
formation
du

---

~ 72 -
diéthyl mercaptal tétra-O-benzoyl-3,4,5,6
~lucose. mais dans une
solution
de
pyridine,
un mélange
de diéthyl mercaptal penta-g~
benzoyl-2,3:4,5,6
glucose
et 'de
diéthyl
mercaptal
tétra-~-beryzoyl
3,4,5,6 glucose
est
obtenu.
Au cours
de
la tosylation,
HOCKET
et
DOWNING
(26)
ont
trouvé
que
les
groupes
hydroxyles
dans
le
di-2-isoprop~lid~n~-
1,2
5,6
-a-Q-glucofuranose
et
le
di-2-isopropylidène-l,2
~
3,4
galactopyranose
diffèrent
dans
leur réactivité
d'un
facté~r
70.
Les
facteurs
responsables
de
la différence
dans
la
réactivité
des
groupes
hydroxyles
sont
peu connus.
Généra+~meht
les raisons
d'ordre
stéréochimique,
d'effet
stérique
et
de
l i a i -
sons
intramoléculaires
(26)
(28)
sont
émises
pour
expliquer ces
différences.
Très
stables
en milieu
acide,
les
esters
sulfoniques
de
saccharides
sont
convertis par
action
des
mercaptans
en
p~é~
sence
d'acide
chlorhydrique
en thioacétals
correspondants
(~l).
Dans
la
solution alcaline,
ils
sont
trÀs
réactif~ et
peuvent
être
utilisés
dans
la
synthèse
des
dérivés
anhydro~
saccharides.i
c~
)
H
Les
esters tosvles
sont
utilisés
dans
un
grand
nombre
de
réactions.
mais
la
réactivité
des
groupes
tosyles
en
position
6.diffère
de
celle
du même
groupe
sur
les
autres
position$ hydro-
xyles
secondaireso
L'action de
l'hydrure
de
lithium
d'aluminium
sur
le$
esters
tosyles
primaires
conduit
dans
la
plupart
des
cas
au

---

- 73 .;.
composé
déoxy
correspondant,
tandis
que
les
esters
second~ires
par action du
même
réactif sont
débloqués
par hydrogénolyse
en
régénérant
la
fonction
alcool
initiale
(32)
_~L:..i_A_LH~4
--:>~ RCH3
RCH 0Ts
2
~1
~1
_--=L~iA~LH:...:.4::r--
~) CH 0 H
CHOTs
Â
k
2
2
Les
groupes
tosyles
peuvent
être
débloqués
par
l'~ctiort
de
l'amalgame
de
sodium
(33)
ou
de
nickel de
Raney
(34)
sans
inversion de
WALDEN.
Ce
déblocage
peut
aussi
être
effectué
par
la
SOUge
ou
l'alcoolate,
mais
ces
réactions
seraient
accompagnées
par une
inverslon au
carbone
initialemerit
estérifié
(35).
Si
l~s ~st~rs
tosyles
secondaires
ont
un
groupe
hydroxyle
trans
au
voisinag~
de
l'atome
de
carbone,
l'action
de
la
soude
conduit
à la forma~
tion d'un
dérivé
anhydro
avec
inversion
de
configuration
sur ie
carbone
qui
portait
initialement
le
groupe
tosyle.
Par exemple,
l'époxide
formé
~ partir de l'action d~
méthylate
de
sodium sur
l'ester tosyle
est
débloqué
par le
méthy~
late
avec
formation
des
éthers méthyles.
R,
R1
R1
,
R,
1f"2i
1M- ......'
?fOTS
/CH
1·
HÇOCH3
HOtH
·OCH3
)
° 1
~OC;rt
)
1
+
l .
HOCH'
'CH
1
3
HOCH
HLàèH3
r !2
1r'- ..... 1
!2' -
R2
!2
GbCH3
A
B
C
D

---

- 74 -
Il
en
r~sulte toujours deux isom~res dont l'un dieux
est
prédominant.
Enfin
les
groupes
tosyles
ou
m~syles dans les esters
sulfoniques
des
hydrates
de
carbone
peuvent
être
remplac~s p~r
des
r~actifs nucl~ophiles appropriés, avec généralement inver~iqn
de
configuration
(42).
Le
remplacement
d'un
groupe
tosyle
ou
mésyle
terminal
est
g~néralement accompli (36) dans des solvapts
tels
que
l'acétone,
le
butanone,
et~ ... ; cette réaction n'e~tpas
possible
si
le
groupe
sulfonyle
est
axial,
comme
dans
le
cas
des
galactopyranosides
(37)
ou
adjacent
au
carbone
anomérique,cb~me
dans
le
cas
de
sulfonate-l-c~tose (38) où elle est empêchée par
des
facteurs
stériques,
polaires et
~lectroniques.
La substitution des
groupes
sulfonyles
secondaire?
des
hexopyranosides
par des
nucléophiles
charg~es est extr~me~ënt
sensible
aux
facteurs
stériques
et
électroniques
empêchartt
d4h~
beaucoup de
cas
la
réaction
et
nécessite
la
présence
des
s91v~nts
aprotiques
dipolaires
comme
le
diméthylformamide~ le N~méthyl~2
pyrolidone
ou
le
triamide
hexaméthyl
phosphorique.
A la
lumière
de
toutes
ces
considérations,
noùs
nous
sommes
propos~s de synthétiser des sulfonates des méthyl-a et
6-Q-glucopyranoside,
du méthyl-f-Q-cellobioside
et
du méthyl~B-Q
-
-
;-
maltoside.
2.2.
Synthèse
du méthyl
tri-0-méthyl-2,3,4
tosyl-6-B~~~
~ucopyranoside_
L'acylation
unimolaire
du
méthyl-B-~-glucopyranosideen
solution
dans
la
pyridine
avec
le
chlorure
de
tosyle
conduit
au
méthyl
tosyl-6-B-Q-glucopyranoside.
La
perméthylation
de
ce
C9m~
posé
par
la méthode
de
KUHN
(30)
nous
permet
d'obtenir
le
m~tryl
tfi-g-méthyl-2,3,4
tosyl-6-B-Q-glucopyranoside
cristal~isé dans
du
pentane
avec un
rendement
de
30
%.

---

- 75 -
La
même
méthode
utilisée
avec
le
méthyl-a-Q-~lucopYra­
noside,
mais
en
employant
le
chlorure
de
mésyle,
nous
a
conduit
au méthyl
tri-Q-méthyl-2,3,4 mésyl-6-a-Q-glucopyranoside
qui
est
sirupeux.
Sur
le
spectre
R.M.N.
(22)
du
méthyl tri-Q-méthyl~2,3,
4 tosyl-6-S-Q-glucopyranoside
on
observe
un
doublet
à 4,19 ppm
dont
l'intensité
correspond à
deux protons,
i l
s'a~it probable~
ment
des
deux
protons
portés
par
le
carbone
6.
Ils
sont
plu~
déplacés vers
les
champs
faibles
que
les
autres
protons
du
cycle,
sous
l'influence du
substituant
tosyle.
Le
doublet
du
proton
anomérique
résonne
à 4,03 ppm.
Les
protons
du
groupe
phényle
(tosyle)
constituent
un
système
AB
résonnant
à
7,74 et
7,16
ppm
sous
forme
d'un
quartet
avec
une
constante de
couplage
J
= 8 Hz.
2.3.
Synthèse du mé~~penta-Q-méthyl~2,3,2'3'4'di~O-tosy~
66r-~-Q-cellobioside
Nous
avons
procédé
comme
précédemment.
Le
composé
obtenu
a
été
purifié
par
chromatographie
sur colonne
en utilisant
l'alu-
mine neutre
d'activité
III
comme
adsorbant
et
une
solution
de
benzène-chloroforme à
volume
égal comme
éluant.
Nous
avons
alors
obtenu
le
composé
sous
forme
cristàlli~e
à partir de l'éther éthylique avec un rendement de
30 %.
Pour contrôler
la structure
du
composé,
nous
avons pro-
cédé à
la
désulfonylation
réductive
par
l'amalgame de
sod~um.
Nous
avons
alors
obtenu
le
méthyl penta-0-méthyl-2,3,2' ,~' ,4'~
6-Q-cellobioside.
La réaction
a
été
contrôlée
en
R.M.N.
par +,a
disparition
des
pics
phényles
résonnant
entre
6,88 et
7,68
pp~
avec
le
pic des
deux méthyles
à
2,04
ppm sur
le
spectre
(Nb
2B)
du ditosyle.
La
structure
du
composé détosylé
a
été
prouvée en
comparant
ses
caractéristiques physiques
(R.M.N.,
point
de
tu~
sion)
à celle d'un échantillon déjà obtenu par la tritylatio~,
la perméthylation et
par détritylation
(39)
du méthyl-e~Q~ce+~o~
bioside.

---

- 76 -
Le
diol.
dans
les
deux
cas,
est
ensuite
perméthylé
avec
l'iodure
de méthyle deutérié.
Les
spectres
R.M.N.
des
cQ~~
posés
ainsi
obtenus
sont
identiques.
Les
différentes
étapes
de
synthèse
se
trouvent
sur
le
tableau ,II
2.4.
Synthèse
du méthyl
penta-Q-acétyl-2,3,2'3'4'-4i~é~Y1
~-f-~-maltoside
L'essai
de
ditosylation
ayant
conduit
~un mélahge de
dérivés
de
méthyl-f,-Q-maltoside
diversement'tosylés
des
propéqés
d'isolation
(chromatophie
sur colonne
d'alumine,
cristall~satton
sous
forme
d'acétates)
de
ditosyle
ont
été
tentés,
mais
sans
résultats.
Le
fait
que
la
ditosylation
n'ait
pas
abouti
au
résultat
escompté
est
probablement
dû
aux effets
stériques.
Le
groupe
tosyle
étant
gros,
l'accès
des
hydroxyles
primaires qui
sont
plus
rapprochés
dans
le méthyl-S-Q-maltoside
que
dans
le
cas
du
méthyl
,
B-D -cellobloside est difficile. De plus les hydroxyles primair,es
=
sont
situés
d'un même
côté
dans
le
méthyl-~-~-maltosid~ alor$ que
dans
le
cas
du
cellobiose
ils
sont
de
part
et
d'autre
du
plà~
moyen
de
la; molécule.
La différence
de
structure
et
de
c6nf0I1-
(
mation des ~eux disaccharides explique leurs grandes différertces
;-
de
comportement
en
chimi~.
~
~ulsi avons nous jugé plus efficace la mésylation, le
chlorure
~e mésyle 'étant plus p~tit: Le dimésyle du méthyl-e~g­
~
maltoside i a
été
isolé
sous
forme
d'acétate
avec
un
rende~ent
{
.
faible
etten
faible
quantité.
!
'1
spkctre
R.M.N.
nO
24.
\\
l
;L' t d'"
.
'"
1'"
d
l
d
Il
b'
t
,es
erlves
tosy
es
ans
e
cas
u
ce
0
lose
se
son,
révélés
d~ rons groupes bloquants de la position alcool primaire.
\\!

---

CH20H
OMe
H
OH
CH20Ts
Me
qNle
0
H
5:
H
"Tl
OH
-~tD
N
~
Me
Me
OMe
OMe
TABLEAU n

---

- 78,
I}gure
22
Spectre
R.M.N.,
effectué
dans
le
chloroforme~ben~one
deutériés
(S
v/v)
du
méthyl
tri-Q-méthyl-2,3,4-tosyl~
6-~-2-~lucopyranoside à 100 MHz.
On observe
les
nrotons
du
~roupe phényle 3 7,74 et 7,16 ppm
(J
= 8 Hz)
le
proton
anomérique
à 4,03
ppm .(J
= 7 Hz)
les
deux
protons
-CH
-
~ 4,1Q ppm
(J
= 3 cps)
2
les
protons
de
-CH
du
groupe
tosyle
à 2,2~ ppm
3
les
groupes
méthoxyles
(-OCH
)
à
3,51 ppm
;
3,47
3
ppm
;
3,3 Q npm
;
3,33
ppm.

---

......-r--------------------lS-8-~-8_§
..
(Xl
C
8
s:CO
'"
0
l

---

-
f,Q .,..
Figure
23
-
Spectre
R.M.N.
réalisé
à 100
MégaHertz
dans
un
m~lange de C6D6-CDC13 (v/v) du m~thyl penta-O-
méthyl
2,3,2'3 t 4'
di
tosyl
66'-8-~-cellobioside.
On
observe
-
le
si~nal des deux méthyles des groupes tosyles
à
2,1
ppm
-
les
5 signaux des
6 méthoxyles
à
3,38 _ppm
(2)
3,35
;
3,31
3,27;
3,20 ppm.

---

o
M
._-_. __.:_.-:.......::....:
- -_.-_.,-_ ..-
.-, .
---=-=--
III
8...
oCl.)
~
o(1)
~4-~-~-~-~-----

---

- 82 ..
Figure
24
Spectre du méthyl
penta-O-acétyl
2,3,2'3'4 ' dimésyl
6,6'-e-Q-maltoside
réalisé
à 100 MégaHertz dans le
chloroforme.
On
observe
-
le
signal
à
3,26
ppm
correspondant
au
groupe
méthoxyle
anomérique
à
2,88
et
2,82
ppm
les
signaux
des
méthyles
dè~
groupes
mésyles
à 1,80
1,77
1,76
1,75
1,74
ppm
les
signaux
des
groupes
acétoxyles.

---

---

- 84 ~
3
-
PARTIE EXPERIMENTALE
Méthyl
ditritvl-6,6 1 -B-D-cellobioside
(6)
Dans
un
erlenmeyer à
col
rodé
muni
d'un
réfrigérant
pourvu d'un
desséchant,
5,1
g de
méthyl-8-~-cellobioside êODt
dissouts
dans
50 ml
de
pyridine
bien
anhydre.
On y
ajo~te è g
de
chlorure
de
triphényle
commercial.
L'ensemble
est
lai~sé so~s
agitation
pendant
une
nuit,
dans
un
bain d'huile
à Booe.
La solution
refroidie
est
ensuite
mise
goutte
à
goutte
dans
un
l i t r e
d'eau
froide.
On
obtient
un
précipité
qui
est
f i l -
tré
et
qui
est
de
nouveau
lavé
à
l'eau.
Il
se
présente
sou,s
for-
me
de
poudre
amorphe.
Masse
11
g.
Méthyl
penta-~-acétvl-2,3,2131,41-ditrityl-6,6'-B-D-c~11qbio­
side
(6)
11 g
du
composé
ditrityle
sont
dissouts
dans
60 ml
de
pyridine
et
30 ml
d'anhydride
acétique.
L'ensemble
est
laissé
à
0°
pendant
deux heures,
puis
à
la température
ordinaire
pendant
une
nuit.
La
solution
est
ajoutée
d
15
fois
son
volume
d'eau
glacée.
Un
précipité
apparaît.
On
le
filtre
et
on
le
redissout
dans
40 ml
de
pyridine
et
i l
est
reprécipité
dans
l'eau.
Après
filtration,
le
précipité
est
rincé
et
séché.
On obtient
13
g du
composé
désiré.
Détrltvlation
Dar
l'ac{de
acétique
3,5
g d'acétate
du méthyl
ditrityl
6,6'-B-Q-cellobioside
sont
dissouts
dans
2éo ml
d'acide
acétique
aqueux.
Le
mélange
réactionnel est
agité
pendant
une
nuit
à sooe
Le
triphénylcarbinol
solide
est
isolé
en
précipitant
la solution
dans
700 ml d'eau
glacée.
Apr~s une premi~re filtration. le ~ré­
cipité
est
lavé
avec
l'acide
acétique
aqueux
à
75
%.
Les
filtrats
sont
concentrés
sous
vide.

---

- 85 ~
On
extrait
au
chloroforme
le
composé
et
après
lavage
de
la solution
chloroformique
par une
solution
de
Na2CO~, ~e
NaCl
puis d'eau
et
évaporation du
chloroforme,
le
solide
est
dissout
dans
l'éther éthylique
à chaud.
On
obtient
au
refroidis-
sement
1,04
~ de solide.
Microanalyse.
o
45 ,22
44,55
.p e r a c é t Ylat ion
duc ~ 0 s é dé tri t Vlé par l ' an h y d r i d è_~q c_é_ t i~~
deutérié.
200 mg du méthyl
penta-0-acétyl-8-~-cellob~oside9is~outs
'dans
10 ml
de
pyridine
sont
traités
par
1,5 ml
d'anhydrid~ aèéti-
que
deutériée
pendant
une
nuit
à la te~pérature ordinaire. Oh
évapore
à
sec
la
solution
et
le
résidu
est
repris
par
du
chlqro-
forme.
Celui-ci
est
lavé
avec une
solution
saturée
de
Na
C0
2
3 puis
par
NaCl et
ensuite
par de
l'eau.
Le
chloroforme
est
séché
sUr du
sulfate de
sodium et
évaporé
à
sec.
Le
sirop
est
dissout
dans
l'éthanol bouillant
et
au
refroidissement
on
obtient
100 mg ge
cristaux.
Méthyl
penta-2-acétyl-2,3,2'3'4'-f-~-maltoside
I l a
été
synthétisé
par
L.
ODIER
(39)
comme
précédemmènt.
La détritylation
a
été
faite
dans
l'acide
acétique
aqueux à
86 %
p~ndant 4 heures et à 50°C.

---

Méthyl
penta-Q-acétyl-2,3,2' ,3',4'
di-0-acétyl(d
)-6,6'-
3
k~-maltoside
450 mg
de
méthyl
penta-O-acétyl-B-~-maltosideen solution
dans
l
ml d'acide acétique
deutérié
sont
traités
par 0,5
ml 4e
chlorure
d'acétyle
deutérié.
L'ensemble
est
laissé
sous
agitqtion
pendant
une
nuit.
Aprp.s
évaporation à
sec
de
l.a solution,
le
résidu
est
dissout
dans
l'éthanol.
On obtient
au
refroidissemen~ 300 mg
de
cristaux.
Méthyl penta-0-acétyl-2,3,2',3',6'
di-g-acétyl(d3)41,6-13-;-~
maltoside
A 1,5
g d'acétate
de
di
trityle
du
maltoside
disso~t dan~
120 ml
d'acide
acétique
aqueux
à
RO
%, on ajoute 5 ml dè pyridin~.
La
solution est
laissée
pendant
16
h
350°C.
Le
trinhénylèarbiho1
est
isolé
par précinitation de
la
solution
dans
l'eau.
Le
produit
est
extrait
du
f i l t r a t
avec du
chloroforme
qui
est
ensuite
lav~
comme
précédemment
et
évaporé
~ sec.
Le
résidu est
acétylé
dans
le
chlorure
d'acétyl~ (2ml)
et
l'acide
acétique
(4
ml)
deutériés.
Après
évaporation
de
la
solution et
cristallisatio~ dans
l'éthanol
du
résidu,
on
obtient
400 mg de
cristaux
contenant
l.~
pro d u i t
dés i r é e t
l ' hep a
a c é t a·t e
duc 0 mp 0 s é
i nit i a I d e ut é r 0 -
acétylé en
position
6,6'.
Méthyi tosyl-6-f-Q-glucopyranoside
A une
solution de
4 g
de
méthyl-e-~-glucopyranosidedans
40 ml
de
pyridine
anhydre,
on
ajoute
2
0°
et
pendant
20 minutes
4,4
g
de
chlorure
de
tosyle
préalahlement
dissout
dans
20 ml de
pyridine.
Le mélange
est
laissé
sous
agitation
pendant
72
heures
à' 20°C.
Après,
la
pyridine
est
évaporée
à
40°
sous
pression rédui-
te.
On
obtient
un
sirop
qui
est
repris
par du
chloroforme.
L~
solution de
chloroforme
est
lavée
successivement
avec des
sol.~­
tionsde sulfate
acide
de
potassium
et
de
carbonate
acide
sodium.

---

.. 87
Elle
est
ensuite
séchée
sur du
sulfate de
sodium.
Après
évaporatio~
!
on obtient
2 g de produit brut.
j
.
Méthyl tosyl-6-tri-Q-méthvl-2,3,4-B-D-glucopyranoside
l'-
1
j
2 g de méthyl tosyl-6-B-Q-glucopyranoside dissouts dans
~
-
25 ml de
di~éthylformamide fraîchement distillé sur l'hydrure de
;
calcium sont
placés
dans
un
erlenmeyer de
100 ml,
pourvu d'un
,
réfrigérant!avec
un désséchant.
On y
ajoute
3 ml d'iodure
de
j
:~
méthyle
et
énsuite
4 p, d'oxyde
d'argent
finement
divisé
par
petites
quantités.
L'ensemble
est
alors
laissé
à la températ~re
du milieu
a~biant pendant 24 heures sous agitation vigoureuse.
1
L'extractio?
est
faite
au
chloroforme par
filtration
lusq~'à ce
qu'il
n'y
a~t pas de précipité (En effet l'iodure d'argeht pré-
cipite
par ~ddition de
chloroforme),
L'évaporation
du
chloroforme
conduit
à
2,1
g d~ sirqp qui
!
est
ensuite!chromatophié
sur alumine
neutre
d'activité
III,
1
l'éluant
ùtllisé
étant
le
mélanRe
équivolumique
de
pentane~b~n~
1
i
zène.
1
!
Oniobtient
l,lg qui,
après
cristallisation dans
le
1
pentane,
noys
conduit
à
680 mg du
composé
sous
forme
d'aigui+les.
Rebdement
30
%
J
t
F ~
72°C
Mibroanalyse
1
,
,
1
1
,
a
s
.
calculé
~H
- - - -
1
52,30
6,66
32 ,82
8 ,2
1
- '
--~
1 C17H2609S
L
"
trouvé
S 2, S 8
6 ,6 9
32 ,28
8 ,
,
-
1
Sp~ctre R;M.N.
réalisé
dans
le
chloroforme
deutérié
J
n 9
22.
j
Méthyl ditosyl-6 ,6'-e-~~ellobioside,
t
7,pS
g
de méthyl-B-~-cellobioside sont
dissouts
dans
150 ml
de
pyridine.
Le
mélange
est
porté
à
OOC
et
on
y
ajoute

---

- 88 -
une
solution
de
chlorure
de
tosyle
(8
g
+ 80 ml de pyridine)
goutte
à goutte pendant trente minutes.
La
solution
est port~e à
z§ro
degr~ pendant une hèu~e,
puis
laiss~e sous agitation et à température ambiante pendant
72
heures.
L'extraction
étant
faite
comme
pr~c~demment, on obtient
10,5
f,
de
poudre
blanche.
M~thyl penta-Q-m~thyl-2,3~2i,3',4 1 ditosvl-6,6'-B-B-ce,llo-
bioside
Il a
été
prépar~ en perméthylant les 10,5 g de l'est~r
tosyle.
Le
composé
obtenu
est
chromatographié
sur colonne
d'~lu­
mine
d'activité
III
avec,
comme
éluant,
une
solution
de
chlorq-
forme-benzène
(v/v).
Il
est
ensuite
cristallisé
dans
liéther
§thylique
et
on
obtient
3,8
du
composé
désiré.
Rendement
30,52
%
f=
120-122°C
Spectre
R.M.N.
nO
23
Microanalyse
...---.
- - c - - -
1
c
H
0
S
1
- - - -
calculé
52 ,32
6 ,26
32,69
8 ,72
C32H46015S2
trouvé
52 ,26
6 ,27
32,60
8 ,55
Méth~l penta-~-méthvl-2,3,2',,3' ,4-Q-cellobioside
500 mg
du
ditosyle
de
méthyl-e-2-cellobioside
perméthylé
dans
25 ml
de méthanol
aqueux à 85
% sont agités
avec
500 mg
d'amalgame
de
sodium à
4
% pendant 18 heures. Après filtration et
neutralisation
avec
la carboglace,
la
solution
est
concent~ée en
un
solide
qui
est
ensuite repris
par du
chloroforme.
Aprè$
fi+tra~
tion
et
évaporation
du
chloroforme
on
obtient
un
sirop
q~i ~~t
recristallisé
dans
l'éther de
pétrole.
On
obtient
126 mg.
F = gSo
C

---

- 89 ~
Méthyl penta-~-~éthYl-2,3,213141 di-O-méthyl(d3)6,6'-e-~
cellobioside
~.eld~Ol ainsi obtenu (125 mg) est perméthylé avec de
l'iodure
de
methyle
deutérié
par
la
méthode
de
KUHN
(35).
~'6ther
1
méth~lè est cristallisé dans l'éther de pétrole et on obtient
60 mg du
composé
désiré.
Méthyl~nta-g-acé.tyl-2,3,213·'4'di-Q-mésyl 6,61_-B,-~.:-m<:il~.~""
side
(44)(45)
1,7
g de
méthyl-B-~-maltoside séché à 125°C pendant
plusieurs
heures
est
dissout
dans
20 ml
de
pyridine.
La
solution
étant
maintenue
à OOC, on ajoute 0.7.ml de chlorure de mésyle et
l'ensemble
est
laissé
~ OOC pendant
24
heures.
On
ajoute
alors
~
'7
7 ml
d'anhydride
acétique
et
la
solution
est
de
nouveau
laissée
pendant
20 heures
à
température
ambiante.
On
évapore
la
solution
et
le
résidu
est
repris
par du
chloroforme.
La
solution
chloro-
formique
est
lavée
par une
solution
de
NaHS0
à 10 % puis par une
4
solution
saturée
de
Na
C0
et
est
ensuite
évaporée
sous
vide
à
2
3
sec.
Le
résidu
est
dissout
dans
l'alcool
éthylique
à
chaud.
Au
refroidissement
et
après
amorçage
le
composé
cristallise.
Après
trois
cristallisations
on
obtient
3QO
mg
d'aiguilles
translucides.
Litt.
(45)
r = 175-176°C
Rendement
11,5
% par rapport au maltoside initial.
Spectre
R.M.N.
nO
24.
Microanalyse
C
H
0
1
1
1
calculé
LI4 , 28
1 C25 H3 8 0 20 5 2
~
~55 5,30
trouvé
41,82
5 ,23
44,57
1
2a
8,72
i
1
i
.

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---

- 93 ~
CHAPITRE III
SYNTHESE DE NITROXYDES DERIVES DU GLUCOSE
l
-
INTRODUCTION
Les
radicaux nitroxydes
sont
des
radicaux libres stables
qui
peuvent
être manipulés
et
peuvent
réagir dans
les
conditipns
courantes,
La technique
de
marquage
par spin
consiste
à
fixer
un
radical
libre
sur une
molécule
ou à
l'inclure
dans
la ~olécule
(cas
d'une
macromolécule).
La technique
de marquage
de
spin
a
de
multiples
applica-
tions
dont
les
résultats
ces dernières
années
sont
remarqu~bl~$:
Elle
permet
d'étudier,
d'une
part
la
conformation des
substpDces
naturelles
ou synthétiques,
et
d'autre
part
les
mécanismes
enzyma-
tiques.
Elle est
souvent
utilisée
de
deux manières
a)
Par liaison covalente
Le
radical est
fixé
directement
par liaison
covalente à
la
molécule à
étudier.
L'étude
des
conformations
de
l'hémoglobine
(l)~ l'étude d~s
changements de
structure avec
la température
de
la ribonuclé-
ase
A (2).
la mise
en évidence de
complexes
intermédiaire~ ~o~~
~e l'hydrolyse d'esters et d'amides par l'a-chimotrypsine (3),
pour ne
citer que
ceux-là sont
des
résultats
remarquables
qui
~
illustrent
cette
technique,

---

- 94 ~
b)
Non covalente
Dans
ce type
de
marquage,
une 'molécule
ayant
une
structure
au~si semblable que possible aux molécules naturelles ayant
un
rôle
biologique
est
fixée
à un radical libre.
Cette molé~
cule marquée
sert
de
sonde
au cours
de
l'étude
des
interaction?
avec
le
système
biologique
à
étudier
(par exemple
diffusioq
à
travers
une membrane).
C'est
ainsi
que
HUBBEL
et
Mac
CONNE~L
(4)
ont
étudié
le mouvement
moléculaire
et
l'orientation
des
phospholipides
dans
les
liposomes
de
serine
phosphatidy~e~
Les
dérivés
nitrophényles ont
été utilisés
pour
l'~tudé des
~
-
_
.
l '
( '
anticorps
(5).
Compte
tenu
de
l'importance
que
revêt
en biologie
la tech~ique
de
marquage
de
spin,
nous
nous
sommes
proposés
de
synthétis~r
des
nitroxydes
dérivés
de
saccharides.
2
-
MAROUAGE
DES
SACCHARIDES
L'acétate
de
glucose
a
été marqué
en
position
+ et 6
par un radical
nitroxyde
(6).
Le même
marqueur a
été
utilisé
pour
marquer
l'acétate
de
cellulose
A l'extrémité
anomère
de
la
ch~îne
et
en
position
6 tout
au
long
de
la
chaîne macromoléculaire
(~).
Ce
domaine
est
riche
d'avenir.
En
effet,
parmi
les
mem~
branes
de
dessalement
par
contre-osmose, les
plus
efficaces
sont
obtenues à
partir de
l'acétate
de
cellulose.
Le
galactose
m~rqué
sur le
carbone
l
par
le
tanol
a
ét~ obtenu (7).
Le
galactose marqué
est
préparé
par
la
galactosidase.
L'action
enzymatique
doit
être
d'une
grande
spécificité
vis-à-vis
du
substrat
(8)
et
la
galactosidase
illustre
ce
cas.
Le
spect~e
R.P.E.
de
l'échantillon marqué
lié
à
l'enzyme
peut
renseign~r sur
l;orientation et
l'environnement
du
site
actif
de
l'enzyme.
Le
principe de
base
de
l'obtention du
sucre marqu.é
~st
simple
synthétiser un
radical dont
le
spectre
de
résonahte
p~r~-
magnétique
électronique
(R.P.E.)
renseigne
sur
les
caracté~i~tiq~es
de
son
environnement
et
ensuite
le
condenser
sur
le
saccharid.e.

---

- 95 ~
3
-
PROPRIETES
DU
MARQUEUR
Une
propriété
essentielle
du marqueur est
la
stabilit~
dans
les
conditions
usuelles
pour
l'étude
des
molécules
biolo-
giques,
telles
que
les
solutions
aqueuses,
les
températurès
entre
20 et
70 0 ·C.
Il
doit
~tre sensible ~ son environnement, ~
la polarité,
à
l'acidité,
à
la
viscosité
et
à
la
fluidité.
Le,
spectre
R.P.E.
doit
être
simple
et
facile
à
interpréter.
Il
faut
d'autre
part
que
la
chimie
de
ce
radical
soit
aisée
pour perm~t­
tre
une
fixation
sur
les
groupes
fonctionnels
en
vue
d'emp19is
particuliers.
Le
premier marqueur
de
spin
a
été
le
cation
r~dicalqire
de
la
chloropromazine
(9),
mais
les
composés
plus
utilisés
avec
succès
comme
marqueurs
de
spin
sont
les
nitroxydes
dont
la
for-
mule
générale
est
4
-
SYNTHESE
DU
MARQUEUR
La
synthèse
la
plus
usuelle
de
nitroxyde
a
été
celle
de
l'oxydation
des
groupes
amino-secondaires
de
dérivés
de
tétr4~
méthyl-pyrrolidine
ou
tétraméthyl-piperidine.
D'énormes
cqntri-
butions
à
la
chimie
des
nitroxydes
ont
été
apportées
par qotre
laboratoire
(groupe
du
Professeur
RASSAT)
et
par
le
grouPe
de
ROSANTSEV
(Moscou).
Le
marqueur
choisi
dans
notre
cas
est
l'acide
tétra~é­
thyl-2,2,5,5
aza-l
cyclopentène-3
oxyle-l
carboxylique
3,
qui
possède
les
propriétés
requises
et
dont
la
formule
est
la
sui~
vante

---

OOH
R
R
. 0
N
bCD
Il
a
été
synthétisé
pour
la
première
fois
par RO$ANTSEV
(10).
La méthode
a
été
légèrement modifiée
par Rose-Harie
DUP~YRE
(11)
pour
l'obtention de
ce
même
radical.
Nous
avons
adopté
ce
dernier procédé
afin d'obtenir ce
nitr6xyde.
C'est
un
co~posé
optiquement
inactif,
très
stable.
Nous
avons
synthétisé
le
sei
de
sodium de
l'acide
radicalaire.
Le
sel s'obtient
en
fais~nt
passer
l'acide
en solution dans
l'eau
à travers
une
colonne
dé
résine
RNa,
Les
différentes
étapes
de
cette
synthèse
se
trouvent
sur le
tableau
1.
Le
sel est
utilisé
dans
la
réaction
du
type
suivant
o
R'OT s + RCOONa
R'OC""
+ TsONa
............ R
T s = CH3~-~S02-
5
-
SYNTHESE
DE
HETHYL
(tétraméthyl-2,2,5,5-aza
l
cyclooentèné-3
carboxvl-3
oxyle)6-S-D~glucopvranoside
Il
est
obtenu
par action de
méthyl-tosyl-6-g1ucopyrano-
side
sur le
sel de
sodium
de
l'acide
radicalaire
dans
le
qimé-
th Yl f 0 rm ami d e
(D. H . F . ).
Las y n t h è s e
d e I ' est e r s u l f 0 ni 0 u e
est
décrite
dans
le
second
chapitre.
Les
différentes
étapes
de
syp-
tfièse
se
trouvent
sur
le
tableau
II.
La
structure
du
composé
ainsi
obtenu
a
été vér~fié~ ~P
comparant
l'acétate correspondant à
un
échantillon
précédemment
préparé
dans
notre
laboratoire
(6)
par une
voie
différehte.
Ep

---

o
o
o
NaOH
'+
oN~
" ' 2
H202
(
•
~
-0
2
Ol
o
I
o
'0
COH
tON~
résine RNa
>
•
•
r;J
~
.. 0
o
TABLEAU l

---

"
Ph:C6H5
Ts:C6 H5S02
:iJ
n
o
o
~
M~
Me
l
'
....
'
. TAI?LEAU
JI

---

I I

---

H
sr EC T.R E
26

---

~ ror :-
effet,
i l
a
été
synthétisé
en
faisant
réagir
le
chlorure
d'~cide
radicalaire
sur
le méthyl
tri-~-acétyl 2,3,4-8-g-g1ucopY~ànoside
obtenu
par détritylation
de
trityl-acétyl-glucoside.
Dans
ies
deux
cas,
i l
cristallise
dans
l'éther
de
pétrole.
Après
réquction
en
hydroxylamine
de
l'acétate
du
glycoside
marqué,
les
sp~ctr~s
R.M.N.
sont
comparés
et
trouvés
identiques.
Le
spectre
R.M.N.
(25),
dans
le
chloroforme,
du
c~mpô~é
acétylé
traité
par
la
p~énylhydrazine qui le réduit en hyd~oxy~
lamine,
donne
les
résultats
suivants
- le doublet du proton anomérique Hl à é = 5 , l ppm
les
singulets
des
p;roupes
acétyles
à
0
= 2 ppm
0 = 2,02
ppm
é = 2.,05
ppm
-
les
singulets des
groupes
méthyles
à
é = 1,35
ppm
li = ·1
c:
.40
,
... ,
ppm
qui
correspondent
à
6
protons
chacun.
le
singulet
du
proton
vinylique
à
o = 6, 7 P pm .
Sur
le
spectre
R.P.E.
(26)
du
composé
non
acétylé,
ori
note
un
triplet
largeur des raies
= 1,62
~
écart
aN
= 14,5 Oe
hauteurs
respectives
des
raies
1,13
-
1,11
-
1.
L~ensemble de ces deux s?ectres confirment la fixatiop
du
radical
libre
en
position
6 du
glucoside.
6
-
PARTIE EXPERIMENTALE
A ~ Tétraméthvl-2,2,5,5 aza-l cyclonentène-3 acide
carbpxx-
lique-3
oxyle
1) .Triacétone
amine
(15)
Elle
est
obtenue
à partir de tétraméthyl-2,2,6,6 piperi~
done
4
Hel
qui
est
traité
nar
la
soude.

---

- I02 -
,...:J
Un
bêcher de
2 1.
dans
lequel
sont
mis
200
g
de
tétra-
méthyl-2,2,6,6-piperidone
4 HCl
commercial dissout
dans
un
l i t r e
d'eau,
est
placé
dans
un
cristallisoir
contenant
de
la
glace~ On
agite
la
solution,
on
y
ajoute
par fraction
des
pastilles
de
sou-
de
eL
on arrête
l'addition
au moment
où
tout
a
précipité.
On
f i l -
tre
et
on
recommence
la même
oD~ration lusqu'~ ce qu'il n'y ait
plus
de
précipité.
Le
solide
est
recristallisé
dans
l'éther éthy-
lique.
On
obtient
95
~ de triacétone amine.
Rendement
~
91
%
F = 57°C (Litt.
(15)
F = 58°C).
2)
Bromhydrate
de
dibromotriacétone
amine
(11)(12)(13)
- - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
'
95
g de
triacétone
amine
sont
dissouts
dans
150 ml d'acide
acétique.
On
ajoute
goutte
à ~outte une solution de 88 ml de brome
dissout
dans
SOml d'acide
acétique.
Pendant
l'addition
i l
se
pro-
duit
un
échauffement.
La
fin
de
la
réaction
est
marquée
par un
dégagement
d'acide bro~hydrique et
une
précipitation
du bromny-
drate.
Le
précipité
est
lavé
avec
l'acide
acétique
ordinaire
puis
à l'éther éthylique.
On
obtient
90
g
de
bromhydrate.
N.B.
Pendant
la bromuration,
i l
est
recommandé
de
maintenir
la
température
constante
pendant
l'addition
du
brome.
La
d~colo­
ration
de
la
solution
indique
que
la
réaction
se
passe
très
bien;
Dans
le
cas
contraire,
i l
faut
chauffer au
cours
de
l'addition
du
brome.
3)
!§!~~~§!~y~=~~~~~~~_~~~=~_~l~~~E~~!~~~_~~~~~~~~ig~:}
(11)(12)(13)
Dans
450 ml
d'ammoniaque
concentrée,
on
ajoute
lehtè~~nt
90
g de
bromhydrate,
l'ensemble
étant
sous
agitation magnétiquè
vigoureuse
et
à ooe. On sature la solution de soude en p~sttlles,
["1
se
forme
alors
un
précipité
qui
est
éliminé
par filtr~tipn.
Ces
opérations
sont
recommencées
plusieurs
fois
jusqu'à
ce
qu'il
n'y ait' plus
de
précipitation.
Les
précipités
réunis
sont
recristallisés
dans
le
bepzène
et
on
obtient
25
g
d'aiguilles
légères.

---

- r03 -
Rendement
52
%
r ~ 180°C (Litt. (13) r - 180-l81 0 e)
4)
Tétraméthvl-2,2,5,5
_ _ _ _ _ _ _ _ _
L
_
~
aza-l
cvclonentène-3
~
carboxamide-3
~
~~~!~
A
25
g
d'amide
précédente
dissoute
dans
200 ml
d'eau
dis-
t i l l é e ,
on
ajoute
100 mg
d'acide
phosphotungstique.
Ensuite
7q ml
d'eau
oxygénée
à
110 volumes
sont
additionnés.
La
solution est
laissée sous
agitation
(après
une
vin~taine de minutes, il appa-
raît
un
précipité)
pendant
4
heures
à température ambiant~. On
filtre
et
le
précipité
est
recristallisé
dans
l'eau.
On
obtierit
15,2 g
d'aiguilles
launes.
Rendement
55 ,8
%
F = 205°C (Litt.
(16)
r = 203-204 0 e)
5) !~!~~~~!~~~:~2~2~2~_~~~:!_~Y..~~~E~~!~~~:~_~~~~~_~~~~~­
~~~~g~~:~_~~~!~
(11)(14)
15,2
g en
solution
dans
200 ml
d'eau
distillée
sont
ajoutés
à
21,4
g de
soude
en
pastilles
dissoute
dans
75
ml
d'eau
distillée.
L'ensemble
est
laissé
à reflux
dans
un
bain-marie
pendant
2 h
30.
La
température
doit
être
inférieure
à
100°C,
pour éviter
la décomposition
du
radical.
Après
refroidissement
on
sature
la
solution de
soude
et
l'extraction
est
faite
avec
de
l'éther.
La
phase
aqueuse
est
sa-
turée
d'acide
chlorhydrique
concentré
et
on
fait
de
nouveau urie
extraction à
l'éther éthylique.
Les
extraits
éthérés
sont
lavés
avec une
solution
saturée
de
chlorure
de
sodium.
On
évapore
l'é~
ther et
la
poudre
jaune obtenue
est
recristallisée
dans
l'ea~. On
obtient
9
g
de
paillettes
jaunes.
Rendement:
58,0
%
Après
sublimation
r = 213-214 o C (Litt. (11) r = 214°C)

---

"" 104 ...
~_ Mi c"0analyse __I_-c-~=-__-r-.~~H-'_-_-.,...I-~_~~~~ _t_-N-.-_l
calculé
58,68
7,66
26,06
7,60
---------+------+------+--------"1----,.--
trouvé
58 ,42
7,50
26,12
7 ,70
'--
-'--
.'---
-+-
1..--.
----"1.--_ _---1
6)
!~!~~~~!~l~:~~~~~~~_~~~:~_~l~~~E~~!~~~:~_~~r~~~Z~~!~
de
sodium
Une
colonne
est
remplie
de
résine
Amberlite
CG
120
(Nà).
Sur
la colonne,
la
résine
est
lavée
d
la
soude
puis
à
l'eau
jusqu'à
ce
que
le
liquide
recueilli
soit
neutre.
On
passe
alors
sur
la
résine
le
radical
acide
en
solution dans
l'eau,
l'élution
étan~ effectuée par l'eau.
Après
évaporation de
la solution,
le
sirop
obtenu
est
dissout
dans
le
diméthylformamide
et
précipité
par l'éther éthylique.
A partir
de
l
g
d'acide,
on
obtient
1,1 g
de
sel
sous
forme
de
poudre
jaune
avec
un
rendement
de
g5
%.
F = 263-264 0 C.
La réaction
est
contrôlée
en
passant
le
sel
obten~ au
spectrophotomètre
infra-rou?e.
On
n'observe
pas
de
bande
OH
v~rs
-1
- - 1
3.500 cm
(observation
de
la
bande
COO
vers
1.650
cm
).
Microanalyse
C
H
N
Na
- '
---_._-
d calculé 52,45 6,30 6,79 11,16
-'-
-
Cg H
0 NNa
~
13
3
trouve
52,20
6,48
6 , C) 3
11,00
~ . _ -
B -
Mé!~_ (tétraméthyl-2,2,5,5 aza-l cyclopentène-3 carQo-
~1-3 oxyle,6-B-D-glucopyranoside
Une
solution
de
l
g
de méthyl-6
tosyl- ~2-g1ucopyranoside
dans
le'diméthylformamide
est
additionnée
à
750 mg
de
sel de
so-
dium
de
l'acide radicalaire
(1,2
fois
la
quantité
théorique).

---

- 105 ~
Apr~s 120 h de chauffage â 1000e sous atmosph~re d'azote, oh
évapore
la
solution et
le
résidu solide
est
repris
par
le
chlo-
roforme.
Il
apparaît
un
résidu
blanc
insoluble
dans
le
chloro-
forme.
On
f i l t r e .
Sur
le
spectre
R.M.N.
du
solide
dans
l'eau,
on
observe
la
présence
de
groupe
tosyle.
Il s'agit
vraisembla-
blement
de
tosylate
de
sodium.
Le
f i l t r a t
est
évaporé
et
le
siroD
qui
en
résulte
est
purifié
par
chromatographie sur couche mince
de
silice.
L'éluant
utilisé
est
le
mélange
de
dichloroéthane-méthà-
nol
9 v/v.
Sur
la
plaque
on
observe
en
lumi~re ultrav~olette,
trois
bandes
distinctes.
La
bande
centrale
corresDond
au
composé
recherché.
Après
extraction
du
produit
au
chloroforme
et
évapo-
ration,
on obtient
143 mg de
produit
sirupeux.'
Rendement
17
%.
Le
composé
a
été
acétylé
par
l'anhydride
acétique
dan~
la
pyridine.
Après
évaporation et
cristallisation du
résid~, à
partir
de
l'éther de
pétrole,
on obtient
le
produit
désir~~

---

"7
r06 -
BIBLIOr,RAPHIE
. (,".
(1)
H.M.
Me
CONNELL,
C.L.
HAMILTON
Proe.
Nat.
Aead.
Sei.
U.S.
1968,
55,776
H.M.
Me
CONNELL,
S.
OGAWA
Nature,
1968,
220,
787
H.M.
Me
CONNELL,
W.
DEAL,
R.T.
OGATA
Bioehem.
1969,
~,
2580
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I.C.P.
SMITH,
Bioehem.
1968,2,
745
J.D.
MORRISETT
Ph.D.
Thesis,
Univ.
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North
Carolina
-
1969
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(3)
L.J.
BERLINER;
H.M.
Me
CONNELL
Proe.
Nat.
Aead.
Sei.
U.S.
1966,
_~,
708
(4)
W.L.
HUBBELL,
H.M.
Me
CONNELL
Proe.
Nat.
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U.S.,
1969,
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O.H.
GRIffITH
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Nat.
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HEINTZ
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Chem.
1875,
178,
320.

---

,.. 108 ;
CHAPITRE
IV
IDENTIFICATION DES SIGNAUX METHYLES DES GROUPES
ACETOXYLES DANS LES SPECTRES R.M.P.
(RESONANCE
MAGNETIQUE DES PROTONS)
DES METHYL-HEPTA-O
ACETYL-6-g-MALTOSIDE ET CELLOBIOSIDE
L'analyse
conformationnelle
et
l'identification des
m6no-
oligo et
polysaccharides
ont
été
réalisées
essentiellement
en
utilisant
les
signaux des
protons
du
cycle
en
solution
(1
à
6).
Cette
méthode
est
généralement
difficile
à
cause
de
la
co~ple­
xité
des
signaux des
protons
qui
se
recouvrent.
Dans
cette
partie
du travail,
nous
nous
intéresson~ aux 4é~
rivés
acétylés d'oligosaccharides
en
essayant
d'attribuer
les
signaux des
méthyles
des
groupes
acétates.
L'étude
de
la
résonance
de
ces
signaux est
non
seulement
utile
pour
leur
caractérisation,
mais
également
dans
lÎanalyse
conformationnelle
et
configurationnelle
des
motifs
monosaccha~
rides
des
polymères.
En
effet,
un
groupe
acétate
en
position
axiale
est
plus
déplacé
vers
les
champs
faibles
que
le
même
groupe
en
positi9n
équatoriale
(7)(8)(9).
Leur attribution
complète
a
été
faite
dans
le
cas
du
pent?-
~-acétyl-S~Q-glucopyranoside(10). Quant à l'anomère a
l'ide~­
t
tification
a
été
effectuée
en
se référant
au
précédent.
Le m~me
travail
a
été
effectué
en
ce
qui
concerne
l ' a
et
8 -méthyl tétra-
2-acétyl-~-glucopyranoside (11).

---

- 109 -
Jusqu'~ pr~sent, aucune attribution compl~te des signapx
des
m~thyles des groupes ac~tates sur les dim~res du ~lucose n'a
été
réalisée.
Les
études
portent
essentiellement
sur
les
dépla~
cements
chimiques
des
protons
du
cycle
(5)
(12).
L'attribution
des
signaux
acétoxyles
de
la
cellulose
perac~tylée a été r~alisée (13)(14),
Seul
le
signal
acétoxyle
en
position
6
a
~té attribu~ av~c
certitude
dans
l'ac~tate d'amylose.
L'attribution
a
été
réalisée
dans
le
cas
des
acétates
des
cyclodextrines
en
se
basant
~ur l~s
effets
de
solvant
(5)
et
en
les
comparant
au
diacétyl
tosyl
6
amylose
(15),
La
technique
g~néralement utilisée pour l'identification
des
signaux des
groupes
acétoxyles
est
celle
qui
consiste
à
sup-
primer un
des
groupes
acétates
par
deutériation
spécifique d'une
des
positions
hydroxylées
libresde
l'acétate
du
saccharide
par
l'anhydride
deutéro-acétique
dans
la
pyridine
ou
le
chlorure
d'acétyle
(d 3 ) dans l'acide acétique deutérié.
Le
peracétate
ainsi
obtenu
est
identique
à
celui
préparé
directement
par
l'acétylation
classique,
avec
la
seule
différence
qu'en
R.M.N.
on
observe
la
disparition
des
signaux
acétates
cor-
respondant
aux positions
deutériées.
Par
deutériation
spécifique
de
toutes
les
positions,
on
peut
identifier
les
différent?
pics.
Nous
avons
utilisé
cette
technique
dans
le
cas
d'attribu-
tion
des
signaux
acétyles
dans
les
spectres
des
méthyl
heptà-O-
acétyl- ~g-cellobioside et maltoside,
1°)
Identification
de_~~igna~x acétates portés par les
carbones
6,6'
et
4'
Ces
signaux
ont
été
déterminés
dans
les
chapitres
précé-
dents,
les
spectres
ayant
été
effectués
dans
le
chloroforme
deu~
térié
et
à
250 MégaHertz.

---

- rra '"'
TABLEAU
l
-
Déplacements
chimiques
des
groupes
acétoxyles
dans
le
méthyl hepta-~-acétyl-I'-~-cellobioside(1 A) dans
le
chloroforme
deutérié
(figure
19,
page
68
Composé
Déplacement
chimique
(ppm)
des
signaux acétoxyles
1
---
1
l
A
2,14
2,096
2,052
2,044
2,03
2,02
1,994
--
II
A
2,14
-
2,052
2,044
2,03
-
1;992
_ e
---,-
J1f
lJ
III
A
-
2,096
2,052
2,044
2,03
2 , 02
1,992
--
Le
composé
III
A est
un mélange
de
produits
obtenus
à
partir
de
la détritylation
du méthyl
penta-Q-acétyl-2,3,2'3'~1
dit r i t Yl - 5 , 6 ' - B- ~ - c e 110 b i 0 s ide,
sui vie
d' une
de ut é r 0 a c é-t y la 1; i 0 h .
Les
deux
chiffres
suivis
d'un
astérisque
correspondent
aux
déplacements
chimiques
des
acétates
complémentaires
portés
par
les
carbones
C-4'
et
C-6 1
entre
lesquels
s'est
produite
la
migration.
Les
cases
vides
correspondent
aux
positions
entièremènt
deutéroacétylées.
Il
résulte
de
ce
tableau
les
déplacements
suivants
,
6 -Q -Ac
3.
2,14
ppm
...
6'-Q-Ac a
2,096 ppm
...
4'-Q-Ac
a
2,02
ppm
TABLEAU
lIa
-
Déplacements
chimiques
des
groupes
acétoxyles
du
méthyl-hepta-~-acétyl-8-~-maltosidelIB) dans lè
chloroforme
deutérié
(figures
20,
21,
page 69
)
On
peut
remarquer
sur
les
spectres
R.M.N.
(partie
acétq~
~e) du méthyl-hepta-Q-acétyl-8-Q-maltoside (lB) et du méthyl-
hepta-~-acétyl-8-~-cellobioside(lA) effect~és dans le chloro-

---

... III -
forme
deutérié
à
250
MéRaHertz
que
les
sept
acétates
du
composé
ffi sont
répartis
en
sept
signaux
distincts,
alors
que
les
sept
~cétates du composé lB sont répartis en cinq signaux.
r--
-
f
"-
1
Composé
Déplacements
chimiques
des
groupes
acét()xyles
------ - ' - - -
- - - -
--_...,......-
l
B
2,15 4
2,109
2,050
2 ,032
2,032
2,008
2,008
II
B
-
-
2,050
2,032
2,032
2,008
2,008
.
III
B
-
2,10gll
2,050
2,032
2,032 lR
2,008
2,008
Les
formules
des
composés
lA,
lIA,
IlIA,
lB,
lIB,
IIIB
se
trouvent
sur
les
tableaux
l
et
II.
Les
chiffres
suivis
d'un
astérisque
correspondent
aux
déplacements
chimiques
des
acétates
dont
les
intensités
des
signaux sont
complémentaires.
Il en
résulte
que
les
déplacements
chimiques
des
groupes
acétoxyles
sont
les
suivants
6-0-Ac
,1
2,154
ppm
6 1 -O-Ac
à
2 ,1 °9 ppm
4 1 -0-Ac
à
2,032
Dpm
A la
recherche
dlun
solvant
approprié
dans
lequel
les
sept
acétates
du
composé
seraient
bien
séparés,
nous
avons
été
amen~ àeffectuer les spectres de ce oroduit dans les solyant~
suivants
(pyridine,
benzène
deut~riés),

---

-i-
lIa -
1
TABLEAU
lIb
-
Déplacements
chimiques
des
acétates
dans
le
benzène
deutérié
(figure
27,
page115
---------.-._..~-
en
ppm
des
groupes
acétoxyles
[:~O:é 1:Dé~acement; ch~miques
1,963
1.838
1.834
1,789
1,76
1,734
1 , 713
_.-
f - - - -
-
-
1
l I B
!
1,963
-
1,834
-
1,76
1,734
1 , 713
-
rL _j 1,963
III
B
1,838
1;834
-
1,76
1,734
[
--
Dans
le
benzène
les
déplacements
chimiques
des
acétates
sont
6 -Q -Ac
à
1,789
ppm
....
6'-Q-Ac
cl
1,838
ppm
4'-0-Ac
à
1,713 ppm
TABLEAU
Ile
-
Déplacements
chimiques
dans
la
pyridine
detitériée
des acétates
(figure
28,
page116
Composé
Déplacements
chimiques
des
groupes
acétoxyles
1
o •
0
•
1'"
1 B
2,104
2,101
2,089
2,076
2,041
2,023
l,99L~
_.-
.'
I I
B
2,104
-
-
2,076
2,041
2,023
1,994
.. -----.,.
I I I
B
2,104
-
2,089
2,076
2,041
2,023
-
De
ce
tableau
on
obtient
les
attributions
suivantes
....
5-Q-Ac
a
2,101 ppm
....
6' -Q -Ac
il
2,089
ppm
4'-Q-Ac
à
1,994 ppm
De
ces
trois
derniers
tableaux
CI 1 a.
lIb,
Ile)
on
peut
constater que
le
solvant
a
un
effet
très
important
sur
l'en$~~ble
des
acétates.
Les
signaux
acétoxyles
sont
mieux
séparés
da~s le
benzène
deutérié
que
dans
le
chloroforme
ou
la
pyridinè.

---

"Ct:!2()AC
OMe
OMe
CH20Ac
CH20Ac
nA
lA
o
Il
CH20Ac
CH20C cD]
o
o
OMe
OMe
C0:3~
+
_ _ _- - - - - J
\\..
- - - - - y - - - - - - - -
mA
"'OMe
CH 20Ac
lSlA

---

Me
OAc
lB
DAc
DB
H
H
.
?~H
CC
CHV '
.QMe_
OMe
0"'"
",1 /
+
ACOj
AcO H
H
H
OAc
\\.
v - - - - - - - -
mB
~
üMe
CH~~Aè~ J=4
AcO
OAc
ma

---

6'
.
~ilIIIl!
IIIB
I\\B
1
6
4'
iB
Figure 27
Spectre (partie des acétates) de lB , lIB, IIlB dàns
le benzène deutérié à 250 MH
_ z.

---

.--
IIIB
_·-~·-t-.. ·..
i
... "-_..'- -- .; --- -_. ··-------1--------------.-.--. ,;".
. . . _---/-.-
liB
4'
~
1
1
\\ '
lB
1
\\
\\
u~
.... - _.... 2..
.., ..... .......
..;
.. -- _..,..
,
1
,
1
Figur~ 28
Spectre (partie des acétates) de lB,
lIB, nIB dans
la pyridine deutériée à 250 MHz.

---

- II7 ..
2°)
.~.!tribution du __~}gnal acét~le du rr:ouoe acétat~. è~
oosition
l
dans
le
méthvl-heDta-Q-acétvl-r-Q-~altosiqe
~--
.
--_.,
. -----'----_._-
et
cellobioside
DICK et
ses
collaborateurs
(lg)
ont
décrit
la
sélective
acétylation
du monohydrate
de
f-maltose
avec
le
chlorure
d'ac~tvle
dans
le
mélange
pyridine-toluène,
qui
conduit
cl
l'obtention
dè
deux composés
llhepta-Q-acétyl
1,2,6,2',3',4' ,6'-f-Q-maltose et
l'octaacétate
dans
le
rapport
70
et
30
% respectivement.
La
structure
a
été
prouvée
Dar
l'analyse
conformatioh-
nelle
des
protons
du
cycle
~ l'aide de la R.M.N .. On attribue
cette
lente
acétylation
du
groupe
hydroxyle
sur
le
C-3
~ i'exis-
Lence
d'une
forte
liaison
intramoléculaire
entre
les
hydroxyles
des
carbones
C-3
et
C-2'.
CeLte
liaison
a
été
observée
dans
les
structures
cristallines
des
monohvdrates
de m~ltose (20)
et
dU
méthyl-e-Q-maltoside
(21).
Mais
i l
semble
que
la
raison
du manque
de
réacti~ité de
l'hydroxyle
porté
par
le
carbone
C-3
doit
être
plus
profonde
puisqu'il
a
été
établi
dans
d'autres
cas
que
la
liaison
hydrqgène
intramoléculaire
accroît
la vitesse
d'acylation
par
les
chlor~res
d'acide
(22).
On
pourrait
alors
se
demander
oourquoi
cette
liai~
son
hydrogène
existant
entre
les
hydroxyles
portés
par les
carbo-
nes
C-2 i
et
C-3
n'aurait
pas
d'influence
sur
l'hydroxyle
porté
par
le
carbone
C-2'.
Une
plus
faible
réactivité
de
l'hydroxyle
porté
par le'
carbone
C-3
a
été
observée
dans
le lactose ayant une conformation
dans
laquelle
l'existence
de
la
liaison
hydrogène
entre
les
~r.ou­
pes
hydroxyles
2'
e t 3
n'est
pas
possible
(23).
L'hepta-O-benzoate
correspondant
du maltose
a
aussi
été
p~éparé par la même méthode
(24),
mais
avec
un
rendement
plus
faible
54%.
A la
lu~ière de toutes ces considérations,
i l
est
pro-
bable
au'en
nlus
de
la
liaison
hydror,ène
existant
entre
le
2'-OH

---

- 118 ,..
et
le
3-0H
des
raisons
stériques
doivent
aussi
influencer une
telle
réaction.
Comme
ces
acétates
libres
en
position
3 nous
int~res~
saient,
nous
avons
acétylé
le
maltose
commercial
par
la méthode
d e
DIe K
(1 g ).
Lep rad u i t
br u t
d e I a
réa ct ion
a
été
e n sui t e
d e u -
téroacétylé
par
le
chlorure
d'acétyle
et
l'acide
acétique
deuté-
riés.
Au
cours
de
cette
réaction
i l apparaît
la
forme
a
de
l'acétate.
Le
peracétate
a
été
ensuite
transformé
en
acétate
de
méthyl-glycoside
par
l'intermédiaire
de
dérivé
bramé,
comm~ d~ns
le
premier chapitre.
Le
spectre
R.M.N.
du
composé
ainsi
obtenu
a
été
effèct4é
à
250
MHz
dans
le
chloroforme,
henz0ne,
pyridine
deutériés
et
est
comparé
au
méthyl-henta-Q-acétyl-P-2-maltoside
ordinaire.
I l en
résulte
les
déolacements
chimiques
de
3-0AC
dans
différents
solvants
(fiRures
29 - 30 - 31).
Composé
Solvants
cS( ppm) 3 -OAc
- - - - - - - - - - -
benzène
1,834
IV B
pyridine
2,076
--.._-
chloroforme
2,008
Pour
élucider
la
question
de
savoir
si
le
groupe
hyqro~
xyle
sur
le
carbone
C-2'
est
aussi
moins
réactif dans
le
milieu
réactionnel,
nous
avons
procédé
de
la
même
manière
mais
en
uti-
lisant
le
chlorure
d'acétyle
deu~érié dans la pyridine-tolu~hè
et
en
terminant
par
une
acétylation
ordinaire.
Ce
procédé
a
été
appliqué
à
la
cyclodextrine
dans
notre
laboratoire,
où
i l
était
apparu
que
l'hydroxyle
sur
le
C-2
est
aussi
oartiellement
épar-
gné
au
cours
de
l'acétylation
dans
ces
conditions.
Dans
le
cas
du maltose,
le
spectre
R.M.N.
(nO
32)
du
méthyl-hexa-Q-acétyl(d 3 )
-~-acétyl-3-f-~-maltoside indique un seul sipnal acétoxyle.
Du
spectre
R.M.N.
nO
32.
nous
avons
calculé
le
pourcentage
d'hepta-
acétate
que
l'on
Deut
obtenir en
utilisant
ce
procédé.
Le
pour-

---

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IVB
i
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Figure 29 : Spectre (acétates) de IVB et TB dans le benzène deutérié i'i 250 MHz.
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1
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200
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100
50
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Figure 32 ':Spectre deméthyl hexa-Ç-acétyl (d ) 2,6,2', 3" ,4' ,6'-Ç-acétyl-3-S-~-maltosidedans le chloroforme deutériéà 250 MHz •
3

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i
Figure 33"
Spectre (partIe acétate) de lA et lVA effectué dans le chloroforme deutérié à 250 MHz.
"."'""~
.i;...~_ ..... _

---

-124 -
centage
de
60 % a
été
obtenu
en
c?mparant
l'intensité
du
~~gnal
acétoxyle
Q celle du signal méthoxyle.
En
ce
qui
concerne
l'attribution
du
groupe
3-QAc du
méthyl-hepta-Q-acétyl-B-~-cellobioside,nous sommes partis qè
l'hepta-Q-acétyl-l,2,6,2j3'4'6'-B-~-cellobiose
que
nous
avon~
transformé
en
glycoside
comme
dans
le
cas
du maltose.
Le
composé
de
départ
(50 mg)
nous
a
été
fourni
par Monsieur
DEFAYE
et ses
collaborateurs
(CER~AV).
La
comparaison du
spectre
du
composé
(IVA)
obtenu à
celui
du méthyl-hepta-Q-acétyl-e-~-cellobioside(lA)
nous
indi~
que
que
le
déplacement
chimique
du
groupe
méthyle
3-QAc
dqns
le
chloroforme
deutérié
est
2,03
ppm
(spectre
33).
30)
Essai
d'attribution
du
si~nal acétoxvle de l'acétét~
~n position 2
HELFERICH
et
ZIRNER
(26)
ont
obtenu
et
isolé
un
~eul
produit
l'hepta-Q-acétyl-l,3,5,213'416'-a-2-cellobiose
par
cri~~
tallisation
avec
un
rendement
de
28
% par traitement du
~-oct4­
acétate
de
cellobiose
avec
l'acide
bromhydrique
dans
l'ac~d~
acétique,
suivi par une
addition
d'eau
et
d'acétate
de
sodium~
WOLFRaM
et
de
LEDERKREMER
(27)
ont
répété
la même
expérience
mais
en
l'adaptant
au
e-octaacétate
de
maltose.
Ils
ont
obtenU
un
rendement
faible
de
hexa-2-ac~tyl-l,3,6,213'4'6'-B-2-malt6~e,
le
produit
principal
(hepta-Q-acétyl-2,3,6,2'3'4'6'-a
et
B~Q~
maltose) avec
un
rendement
de
76
%
A cet
effet,
WOLFROM
a
proposé
un mécanisme' dont
le
schéma est
le
suivant

---

....
Dans
le
but
diobtenir de
l'hepta-acétate
de
Cèl16~i6sè
hydroxylé sur
le
carbone
C-2,
nous
avons
procédé
de
la mê~e ma~
nière
que
HELFERICH.
nous
avons
obtenu de
l'hepta-acétate
qé
cellobiose
libre
sur
le
C-l,
selon le
spectre
R.M.N.
du
produit
de
la réaction.
Pour
élucider sans
ambiguité
le mécanisme
proposé
P?r WOLFROM,
nous
avons
répété
l'expérience
en
utilisant
l'acide
bromhydrique
dissout
dans
l'acide
acétique
deutérié,
l~acétat~ de
sodium deutérié,
l'eau
lourde,
la
durée
de
préparation du
dérivé
bromé
étant
prolon~ée. Nous avons obtenu de nouveau de l'hepta-Q-
acétyl-2,3,6,2'3' ,4'6'-Q-cellobiose.
Nous
en
avons
déduit
que

---

- 126 -.
l'hydrolyse
de
llacétobromocellobiose
se
fait
avec
rétention de
l'acétate
initial porté
par
le
carbone
C-2 et
que
le
groupe
aqé-
toxyle
de
l'acétate
de
sodium n'intervient
que
temporairement
dans
l'hydrolyse
de
l'orthoester A.
....
La réaction
III
VII
se
passe
donc
de
la manlere
suivante
- 0
~H
,if
OC- CH3
",
IC~-eD
8
H3'C
ICI"
3
o
A
B
La
coupure se
fait
entre
le
C·
et
lloxygène
porté
pqr
C-l,
L'obtention de .llhepta-acétate à
partir de
llacétobrori]o-
cellobiose
étant
sans
succès.
nous
avons
alors
envisagé
de
passer
par
la méthanolyse
en milieu acide
(HCl)
des
orthoacétates.
3.2.
Synthèse
de
Ilhexa-Q-acétvl-3,6,2\\3 1 4 1 6 1 -0(l-méthQ.-
-------------------------~---------------~--------
~y~!~y~~~~~~2:~~~:~:2:~~~!~~~
KORITNIC
(28)
a
décrit
la synthèse
de
ce
composé
par
action de
l'acétochloromaltose
dans
la
collidine
en présence du
méthanol.
Nous
avons
préparé
ce
produit
en utilisant
le
procédé
de
LEMIEUX
(29)
qui
a
obtenu
le
tri-Q-acétyl-3,4.6-2(alkyl~orthp­
acétate)1,2-Œ-Q-glucose
par réaction de
l'acétobromoglucose
dis-
sout
dans
la
sym-collidine
(triméthyl-2,4,6
pyridine)
avec
le~
alcools
en présence du
bromure
de
Butyle d'ammonium,
le
compQ~é
de départ,
dans
notre
cas,
étant
l'acétobromomaltose.
Au
cours
de
cette
préparation,
ur.
essai
de
cristal~is~­
tion de
l'ortho-acétate
~ partir de l'éthanol bouillant nou~ a
conduit
3
l'hexa-Q-acétyl-3,6,2'~'4'6'-Q(éthyl-ortho-acétate)1,2

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Figure 34: Spectre de l'hexa-~acétyl-3,6 ,2' ,3' •.4" .6" (méthyl-orthoacétate) 1 ..2-,.a-~ltose-en solution dans le chloroforme i
deutérié à 250 ~MHz'.

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Figure 35
S2 ectre des protons des cy.cles de 1 'hexa-:~acétyl-3,6,.2'. 3'?4' ..6~' (;méthy.l-orthoacéctate) l ,2:-a.-~:"'malt.ose
ensoTnt'ion dans le chloroformedéutérié à 250 MHz,

---

- 129 -
a-Q-maltose.
Une
seconde
recristallisation de
ce dernier co~posé
à
partir du méthanol
nous
a
fourni
l'hexa-Q-acétyl-3,6,2'3'4'ô'
(méthyl-ortho-acétate)1,2-a-Q-maltose.
Il slest
donc
produit
uhé
transéthérification provoquée
probablement
par des
traces
d~
sym-collidine.
La
st~ucture de l'orthoacétate a été prouvée par ana~
lyse
de
son spectre
R.M.N.
~
250 MHz
(spectre nO
34).
On not~
le
signal méthoxyle à
3,3 ppm
et
un
si~nal acétoxyle vers les champs
forts
d 1,74 ppm.
Le
proton
H-l
est
le
plus
déblindé
et
a
une
constan~e de
couplage
(J
= 5 Hz).
12
DALE
(30)
a
obtenu
une
faible
quantité
de
méthyl tétra-
Q-acétyl-2,3,4,6-S-R-mannoside
comme
le
seul produit
iden~ifi~ble
formé
à
partir de
la méthanolyse
du
tri-2-acétyl-3,4,6-g(~éthyl­
ortho-acétate)1,2- E-Q-mannose.
Cepen~ant ISBELL (31), p~r m~tha­
nolyse
de
l'ortho-acétate
de
l'hexa-~-acétyl-S-Q-glucopy~àn6syl­
4-mannose,
a
obtenu
l'hexa-acétate
de
ce
disaccharide.
L'expérience
de
DALE a
été
répétée
par PERLIN
(32)
qui
a
obtenu par
chromatographie trois
produits
dont
le
composé
pré-
pondérant
est
le
tri-g-acétyl-3,4,5-~-mannose, les deux sous-
produits étant
les
méthyl tétra-Q-acétyl-a
et
B-~-mannosides.
PERLIN a
de
la même manière
fait
la méthanolyse
de
l'6rtho-ac~~
tate
de
~lucose et il siest révélé que le produit principal ~
été
le
tri-g-acétyl-3,4,6-~-glucose.
Nous
avons
adapté
ce
procédé
à l'ortho-acétate de mal-
tose.
L'orthoester dans
le méthanol
est
traité
par une
so~ution
d·'acide
chlorhydrique méthanolique
pendant
15 minutes.
Le
sp~ctr~
R.M.N.
du
composé
ainsi obtenu
n'indique
pas
le
signal
ac~tqxyle
très blindé à
1,74 ppm,
caractéristique
d'un
ortho-acétate.

---

-
I30 ...
Le
produit
de
m~thanolyse est ensuite ac~tyl~ daris le
système
chlorure
d'acétyle-acide
acétique
deutériés.
Le
perac~­
tate
est
transformé
en dérivé
bromé
puis
en
glycoside
qui
est
recristallisé
dans
l'éthanol.
Le
spectre
du
glycoside
ne
r~vèle
pas
de
disparition
d'un
signal
acétoxyle.
Nous
avons
dnnc
déduit
que
le
compos~ principal obtenu au cours de la méthanolyse est
l 'h e p 1: a - 2- a c ~ t Y1- 2 , 3 , 5 , 2' 3 '4' 5' - ~ -m aIt 0 se.
Bien
que
l'hydrolyse
du
dérivé
bromé
et
la méth~holyse
ne
soient
pas
effectuées
sur le même
disaccharide,
ces
deux
expé~
riences
confirment
l'idée
selon
laquelle
l'orthoester
est
un
intermédiaire
pour
la
formation
d'un
acétate
de
saccharide
hydroxylé
sur
le
carbone
C-l.
L'attribution
du
si~nal acétoxyle du groupe acétat~ ~n
position
2,
par
la
voie
de
l'hydrolyse
des
ortho-acétates,
étant
sans
succès,
nous
pensons
que
la
transformation
de
l'octaacétatè
de maltose
ou
de
cellobiose en
chloro-hexa-Q-acétyl-trichloro-
acétyl-2-e-~-cellobiose ou 8-Q-maltose serait une voie possibf~
pour
l'identification
de
ce
signal
acétoxyle.
En
effet,
i i est
possible de
débloquer
le
Rroupe
trichloroacétyle
en trait9nt
ie
disaccharide
chlor~ dans une solution de méthanol-ammoniac (33).
Le
composé
ainsi
obtenu,
traité
par
l'acide
acétique
en présence
de
l'acétate
de mercure,
conduirait
à
l'hepta-acétate
de qisa~
ccharide
hydroxylé
sur
le
C-2.
On
peut
alors
procéder
comme
précédemment
pour aboutir
au
glycosi~e.
En
ce
qui
concerne
les ?cétates
2 t -gAc
et
3'-QAc
on
pourrait
les
attribuer en
passant
par
voie
de
synthèse
de
disac-
charide
puisqu!il
est
possible
d'obtenir
du
glucose
partiellement
acétylé
en
C-2
ou C-3
par
l'interm~diaire de méthyl-benzylidène-
4,5-n
et
8-Q-glucoside
(34).
Les
valeurs
des
déplacements
chimiques
des
métnyles
des
groupes
acétoxyles
et
m~thoxyles dans le spectre des composés lA
et
lB
sont
rassemblées
dans
le
tableau
III.

---

TABLEAU III
-
R~sultats sur les d~placements chimiques des 6rciupes
ac~toxyles et méthoxyles dans le chloroform~ 4e~térié
r--o
---
-
, - - 0
_ _ _ _
----c--,.--
-
0
~ompos~
l-OMe
2 -OAc
3-0Ac
6 -OAc
2' -OAc
3'-OAc
4';,...OAc 6 , ""'
---..-
- - - -
----- --
1
lA
3 ,46
2,03
2 ,14
2;02
2 , 096
lB
3 ,67
2,008
2,154
2,032
2, 109
_0__1
0 0
4 -
Acétylation
partielle du méthyl-f-Q-maltoside
et
celJ,obioside.
--------------
Une
des
applications
immédiates
de
l'identification
des
~roupes méthyles dans les spectres r.m.n.- des ac6tates est la d6termi
nation de
la distribution
totale d'un substituant
ac~toxyle sur
chaque
position dtun
cycle
glycosidique.
Pour ce
faire,
nous
avons
soumis
le
méthyl- f-~-maJ,.toside
et
cellobioside A une -
acétylation
partielle dans
la pyr.idine
anhydride
acétique.
On
évapore
la solution,et
le
r~sidu san~ 9utre
traitement
est Deracétylé
dans
la
pyridine-anhydride acétique deutéri
ou l'acide acétique
-
chlorure
d'acétyle àeutériés.
La distribution
des
vroupes acétyles
est
détermihé~ par 12
spectroscopie r.m.n.
en comparant
19intensité de
chaqu~ signal
ac~toxyle ~ celle du groune m~thoxyle.
Sur le
spectre r.m.n.
(fir;.
36)
du méthyl-P-Q-cellobiosidE
partiellement acétylé,
on
peut
remarquer que
le
RrOUDe
hydro~yle
sur C-6 est
moins
réactif
oue
celui Dort~ par le carbone Cl_~. Les
pourcenta~es de distribution sont r~unis dans le tabl~au sùivant.

---

- I32 -
TABLEAU IV -
R~sultats sur la distribution totale des acitàtes du
m~thyl- f-~-cellobioside partiellement ac~tyl~ dans le
chloroforme
deutérié
(spectre
nO
36).
i n ~
l
h'
.
1
1 Lep
acements
c
lmlQUes
1
1
Pourcentage
!
Position
1
en
ppm
des
acétates
i
1
d'acétylation
1
r--.----~~l-:--·----------r
-----5------ï >0 %------1
,
1
1
1
1
2, Oq 6
1
5 '
1
35
%
.
,
1
1
15
%
1
!
2,052
1;
!
'
2,044
la
%
1
2 ,03
3
la
%
2,02
4
20
%
1,Q97.
15 %
1
1
Sur ce
tableau,
on
peut
faire
la
remarque
suivante,
eh
ce
qui
concerne
la
réactivité
des
groupes
hydroxyles
C -
3
-
OH
<. c
4
-
OH
C
-
5
-
OH
-=:::::: G' - 6 - OH
De
la
meme
façon,
nous
avons
procédé
à
l'
acétylation
partieile
du
méthyl- ~
2-maltoside.
Le
spectre
du
compos6
ainsi
obtenu dans
lé
chloroforme
(nO
37)
nous
a
permis
de
comparer
les
réactivités
des
p;roupes
hydroxyles
C--6-0H
et
C-6' -OH.
Elles
sont
ident ioues.
Ensuite,
nous
avons
effectué
un
spectre
dans
le
benzope
(spectre
nO
j8)
afin
d'avoir
une
meilleure
séoaration
des
signaux.
Nous
avons
ainsi
calculé
le
pourcenta~e d'acétate sur chaque position
du
composé.
TABLEAU V
R~sultat sur la distribution totale des acétatès qu méthyJ
f~Q-maltoside partiellement acétylé dans le benzène
(soectre
nO
3.'1)
-------"'7
~
- - - - -
i
1
,
1
•
•
1
L
DePlac.ements
chlmlques
Position
1 ~~~~rcenta~e
1
des
acétates
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--ré::~:~--I
1
1,953
.
1,83 fi
5 '
i
100"
1
1,83 li
3
!
50
%
l , 7 8
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100
%
1,76
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%
1
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1,734
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1
1
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acé.t.ylé en solution dans le
benzène deutérié, à 250 MHz.

---

-
136 "':
Sur ce
tableau,
on
peut
tirer
les
conclusions
suivantes
quant
à
la
réactivité
relative
des
~roupes hydroxyles
C-3-0H <C-4-0H <C-6-0H= C-6'-OH
Le
C-3-0H
est
le
moins
r~actif.
PARTIE EXPERIMENTALE
Hept a -Q -acé tv 1-1 ~~q'6'-:.J~-~-malt ose
5 g
de
maltose
anhydre
sont
mis
en
suspension
datis
un
mélanp,e
de
100 ml
de
toluène
et
15 ml
de
pyridine bien
anhyqr~.
On y
ajoute
goutte
A goutte une solution constituée de 7 ml d~
chlorure
~iacétyle et 20 ml de toluène pendant 15 minutes.
L'ensemble
est
laissé
sous
agitation
vigoureuse
pendant
60 ri
à
une
température
inférieure
à 5°C.
Ensuite
on
f i l t r e
et
le
précipité
est
lavé
avec
du
toluène,
Les
f i l t r a t s
réunis
s~nt +a-
vés
à
l'eau
et
séchés
sur du
sulfate
de
sodium.
On
évapore
lé
toluène
et
on
obtient
8
g d'acétate
sous
forme
vitreuse.
Méthyl
hexa-Q-acétyl
2,6,2'3'6'-Q-acétyl(d3)3~e-:~~
maltoside
1,5
g
de
l'hepta-acétate
précédent
sont
dissouts
dans
2 ml d'acide
acétique
dcutérié.
On
y ajoute
l
ml
de
chlorure
d~acétyle deutérié.
L'ensemble
est
laissé
pendant
une
nuit
à la
température
ambiante.
Après
évaporation
du
solvant
on
obti~rt
l
g
de
solide.
Le
composé
brut
(1
g)
est
traité
par
20 ml diacide
bromhydrique
dissout
dans
l'acide
acétique
(à 35 %)
pendant
30 minutes.
Le
composé
est
extrait
comme
i l a
été
fait
dans
i~s
parties
précédentes .
..

---

~ 137 -
Le
solide
(1
g)
obtenu
est
mis
en
solution dans
20 ml
de
méthanol cl
ébullition et
on
ajoute
alors
4
g de
carboriàt~
d'argent.
Le mélange
réactionnel
est
laissé
cl reflux pend~nt
une
heure.
Après
filtration,
la
solution méthanolique
étant
purifiée
avec
du
charbon
actif
Darco,
est
évaporée
~ s~c. Le
solide
obtenu
est
repris
par de
l'éthanol bouillant.
Au
refrqi-
dissement
on
obtient
516 mg
de
cristaux.
Le
spectre
R.M.N.
présente
six
signaux
acétyles\\
/ '
Méthyl-hexa-~-acétyl(d3)~,2'3'4~gracétyl-3~ê~~
maltoside
Nous
l'avons
obtenu
d~ la même manière que pr~cédemment
en
passant
par
les
mêmes
étapes.
Nous
avons
utilisé
le
chlqru~e
d'acétyle
deutérié
d'abord
et
ensuite
la peracétylation est
fai-
te
dans
l'acide
acétique
et
le
chlorure
d'acétyle
ordinaire.
~~
glycosidation a
été
ensuite
faite
comme
ci-dessus.
Les
composés
obtenus
à chaque étape sont solides et h~
cristallisent
pas.
Le
spectre
R.M.N.
(32)
indique
un
signal acétyle
v~~s
2 ppm et
nous
donne
le
pourcentage
de
monoacétate
ordinaire~
Hepta-~~?cétvl-l,226,2'3'6'4'-e-~-cellobiose
Il nous
a. été
fourni
par Monsieur
DEFAYE et
Madame
GADELLE
(25)
que
nous
remercion5
ici.
Méthyl-hexa-~-acétyi-2,6,2'3'6'4',_Q-acétyl(d3)3-S~g­
cellobioside
A partir de
50 mg d'hepta-Q-acétyl-B-~-cellobiose nous
a~ons obtenu 12 mg de glycoside désiré préparé de la même manière
que
dans
le
cas
du maltose.
Le
spectre
R.M.N.
(33)
est
effectué dans
le
chlorofbr~e
deutérié
à
250
MHz.

---

1313 -
Hydrolyse
de
l'acétobromocellobiose
5 g d'octaacétate
de
cellobiose
sont
dissouts
dans
~h
mélanp,e
de
20 ml
d'acide
acétique
deutérié
et
30 ml
d'acide
acétique
deutérié
fraîchement
saturé
d'acide bromhydrique
à
ooe. La solution est agitée magnétiquement pendant 2 h 30 ~ l~
tempirature
de
la
salle.
Ensuite
une
solution
de
20 g
d'acétate
deutérié
de
sodium
dans
20 ml
d'eau
lourde
est
additionnéei
On
ajoute
ensuite
20 g d'acétate
de
sodium deutérié
supplémentaire,
l'ensemble
étant
toujours
soumis
à
l'agitation magnétique.
Là
solution
est
gardée
à
45°C
pendant
une
heure.
Après
addition
d'eau
~lacée, l'extraction est faite
avec
du
chloroforme
dont
l'évaporation
nous
a
fourni
5,6
g de
poudre
blanche.
De
l'acétylation
du
composé
d'hydrolysat
par
le
chlorure
dtacétyle
deutérié,
suivie
par la
~réparation du glycoside, nous
avons
obtenu
le méthyl-hepta-2-acétyl-e-~-cellobiosidenormal.
Le
doublet
du
proton
H,
de
l'octaacétate
de
c~llobiosè
...
n'apparaît
plus
sur
le
spectre
du
produit
de
l'hydrolyse.
Il
s'agit
donc
de
l'hepta-2-acétyl-Q-cellobiose.
Hexa-Q-~cétyl-3,6,2'3°4'6'-Q(1-méthoxyéthylid~nè)1,~~
-
-
,
~~-maltose
3
g
d'acétobromomaltose
sont
dissouts
dans
10 ml
de
sym-
collidine
et
3 ml de
méthanol
(s~ché sur tamis moléculaire), 0,5 g
de
bromure
de
tétra-butyl-ammonium
sont
additionnés
à la solution.
L'ensemble
passe
en
solution et
est
laissé
à
50 0 e pendant 14 h.
Il apparaît
alors
des
cristaux que
l'on
f i l t r e .
Le
sol~de est
cristallisé
dans
l'éthanol,
puis
dans
le
méthanol.
On
obtient
l
g
d-e
cri s tau x .
F = 156°C (Litt.
(28)
l56-160 0 e).
Pour éviter une
transéthérification,
i l est
recommandé
d'effectuer
la
cristallisation
dans
le
méthanol.

---

-
139 -
Méthanolyse
de
l'ortho-acétate
L'ortho-acétate
(400 mg)
est
dissout
dans
un mélan~e
constitué
de
20 ml de méthanol
et
la ml
de
chloroforme.
On
a1bute
alors
l
ml
de
m~thanol - acide chlorhydrique (~ 2 % Ht~. La solu-
tion
est
laissée
sous
agitation
pendant
15
minutes
à
températ~re
ambiante.
Ensuite
on
neutralise
la
solution
par addition
de car-
bonate
d'argent.
On
f i l t r e
et
on
évapore
la solution
qui
nous
a
fourni
250 mg de
poudre.
Les
250 mg du
produit
recueilli
sont
acétylés
dans
4 ml
d'acide
acétique
deutérié
et
0,5 ml de
chlorure
d'acétyle
deuté-
rié.
On
obtient
120 mg de méthyl-hepta-Q-acétyl-e-~-maltosid~
après
transformation du
peracétate
en
dérivé
bromé.
Acétvlation
partielle
Cl 4?
mp:
de
mé t h Yl -
~ - ~ - ce 110 b i 0 s ide son t
dis sou ts d à n s
II
ln l
de
pyridine.
On y
aioute
1,75 ml
d'une
solution
molaire
d!~nhydride
acétique
dans
la
pyridine.
L'ensemble
est
laissé
pendant
trente
minutes
sous agitation
magnétique
~ la temnérature de la ~alle. On
évapore
ensuite
?i
sec
sous
vide,]
30 a e
en présence du toluène et ciu tétra-
chlorure de carbone.
Le
résidu
est
dissouL
dans
4 ml
de
pyridine
et
l
ml
~'anhy­
dride
acétique
deutérié.
La solution
est
laissée
pendant
une
nuit
sous
a~itation magnétique. Apr~s évaporation de la solution~ le
résidu
obtenu
est
cristallisé
dans
l'pthanol.
On
obtient
370
mg de
cristaux
F
= lR30C
Le
méthyl- ~ -~-maltoside a été partiellement acétylé dans
les
mimes
conditions.
A nartir
de
342 mg de
glycoside,
no~s avon~
obtenu
300
mp:
d'acétate
cristallisé.
F = 128°-131°.

---

-
140 ~
METHODES
EXPERIMENTALES GENERALES
Les
points
de
fusion
ont
été
pris
en
tube
capillaire
sur appareil
BGchi.
Les
spectres
R.M.N.
ont
été
enregistrés
à
Itai4e
de~
spectrom~tres Varian H A 100, Cameca 250, XL 100, le t~tra~éthyl­
silane
étant
pris
comme
réf~rence interne.
Les
microanalyses
ont
été
effectuées
par
le
Service
Central
de
microanalyse
de
la
division
de
Lyon,
que
nou$
re-
mercions
ici.

---

-
141 -
CONCLUSION
Ce travail nous
a
permis de
montrer
la
plus
p'rande
sélectivité
du diméthoxy-l-l-éthane des
groupes
hydroxyles
C-4-0H et C-6-0H dans
la
chimie des
saccharides en donnant
ges
dérivés
éthylidéniques.
Par
contre, ,avec le
naraldéhyde
des
dérivés diéthylidéniques
sur
les
positions
2 et
3 ont
été
obten~s.
Ces résultats
sont
conformes
~ ce aui est connu dans le cas des
monosaccharides,
Nous
avons
mis
en
évidence
la mip'ration d~ ~roupe acéto~yle
de
C-4~ C-6 au cours de
la détritylation et
avons
montré
la
possi-
bilité de
substituer un
proupe
tosyle
par un
groupe nucléophile,
Enfin,
nous
avons
pu déterminer
les
déplacements
chimiques
des
acétates
G-O-Ac
5 ' -O-A.c
4 ' -O-Ac
3-0-Ac dans
les
spectres
r . m. n.
des
mé t h Y l
hep t a - 0 - a c é t Y l - ~ -lf - c e Il 0 b i 0 s ide e t
mal t 0 s i d. e .
Nous
avons
réalisé
une
acétylation
partielle
du méthyl-P-~~Céllo­
hioside
et
avons montré
oue
l'hydroxyle
norté
par C-6 est moihs
,
réactif aue
celui porté
par
C-6
Alors que,
dans
le méthyl-~-Q-glucopyranoside, les gràupes
hydroxyles
portés
par C-4,
C-2,
C-~ réa~issent de la même mqnière,
dans
le méthvl-~-~-cellobioside, leurs réactivit~s sont différentes
dans
un milieu
réactionnel d'acétylation.
L'identification non
amhigüe
de
tous
les
sip,naux nous
permet-
trait
de
suivre sans
ambiguité
la
réactivité
relative
dé
to~s ies
groupes hydroxyles
dans
un
milieu
acétylant.
Une
étude
analogue
des
olip,omères
de
degré
de
polY(1iérisatiori
....
s.erilit
. . . .
.
l
b
superleure /~Vldemment lnteressante,
malS
e
nom re
de
sip':i1ëi.ux à
identifier aup.:mente.
On
pourrait
ainsi
trouver un meilleu~ ~od~lè d,e
la
cellulose
ou de
l'amylose,
et
nréciser
les
mécanismes
d"~cétylation
partielle de
ces
polym~reso

---

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142 .,..
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---

vu
Grenoble.le
~iS - 1. -' 1- S-
Le Président de la thèse
Vu. et permis d'impriner.
Grenoble. le

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