THE S E
présentée
A L'UNIVERSITE DE PARIS-SUD
Centre dl Orsay
pour l'obtention
du DOCTORAT 3ème CYCLE
SDécialité: Amélioration des Plantes
Q(Jt ion
?hysiologie Végétale
par
Kaddy OUEDRAOGO-KAMATE
Sujet: CONTROLE DE L'ORGANOGE~ESE SUR COOCHES MI~CES DE CELLULES EPIOERMI~UES
ET SOUS-E'I1ERMIQUES CHEZ N~oa'i~"~. ETDDE DE L'INFLUE~CE:
"
"
- DES CONDITiONS P'WSI1UES
- DES CONDITiONS
OE L'EN'IIRDNNUIENT: ATMOSPHERE GAZôIJSE,
LUMIERE
- GES CONDITIONS CHIMIQUES
DES GEèlOTYPES
Soutenue le 10 Octobre 1980 devant la Commission dlExamen
~t~1. 0Et-JARL Y
président et RaprJorte!..Jr
JACQUES
Exafl1;nateurs
:loe TRAN THANH VAN

---

AVANT - PROPOS
Ce tnavait a éte ~~6e~tué au labo,~o~e du Phy~o~on du C.N.R.S.
de. Gi.6 -_Hl/t.- Yvette..
] e. .t<:.2.J'W à. e.xplt.ùneJt ma. ,oka ,~oitde. gJta..tJ.:tu.de. a ,1,{e.6,~;'e.UIW CHAMPAGNAT
et JACQUES ;')OuJL t' ac.cueil. c.ha..ie.wuw.x. qU'ID m' ot1t'té..H:'tvé danJ te.UIl ûbcltiLto..üe..
Je. ":.eme/t.u.e. -tolLt ;:;aJt.t{.c.iliè:-temen.t Mcn,6..(.e.wt JACQUES l'OUA. ml avo..i..t guJ..dée. de.
.~e1l c.o/'We.Πe.t &Ju.LCtu.~M.HL99e.6-t.i.OI'W
U P0fi.,t avo;'·'!. a.c.c.e.p-té de. ,~a..iJte. pa.!f.-t-Le.
de. mon jU.1tlj.
Je. plr.i..e. Mol'W..(.e.LLit te. Plto6e6.!leLUt OE'v{ARLY de. t'touve./t Â.cf... t'e.xp'te.~'~;'G'1t
de. ma. lte.c.o nna..L~,~ al1.c.e. ,t'JOUIt ta. b..i...e.n.ve..i.Ua.nc. ~ qu. 1i l m' a: :t.oujou/W -té.mo.i...g née..
] e. te. !teme:tue. d' avo..i.....t a:c.c.e.pté de. pIt~,ide..t à ta. ;'::'.'l.é.j e.ntl!.t.c:.OI'1 de. c.e..tte. thè~ e.
el: d'en êctte. te. tappoJtteu/t.
Je JtV7leltUe. v..{.veme.nt Ma.dame. TRAN THANH VAN d' a.vo;'.'!. a..o~umé la. fue.GÛon
de. c.e..tte thè.-H.. EUe. m' a. COn.6.t.:mvne.nt .';a..U bEne &..icJ.eJt de. ,~a: :]<'tande. e.xr-I1"..ienc.e.
et 6e.6 .te.ma,.'!..Oue.-6
.
m'oitt a..i.dée a. ,,1të:C..
,
..i...H!t. mM i.dê.M.
Je vc~ au4~~ exp~e~ ma ~i.rtcè~e ~eccn~~ance d MOn6ie~t LIORET
,"-'OUIL i' aide moka.ie et i' enCDtl!ta.ge.me.n.t qu..I.U '71' a tou.. jÙtl.JL5. tê.rtioi.gnê.~ pe.nda.nt
l'ann~e ie V.E.A.
J e ~eme:'!.cü .l.ia.dam,'. WEINZAEPFE L e.t ,\\!Ot1.6i.eUIL ,\\!EHEuT, Moit6~UVt CO~"IC
et :~adame LOUASON. -.!<lJ1..!, i' a..[de de~qu.e..l5.
1.2,5. pa.Jr.:Üe..6 conce.tnant t 1 ~c.ta.0teme.l'Lt
et U, gaz n' :.tu./taient ,;,u. ~tte. !t~aLL5. ~e~ .
Je .t<:.en.~ d teme'tuM me5. c.ollz9u..e.5. lt tout te r-e.'Wonne.l du.. Llbc·rca.to-i·'te
du. Phy.tottten, en paJtÜ.c.r.U'-i..e:t ,!,Iadame PErOREIT ~t \\!on5.~e.u..-t \\fEUR, Q..ùt6.{. qu..e te5.
~e..tv-i..:.e.j de \\,fadame. BRAUN, Mon.oi.eu<t CO,\\,JREUR, '.Iada.me JEHMmO, pC"-,/t le.l1t't5. cot't-t;.'LZ.-
bu,ti..o~1.b d la. 'lé.a...U.5.a.t,[on de ce. ·"émo.[,'le.
."le.5. ,te.me,tc.<:'e.mei~t5.
~'aa.te.Be.nt 2.gatement aux memb.te-5 d.e. l' îqu..-i..pe. de.
,~la.dame TRAN THANH VAN C.i1 ,r)(l...-t..t(.c'Lüe"~ H. TR1.'oJH, J. L,,'AARCOTTE et H.SCHRICKE
qu..--L
1
'11 1] nt 5.ou...-tmue. prLt
Le.:.L 'l.un.i.<:U: u leuJt ('....de. dê.veu.2. e.

---

SOMMAIRE
Pages
INTRODUCTION
1
HISTORIQUE
4
MATERIEL ET METHODES EXPERIMENTALES
I. Matériels végétaux
A
Conditions de culture des plantes-mères
9
B
Divers génotypes étudiés
9
11. Méthodes
A. Cultures aseptiques
11
B. Conditions de culture des explants
11
1. Salle de culture
11
2. Autres conditions de culture
11
C. Méthodes d'observation
17
PREI-HERE PARTIE
ETUDE PHYSIOLOGIQUE DE LA NEOFORI·IATION DE FLEURS ET RACINES A PARTIR
DE COUCHES IWlCES DE CELLULES EPIDERI~IQUES ET SOUS-EPlDERI~IQUES
DES
RAMIFICATIONS FLORALES DE ~~oc~iana
I. Etude de 1 1 influence des conditions physiques de 1 'environne-
18
ment
A. Influence de la composition de l'atmosphère gazeuse SUnTlontant
18
les explants
1. Cas des cultures en
tljbes hermétiques
18
2. Cas des cultures en tubes enfermés dans une chambre d'assi-
milation
21
B. Influence de la quantHé et de la qual itê de la lumi,§re sur
la différenciation ie. Yle'.'o de fleurs
28
1. Influence de la valeur je l'éclairement sur la nêoforr.lat~,o(1
florale
23

---

Pages
a. Eclairement en lumière blanche
28
b. Eclairements blancs et colorés de llordre de
160 W.m- 2)
30
c. Eclairement monochromatique
36
Z
d. Eclairements continus en lumière blanche de 55 W.m-
et en éclairements colorés
38
2. Conclusion
40
II. Etude de l'influence des conditions chimiques sur la néoformation
de fl eurs et de rac; nes.
A. Transfert des explants du milieu "Fleur" sur milieu "Racine"
après un séjour de durée variable sur le milieu uFleur ll
d2
B. Transfert réci~roque
43
C. Influe~ce de la 5~Bromodésoxyuridine sur la néoformation de
fl eurs Ù. 'JL1::l..O
44
OEUXIEME PARTIE
ETUDE DE LA NEOFORMATION DE FLEURS A PARTIR DE COUCHES MINCES DE
CELLULES EPIDERMIQUES ET SOUS-EPIDERMIQUES DES RAMIFICATIONS FLORALES
D'UNE VARIETE DE TABAC MALE-STERILE CYTOPLASMIQUE
1. Formation de ~ovo de fleurs normales sur des couches cellulaires
minces excisées de Tabac mâle-stérile
47
II. Tentatives de restauration de la mâle-fertilité sur un Tabac
mâle-stérile cytoplasmique
A. Traitement chimique de la plante-mère
1. Tr3itement des graines à la ~ibbérelline
49
2. Action des hormones de croissance sur la plante entière
mâl e-stéri l e
49
B. Influence de l'intensité lumlneuse et de la température
50
C. Tentatives de restauration de la mâle fertilité sur la plante-
mère par greffes
31
III. Obtention d'une restauration de la forme des anthères Ùl 'J':'C'W
31
IV. Obtention d'une pseudo-néoformation à " intérieur de llovaire
de quelques fleurs mâle-stériles formées i.YI vJ.. t'tû
52
V. Conclusion
52

---

Pages
TROISIEME PARTIE
INFLUENCE OU F~CTEUR GENETIQUE SUR LA NEOFORI~ATION -Ù1 vino DE FLEURS
A PARTIR D'ASSISES CELLULAIRES EPIDERMIQUES ET SOUS-EP[DERMIQUES
S3
r. Influence du stade physioloGique de la plante-mère
53
! 1. Infl uence de l t i nteract ion génome - génome
54
[1 I. 1nfl uence de 1 1 i nteract i on génome - mil; eu
54
IV. Conclusion
54
DISCUSSION ET CONCLUSIONS GENERALES
53
BIBLIOGRAPHIE
56

---

ABREVIATIONS
AJA
acide J-indolyl-acétique
AJB
acide (indolyl-3)4-butyrique
ANA
acide naphtalène acétique
ADN
acide desoxyribonucléique
Ml
acide gibbérellique
BA
benzyl-adénine
2-4 D
acide 2-4 dichloroohenoxyacétique
Kin
I(,inêtine
~·lB
mil ieu de base
5-BrdU
5-Bromodésoxyuridine
COz
gaz carbonique
Oz
oxygène

---

- 1 -
INTRODUCTION
La différenciation de ~ovo de fleurs comparée ~ celle de bourgeons veae-
tatifs ou de racînes ne peut. jus0u'à ~rêsent, être obtenue Que chez un nombre
restreint d'espèces et dans des conditions tellement diverses 0U'i1 serait intéres-
sant de tenter d'en déterminer les paramètres essentiels. L'obtention systématique
de fleurs néoformées Ln vit~o a été décrite pour la première fois par CHOUARD
et AGHION (1961) sur des cals de prolifération développés à partir du cambium des
fragments de hampe florale de Tabac. Il se défJage de ces travaux l'hYDothèse d1un
gradient Dhysiologique de la floraison existant le lona d'une ~lante de Tabac
en fleur. Depuis, d'autres auteurs (PAULET et coll. 1964; NITSCH et co1l. 1965;
ROSSINI et coll. 1966; AARGARA. 1974)
ont étendu à d'autres eSf'èces 1 1 0btention
~ VillO soit de fleurs soit de bourgeons végétatifs devenant Drécocement floraux.
A partir de protoplastes de mésophylle de ,!,J.zc.a.ti.ana .lUj,t(.C.a. 1 1 0btention d'un cal
suivi de formation de racine adventive et de bouraeon devenant floral aorès ia
formation d1un nombre réduit de fe!.Jilles est décrite par GILL et coll. (1979).
Entre ces deux extrêmes, culture de fragments d'organes et culture de
cellules isolées ou de protoplastes. on trouve un système expérimental simplifié.
comp.osé de 3 a 6 assises cel1JJlaires é:;idermi~ue. 'ii,)'Js-éî,idermin'Je ~t ::.J.ren-
chymateuses, dans lequel les corrélations intertissu1aires sont réduites au mini-
mum. Ce système de couches ceilulaires Ilinces garde néanmoins toutes ies canacités
~orphogénétiques de la plante entière (TRAN THANH VAN, 1973; TRAN THANH VAN et
coll. 1974).
CHLYAH (197 11 ) a montré chez To·'tvua. que la couche éf)idermique constituée
par une seule assise de cel1ûles est incapable de former d~ nova des bourryeons.
L'aptitude à bourJeonner est révélée quand il y a au moins une assise de cellules
sous-jacentes en plus de l'épiderme, Ceci indifjue que l'existence d'une certaine
corrélation intertissulaire est indispensab',e à ]'orfJanolJenèse d~ ;10'}O.
Dans la mise à fleurs. différents facteurs jouent un rôle im~ortant aussi
bien chez la plante entière (]Ue chez les oïfJanes mis en culture i.n viL'1.a.
La floraison des plantes entières est SOus le contrôle de l!environnement: ahoto-
,r:lériodisme, tell1Pérature, facteurs tropni ques, phytohomones. Chez certa ines r1antes
l'exigence photopériodique a .r:lU être remplacée par un traitement par 'le ':roid
(BLONDüN, 1976). Cette nécessité de la vernalisation afin d'obtenir des fleurs
Zn. V.i...l;lO se retrouve chez les fraaments de racine d'Endive mis en culture
(PAULET et coll. 1964).

---

Chez certaines espëces de ~~~otiana rrésentant une exigence photopériodique
(N. ~ifiv~~~~~, N.tome~01~6o~miô,
N.tabac~~ var.Maryland Mammoth), ASHION-PRAT
(1965) a montré que même dans des conditions photopériodiques arrropriées il était
impossible d'obtenir la néoformation je fleurs ln. i;-Lt,.~o. L'auteur a
conclu que seules les variétés indifférentes sont aptes a formerdes fleurs ~n v~.to.
Ces résultats semblent être confirmés sur N.p~baginiJotia (TRINH et coll. 1980).
Toutefois cette exigence en photo période nécessite que d'autres conditions soient
bien définies. Ainsi des mutants d'~tab~dop4-L~ exigeant les uns les jours lon~s,
les autres les jours courts peuvent être induits à fleurir ~n v~~to en l'absence
complëte de lumière, a condition d'être approvisionnés en sucre (REDEI. 1975).
Cependant chez des ex~lants rrovenant soit de plantes de jours longs
rLunar~~
c-n""" L., PIERIK 1966; C;'cJwuum Ùu:ybU,' L., MARGARA, 1974), soit des plantes
de jours courts (Pt~bago ~ndiQa L., N!TSCH et coll. 1965; S~teptocar~,~ nob~~,
ROSSINI et coll. 1966), il suffit de donner des [ihotopériodes aprronriées [Jour
obtenir la formation {JI v..i.tto des boutons floraux.
Il se déga~e de l'ensemble de ces considérations que si l'induction florale
acquise (vernalisation préalable) ou en cours d'acquisition ~n v~to, est une
condition nécessaire, elle n'est cependant pas ~uffisante chez un certain nombre
d'espèces.
Dans ce travail nous allons essayer d'étudier la part du génome dans la
capacité de former des fleurs ,{yI v,U/!.o. Il a été montré par ailleurs que le cyto-
plasme interagissant avec le génome module la morphologie des fleurs ~n v~vo
chez Techné. Cette variété de Tabac est obtenue après un croisement interspéci-
fique, ,1,J..(.Qoti..ana. de,bne.yi. (~ ) x N.taba~um (d'), suivi d'une série de rétrocroi-
sements avec du pollen de N.tabac~~. Le Techné présente une stérilité mâle cyto-
plasmique qui se manifeste nar des fleurs dont les pétales sont laciniées et dont
les filets des étamines sont terminés par des formes sti~matoïdes a la place des
anthères. Sachant que les conditions Ùt 1J.{,.t,'w modifient le cytoplasme (SIBI, 19711;
BUNISSET-BERGOUNIOUX, 1978; TRAN THANH VAN et TRINH, 19781, nous nous sommes
proposées d'utiliser cet hybride possédant un marqueur cytoplasmique (8étales
laciniées, filets terminés ~ar formes stigmatoides) afln de déterminer les modifi-
cations de la morr,lhologie des fleurs ~ar la culture l.n 'J~;::'w.
En plus des facteurs génomiques et cytoplasmiques pouvant conditionner les
réponses iTIorphogénétiques, les facteurs de l'environnement tels la lumière et
l'atmosphère gazeuse surmontant 1'explant, sont aussi capitaux.

---

SEIBERT et coll. (1975), étudiant l'influence de la ltmtiére ont montré
que la croissance du cal et l linitiation des bourgeons de N~cotiana tabacum ne
Z
sont pas affectées par la lumière rouge ou rouge sombre à 1,7 mW.cm- . Par contre,
elles sont stimulées par la lumière ultraviolette de 371 nm à 0,024 mW.cm- Z
ainsi que par la lumière bleue de 419,5 nm à des niveaux d'éclairement plus élevés
0,3 mW.cm- Z et D,57 mW.cm- Z• D'autres auteurs, BERGi'ANN et coll. (1966)
et
BEAUCHES~E et coll. (1966) ont obtenu des résultats différents et mêmes contradic-
toires de la lumière bleue de 435 nm sur la croissance du cal. En effet pour
BERGM4.NN et col'. , la croissance du cal est stimulée par la lumière de 435 nm.
alors que pour BEAUCHESNE cette même lumière est inhibitrice. En fait, ces auteurs
-?
-?
nlont pas utilisé la même valeur: 0,24 mW.cm - pour BERGMANNet coll. et 1.07 mW.cm -
pour BEAUCHESNE et coll.
Ces différents résultats nous ont amenées à etudier ici 11 influence de la
lumière sur llorganogenèse florale i.!1 v-Uto non pas sur les ;Jrol iférations de cal
mais sur des couches cellulaires minces de Tabac.
De plus étant donné l'importance des fonctions photosynthétiques et respi-
ratoires dans le rèone végétal, nous avons norté aussi notre attention sur le
rôle que pourrait jouer 11 atmosphère gazeuse sur 1lorganogenese florale ~n
v-Ltta.
Dans le présent mémoire. nous avons ainsi retenu le système de couches
cellulaires minces pour ap;Jrofondir divers aspects du contrôle de l'oriJanogenèse
chez N~co~na en faisant varier les facteurs suivants:
l) les condHions "physiques l' de l'environnement: lumière (quantité et
qual ité)
2) les conditions chimiques des milieux de culture
3) les génotypes en testant les capacités oroanoiJènes de différents géno-
types de N~ca~ula. des hybrides interspécifiques et en particulier
la variété ~â1e-stérile cytoplasmique Techné.

---

HISTORI~UE
Il nous est pratiquement impossible de mentionner ic; tous les travaux
réalisés sur llorganogenêse ~n V~10. Aussi allons-nous ~orter notre attention
sur ceux consacrés aux conditions physiques et chimiques de 1 lenv;ronnement~
ainsi quia l'or!Janogenêse à partir d'espèces et hybrides interspécifiques.
1. CONDITIONS PHYSIQUES DE L'ENVIRONNEMENT
1. Lumière
Les chercheurs ont commencé a porter leur attention sur le rôle de la
lumière sur la croissance et le dévelonrement des cultures de tissus végétaux
depuis seulement une vingtaine d'années.
-2
pour DE CAPITE (1955), '·intensité lumineuse de 350 ft-co (soit l7 :·/.m
)
donne la formation optil1ale de ca l chez He.-e.-i.a.nthIU an.nuu.'s Pa.,t,t:tvtOvL~1..J...J t,UC.lUI-
;oi..da..t:r..
-:t Da.u.c.U,,5 c.a,'l.O-ta..
D'autres auteurs teis que POLEVAYA (1967), SEIBERT et coll. (1975) étudient
simultanément l'intensité et la qualité de la lumière sur la néofomation de cal
et de bourgeons ~n v~tl0. Pour SEIBERT et coll"
la lumière ultraviolette (371 nm)
stimule la croissance du cal et l'initiation de bourgeons de Tabac a 0,024 mW/cm 2
2
alors qu'elle est inhibitrice a 0,15 mW/cm
. ~uant à POLfVAYA. il avait montré
que la croissance des cultures de tissus de racine de Carotte est fortement inhi-
bée en lumière bleue avec l'augmentation de l'éclairement; des résultats inversés
sont observés dans le rouge.
BEAUCHESNE (1966), BEAUCHESNE et coil. (i966), LETOUZE et coll. (1969)
ont montré que les éclairements monochromatiques ont une ~rande influence sur le
cal de moelle de Tabac, sur le cal de Carotte et enfin sur la rhizogenèse de novo
a partir de fragments de tubercules de TODinambour. Pour ces auteurs, la lumière
rouge clair (660 nm) permet une rhizogenèse plus importante que la lumière bleue
de 435 nm et celle de 408 nm.

---

Z. Atmosphère gazeuse
Les plantes de type C (dont le Tabac) constituent l'essentiel des plantes
3
cultivées et la quasi totalité des arbres dans les régions tempérées. Chez ces
plantes de type C3~ l'assimilation nette du COZ (ou photosynthèse nette) au niveau
des feuilles est dépendante de l'éclairement, de la température, des conditions
hydriques et de la concentr,tion en COZ et Oz (CHARTIER, 1975).
CORNIC (1978) a montré qu'il est possible de provoquer une inhibition
de la photosynthèse apparente sur des fragments de feuilles de la Moutarde blanche
(S~nap~~ atba L.) soumis à une atmosphère pauvre en oxygêne (O,l~) et dépourvue
de COZ'
Dans des cultures de cellules de ,'J,ù:.at-<..a.I1a. ta.bac.um var.Samsun, BERGi1ANN
(1967) a montré que sur milieu glucosé et en présence d'acide 2,4 4 dichlorophéno-
xyacêtique (Z,4-0). le taux de photosynthése est faible et ne compense ~as la
respiration. En les cultivant en ,lJrésence d'ANA au lieu du Z,4-0, l'activité ohoto-
synthéti~ue augmente. Dans ces conditions, les cellules en sus~ension sont c.apables
de se développer avec le COZ comme seule source de carbone.
Certaines lignées clonales de cellules de ,'1i..c.otianc. .ta.ba.c.~ "I,~isc.3811
sont capables d'une croissance indéfinie en prêsence d'une forte intensité lumineuse
et d'air enrichi en COZ' le milieu de culture étant privé de carbohydrates (TANDEAU
de MARSAC et ca 11. 197Z a et b).
A notre connaissance. peu de travaux ont été consacrés à l'étude de l'orga-
nogenése en relation avec les facteurs pouvant influencer
l' intensité photo-
synthétique, en i'occurence les teneurs en CO
et OZ:
2
Comme les processus de division cellulaire et d'or0anogenêse nécessitent
un apport d'énergie et de substrats, il serait intéressant de rechercher s'il existe
une certaine relation entre ces phénomènes et les concentrations de CO
et de
2
02'
II. CONDITIONS CHIMI0UES DE L'ENVIRoNNE~ENT
1. La 5-bromodésoxyuridine (5-BrdU)
La 5-bromodésoxyuridine est un anal00ue de base de l'ADN. Lorsqu'elle est
présente dans le milieu de culture en ,.!_.ct-:.c', elle peut ëtre incoroorée à la 1J1ace
de la thymidine. Elle peut être mutagëninue.
RUTTER et coll. (1973) expliquent que la 5-BrdU inhibe la différencîation
à un stade du processus de dévelolJpement chez tous les systèmes de différenciation.

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Pour DURANTE et coll. (1977), la BrdU, lorsqu'elle est donnée pendant les
premières 72 heures de culture de tissus de moelle de NieG~a glauQa, est
totalement inhibitrice. Cette inhibition est cependant ré versée lorsqu'on ajoute
simultanément de la thymidine ou de la dêsoxyc~ltidine.
DUDITS et coll. (1979) ont trouvé que l'embryol'jenêse somatique induite
dans une suspension de culture de cellules de Carotte (Vau~ ~~tota) est inhibée
par un traitement de BrdU à 6 wM. Comme précédemment, cette inhibition par la
ardU est réversible et la capacité embryo~énétique des cellules de Carotte est
restaurée après le retrait de l'analogue de base. L'addition de thymidine empêche
l'effet inhibiteur de la BrdU en diminuant 11 incorporation de cette dernière dans
l'ADN.
2. Changement de la composition chimique du milieu de culture
HA NGOC (1975). HA NGOC et coll. (1979) se sont demandés si des explants
de Tabac induits ~ former des cals pendant des temos de culture variables. étaient
encore capables de former de nova des bourgeons, des racines ou des fleurs lorsqu'ils
sont transférés sur des milieux adéquats. Leurs conclusions ont été les suivantes:
- des bour~eons peuvent être régénérés à partir des cellules de cal âgées
de l jour, 8 semaines et méme de plus de 2 ans.
- Après le 5e jour de culture sur le milieu II ca 1'1, les explants n'expriment
plus la capacité de néoformation de racines Ou de fleurs. Bien que la capacité de
rnizogenèse soit absente chez les cals de l, 2, 3, 4 semaines, ceux âgés de plus
de 8 semaines peuvent former des racines après leur transfert sur le milieu "racine".
Il y a donc une certaine réversibilité. WHITE (1953) avait auparavant remarqué cette
réversibilité du pouvoir rnizogène chez la Carotte. Il en était de même pour la
caulooenèse.
Utilisant des noeuds cotylédonaires de SQto5~l~~La ~tguta. MIGINIAC (1971)
avait montré que les méristèmes préexistant à l'aisselle des cotylédons ne sont
capables d'évoluer en méristèmes floraux qu'à condition ~ue les racines adventives
formées soient suoprimées. L'auteur a conclu à un antagonisme entre les deux types
d' organogenèse.
Toutes ces considérations nous ont amenées à nous Doser le Droblème de
réversibilité Ou d'irréversibilité. O'autre ~art nous nous so~es demandés s'il
existe des troncs communS à certains proQrammes morphogénétiques.

---

III. ORGANOGENESE A PARTIR D'ESPECES ET HYBRIDES INTERSPECIFI0UES
L'organogenèse ~n ~ittO a été obtenue à partir d'ar~anes végétaux de
natures très diverses. Si les bourgeons végétatifs et les racines sont facile-
ment régénérés, il nlen est pas de même ~our les fleurs. Nous devons à CHOUARD
et AGHION (1961) les premiers travaux sur la néoformation de fleurs Ùt v-<-'t'to.
Ces auteurs avaient utilisé des fragments de hampe florale de Tabac. DeQuis. des
fleurs ont été obtenues de nova à partir de fraryments de hamge Ou de racines
d'espèces végétales variées telles Que: C.':cholt-i..uJn ùt-tljbu,!J. L. (PAULET et co'1.
1964; I~ARGARA, 1974), Pfumoago ~ncüca L. (~ITSCH et coll. 1965), S.tter>êocCVlo,"'
"ob~Lü (ROSSINI et coll. 1966), l",,",Ua "nnua L. (PIERIK, 1966) et Pana, 9ùweng
(CHANG et coll. 1980). Des disoues foliaîres ont été utilisés ~ar certains auteurs
(ROSSINI et coll. 1966; RINGE et coll. 1968).
De tels fragments d'or~anes présentent des corrélations intertissulaires
plus Ou moins complexes. Dans Je but d'éviter ces corrélations, des systèmes
simples tels les cellules isolées ou les proto!,,>lastes ont été utilisés avec la
possibilité de former des embryons directement, Ou des cals qui régénèreront des
plantes entières (STREET et WlTHERS, 197d ),
KATa (1968) a mis en culture des fragments d'hy~ocotyJe de Carotte. De
ces fragments, en cours de culture, il a prélevé quelques assises de cellules qu'il
a ensuite ~lacées sur le même milieu. Les structures embryoïdes, obtenues des
proliférations celiulaires, avortent dès qu'elles ont atteint le stade cordiforme.
TRAN THANH VAN et DRIRA (1970), TRAN ïHANH VAN (1973) ont obtenu sur
couches cellulaires minces cultivées --:'1'1 vil,tG la néoformation alor~anes isolés
(bourgeons Ou racines ou fleurs). Ces couches cellulaires minces sont formées
des assises é~idermi~ues, sous-é~idermi~ues et de 2 à 6 assises narenchymateuses.
Chez ~--:'cG~al'1a ~abacum ces couches cellulaires sont caoables de former directe-
ment et sans cal intermédiaire 20 à 50 méristèmes floraux alirès 12 à 111 jours de
culture.
Nous nous sDmmes proDosées d'étudier la néoformation de fleurs .lH v..êt'ë.C
chez de nombreuses espèces choisies oour leurs exî1ences ~hotopériodir,ues d;f~è­
rentes (exigence de jours lon~s, de jours courts ou indifférentes) et chez
certains hybrides intersnécifiques afin d'êvaluer l"rrI!1or":.ance du déterminant
génétique sur ce phénomene en utilisant, non ~as des fragments de ti~e, mais des
couches cellulaires minces de cellules éDidermiques et SOUs-éDidermi~ues (KAMATE
et coll., 193:J)
. Parmi les hybrides inters!1écifi~ues utilisés, se trouvent
2 variétés mâle-stériles cytoplasm;~ues.La variété mâle-stérile cyto~lasm;que

---

(,'.,Ji..c.owtw.. de.btu'_Ui. x N.-ta.ba.c.um) x ,'J • .ta.ba.c.um ou Techné stérile (Tsl a été obtenue,
pour la première fois par CLAYTON (1950) ,ouis rar TSIKOV et coll. (1971), après
une série de rétrocroisements avec N.taba.~um. La variété mâle-stérile cyto-
plasmique (N.~uaveol~~ x N.ta.bacum) x N.ta.ba.~um ou Lignée 92 (l92) est obtenue
par le croisement ·'L,~(J,a.ve.o.e.V't~ ( ~ J x ,\\,J.ta.ba.~um (cl) suivi de 14 backcross
avec du pollen de N•.taba.cum (ZfLCER et coll. 1978). L'interaction du cytoplasme
de N.debnelf~ ( ~ ) Ou de ,",;""veol"", ( ~ ) avec les chromosomes de N.t:"b"cum (ri),
engendre une incompatibilité qui se traduit par cette stérilié mâle dite cytoplas-
mique.

---

MATERIELS VEGETAUX ET METHOOES EXPERIMENTALES
1. MATERIELS VEGETAUX
1. Conditions de culture des plantes-mères
Les espêces et hybrides interspécifiques de ~~catiüna étudiés (Tableau 1)
sont cultivés aux supers erres du Phytotron à 24°C SOus une humidité re~ative de
55%. Les plantes sont arrosées quotidiennement avec une solution nutritive utili-
sée au Phytotron::
. La photo période appliquée aux plantes-mères est de 9 heures
pour les plantes de jours courts et de 16 heures pour les plantes indifférentes
et de jours longs. L'éclairement naturel est complété par une lumière d'appoint
2
de l'ordre de 20 à 25 W.m· . Dans notre étude. seules les espèces présentant une
exigence absolue en jours longs ou en jours courts sont dites de jours longs ou
de jours courts. Ainsi toutes les plantes préférantes
finissant par fleurir tant
J
en jours longs qulen jours courts, sont classées comme indifférentes.
Dans les conditions de culture décrites, toutes les plantes-mères forment
leur premiêre fleur au bout de 2 à 7 mois environ (Tableau 1) selon l'espèce
étudiée.
2. Divers génotypes étudiés
La liste des génotypes étudiés dans ce mémoire figure au Tableau 1.
;: Composition de la solution nutritive du Phytotron (mg/l)
KN0 , 274; Ca(N0 )2' 4H 0, 1095; (NH4)250.: 137; :1~504' 7H 0: 274; KH2P04: 137;
3
3
2
2
EOTA 2 Na, Fe: 41; H 80 : 3; KC!: 2,74; l~n504' H 0: 1,7; 2n50
0: 0,274;
3
3
2
4 , 7H 2
Um4)s 10\\0 0
, 4H 0: 0,274: Cu50
0: 0,137; H S0
7 24
2
1 ,
5H 2
2
4 (densité 1,83): 0.137 ml/1000 1.

---

_ 10 _
TABLEAU J. Délai de mise! fleurs des planees-mères de différents génotypes de Uico~nd.
Espèces, variétés
Nombre
n~nai de mise à
et hybrides
chromosomique
Photopériode
fleurs (jours)
été
hiver
,'J.i..c.at.U:z.na. ..ca.ba.cwn var.: Wisconsin 38 (.~~ 38)
48
Indifférent
75
105
Samsun
48
IndiHérenc
75
105
Xanthi
48
Indifférent
75
105
Lacerata
48
Indiffé:-ent
75
90
~ryland ~th
48
.. :~JC
60
105
Indifférent
75
90
,V.a.Wa.
la
Incl ii'f ér ent
90
105
:1/. de.bn2.fjJ..
Indifférenc
,0
75
,1/. ptumbag-i.tt.i.joLUl.
20
Indifférenc
60
75
N. J /fi.'} eAi;,~
24
.• :::..TI.
75
90
,1/ .~omvttoJJ..ioJtm.w
24
Je
180
210
,I,J .f:. fJi. ve.!:.~u j ;( ,l,j • .tom e.n.,to J..(.5 O/U7I..W
'4
JL
150
180
N•.ta.ba.c.um x. N.Jyi.ve.JJ:,"..-W
36
Indi:'fi!rent
60
90
~.~2ba.c.~ X N.tom~JJ..6ù,~
36
Indifférent
105
135
:~U,J. dtbne.y..i.. X .1/. ta.ba.c.um) x ,1/ •.ta.ba.c.:..un
48
Indifférent
75
90
N.p.twnba.g-iJt..i.ioVJl. x ,1J •.!:.lji.vu-t.'l...i.J
22
JL
90
120
1\\1. o.twnbag-Uu'...5o t..::..'t ;( ,l,j • .t:omlil.t.oJJ..5OlUnM
JL
120
J50
::(N.M..u:.ve.oLznJ :.t ,1J.:tolba.c.!.L'l'l) x ,IJ.-t.a.ba.c.u.m ("'!.. 92)
Indifféranc
90
120
:~i. 92 :li: ,V •.!:.Ij.{ve.!;:t't..w
4a
Indifférent:
90
120
.. La variété mâle stérile cytoplasmique (N.debtte..!j..i.. x. ,1/.ta.ba.c.UJn) x N.-t.a.ba.c.UJ1l obcenue
par Tsikov et Tsikova (1971) après une série de rê~~ocroise~ents avec N.~,ba.cum a été
fournie par Belliard (1978). La variéeé lIlâle stéri.le cycop1as~i.;ue (,I/ •..Hla.ve.ol.z.rw ;cl/.-t,;.ba.-
~) :( ,1/ • .w.ba.CéU7l.lignée 92 (désignée dans la suite de l'article;Jar L 92) et le cybride
~le stérile L 92 x ,I/ ••~,!l'Jv,;t,u~ ont: ét:é ~:lurnis 9ar Galun ~t: A;,riv (1979).
Je • Jours courts; JL s jours longs.

---

Il. METHODES EXPERIMENTALES
A. Cultures aseptiques
NouS avons utilisé le même système expérimental décrit par TRAN THANH VAN,
NGUYEN TH! DIEN et CHLYAH (1974).
Des explants de l nm x 10 mm de dimensions, formés de 3 ~ 6 assises de
cellules épidermiques. sous-épidermiques et parenchymateuses, sont )rélevés sur les
ramifications florales au stade fruit terminal vert ou fleur terminale fanée selon
l 'espèce étudiée. Ces ramifications florales sOnt désinfectées dans une solution
d'hypochlorite de calcium à 7% pendant la minutes, ruis rincées dans 2 ou 3 bains
d'eau distillée stérile. Les explants prélevés sont placés sur un milieu de base
(MS) composé des macro- et micro-éléments de MURASHIGE et SKOOG (1962)
(Tableau 2),
de glucose ou saccharose (la ou 30 g/l selon le rJrogramme, de l'a']ar (la t'Ill).
auquel on ajoute de ]'AJA (lU de l'AIB et de la kinétine à des concentrations varia-
bles selon le programme considéré (Tableau 3). Dans certains cas l'ANA et la BA ont été
ut il isés (Tableau 13). Le pH est ajusté à 5,6 avant autoclava~e
(115°C ~endant
20 minutes).
B. Conditions de culture des ex~lants
1. Salle de culture
Les tubes de culture sont placés dans une salle de culture dont la tempé-
rature varie entre za
et 27 u C sous une humidité relative de 50%. Un éclairement
2
de 50 W.m-
est fourni par des lampes fluorescentes et des petites lampes incan-
descentes SOus des photoDériodes de 2a heures, 16 heures et 9 heures selon que la
plante-mère est indifférente, de jours longs ou de jours courts.
2. Autres conditions de cult~re
Pour étudier l'inf"'tuence de la qualité et de la quantité de la lumière.
nous avons utilisé des enceintes climatisées soumises à une temnérature de
25 ~ 1°C, un éclairement de 55 ou de 160 ~.m-2 et une humidité relative de 50%.

---

_ 12 _
TABLEAU 2. r~cro- et micro-éléments de ,~URASHIGE et SKOOG ('.IS, 1962)
MS!
MS II
'1S II 1
(en g/ll
1 en g/ll
'en 0/ l \\
KN0
38
EDTA - Na
B0
6,20
3
Z
7,46
H3 3
MgS0 , 7H O
7,40 FeSü , 7H O
S,56
D
4
2
22,30
4
2
MnS0 4' 4H2
NH4:~03
33
ZnS0 , 4H O
8,60
4
2
CaC1 , 2H O
8,80
IK
0,83
2
2
KH P0
O
0,25
2
4
3, 401
Na21~o04' 2H 2
CUS0 , 5H O
0,025
4
2
CoC1
, 6H O
0,025
2
2
Pour un litre de milieu de culture nous Drenons
MS 1
50 ml
- /·1$ Il
5 ml
- MS II 1
1 ml

---

TAllLEAU 3. Sucres, auxines et cytokinines ajoutés au milieu de base (MO) pour obtenir les différents programmes
lIIol'pho!)énetiques chez les couches minces de cellules épidenniques et sous-epidermiques.
-._._-
Programme
Nature et concentration
Auxines
Cytokinines
Rapport
morphogé-
(en 9/1) de sucre
(Molesll )
(/101esll)
Auxine / Cytokinine
nêtique
-
Fleur
Sacchal'Ose
30
ArA
10- 6
Kin
10- 6
1
ou Glucose
ou AIB
rD -]
Racine
Saccharose
10
AIB
10- 5
Kin
100
_._.. _----_._------- ~

---

_ 14_
Des filtres en plexiglas. neutre et de différentes cou1eurs
(bleu, vert, jaune. rougej sont interposés entre la source lumineuse et les tubes
de culture. Dans une première série d'expériences, 2 lam~es à vapeur de mercure
et iodures métallioues de type Hqr de 400 loi de puissance chacune, fournissent un
éclairement dont la valeur est ajustée à 160 W.m~2 SOus chaque filtre et en absence
de filtre.
Parallêlement une Ze série d'expérience a été réalisée avec les mêmes filtres
en r'llexi<Jlas
mais sous un éclairement faible et différent sous chaque filtre. Ici
Z
l 1 éclairement de 55 W.m-
est fourni par des lampes fluorescentes et des petites
lampes incandescentes.
Les différentes valeurs de l'éclairement ont été mesurées avec un pyrhano-
mètre KIPP & ZONEN. Le niveau quantique entre 400 et ïOO nm SOus chaque filtre et
en absence de filtre a été déterminé avec
un quantum-mètre lICOR 0uantum Sensor·
?our la répartition spectrale SOus chaque filtre, nous avons utilisé un s~ectro­
radiomètre ISCO.
A l'illuminateur spectral du Phytotron (JACQUES et coll. 1964), le
niveau isoquantique de 0,8
~E m-2s~1 est appliqué à différentes longueurs d'onde
(bandes passantes de 10 nml: 430, 480,545,580,620,660 et 710 nm.
Ce niveau isoquantique correspond à un même nombre de photons (ou quanta)
pour chaque lon9ueur d'onde (À) considéré. l'éner9ie d'un photon (q) est donnée
par la relation
h C
q ; -'-'-"--
-27
-1
avec
h
constante de Planck: 6,62559. la
erg.cm
10
-1
c
vitesse de la lumiêre: 3.10
cm. s
En fait, dans nos expériences nous mesurons la valeur de l'éclairement en unités
éner9étiques et nous pouvons, connaissant \\, en déduire le nombre de photons.
Sachant que
1 Einstein (E) = N.Dhotons
(~=
23
nombre d'Avoqadro: 6,02.10
)
hC
= N x -\\
nous aVOns par exemple dans le bleu p_
-2
-1
= 430 nml 0,8
~E.m
.s
pour un éclairement
de 200 ergs.cm- 2 .s~l.

---

O2
D
O2
+
E
CO 2
F
F
v.
CO 2
D
Schéma 1. Système pennettant 1a fabri ca tian dl atmosphère contenant di fférentes concen-
trations de 02 etC02
( 0: débitmètre capillaire j, F: filtre mil1i-
pore; E: enceinte
rl'expérimentation).

---

i;) Qua.I1.tité de t!JJI'l.i.i!·'te
Au moy~n de gazes et d'écrans blancs l'éclairement a pu être ajusté à
2.10, 2S. 60, 90, 110, 720, 140, lS0 et 160 W.m- Z. L'éclairement initiai est
fourni par des lampes fluorescentes et incandescentes(ryour les deux premières
valeurs~,et par les lampes à vapeur de mercure et iodures métalliques de type H0I.
L'obscurité a été réalisée soit dans une enceinte climatisée dont on a
supprimé le plafond lumineux, soit en utilisant un écran noir,
L1influence de l'atmosphère gazeuse sur la néoformation de fleurs a été
étudiée d'une part en faisant c1rculer pendant 3 à 5 minutes, un mélange de Oz et
COZ dans chaque tube de culture fermé hermétiquement par un bouchon en caoutchouc.
D'autre part les tubes de culture sont enfermés ensembles dans une chambre d'assi-
milation en lucoflex dans laquelle le mélange de COZ et Oz est envoyé pendant
90 minutes. Les concentrations différentes de COZ et 02 sont obtenues en mélangeant
Z gaz à de l'azote. La température est maintenue à Z7 ~ 1°C au moyen d1un bain
thermostaté.
e.,l T'UtI'M~~'tt d.e..~ ex:oia.~ du. miLi.eu "Fi'-w'tJl ,~u..'t ,7ti...ti.e.u. "Rac/.Yle," e.t
·'téc. i..p'to qu em C'.t'L-t
Les couches cellulaires minces de ,\\'.i.c.otimut. utéa.c.UJn var. Samsun
sont mis en culture sur les milieux "Fleur" (,1 la lumière) et "Racines" (à l'obs-
curité) pour lesquels nous avons utilisé la même auxine (AIS) et la même cyto-
kinine (Kinétine) mais à des concentrations différentes (Tableau 3). Aux 3e , Se,
7e, lZe, 14 e et l6 e jours de culture, les explants sont transférés du milieu
"Fleur" sur le mil ieu "Racine" et réciproquement. Dans ces conditions les résultats
sont observés 30 jours après la mise en culture des explants sur le milie~ de
départ.

---

e
e
e
Aux 4 , 6 , Se. lOe) l2
et 14 e jours de culture sur milieu "Fleur"
avec glucose et AIS), les couches cellulaires minces de N~cctJana ~abacum var.Sam·
sun sont transférées sur un milieu contenant de la 5-SrdU (0 ,,!J/ml (témoin),
5 ûg/ml ou 20
g/lTll) pendant 24 heures 1 à l' obscurité. Ell es sont ensuite trans-
férées sur le milieu "FleurI! dépourvue de 5-BrdU. les tubes de culture sont ;Jlacés
dans la salle de culture.
C. Méthodes d'observation
Les cultures sont en général observées à l'oeil nu, à la loupe
binoculaire, et parfois au microscope électronique a balayage. Pour l'observa-
tion au microscope électronique à balaya!Je. les échantillons sont placés sur un
porte-objet sur lequel 1uelques !Jouttes de laque d'ar!Jent ont été déposées. Ils
sont ensuite congelés :Jendant l1uelques secondes dans l'azote liquide avant d'être
introduits dans l'a:Jpareil. Cette technique pel11let des qrossissanents directs
de 30 à 3000 foi,.

---

?REMIERE
PARTIE
ETUDE PHYSIOLOGIQUE DE LA NEDFDRMATIDN DE éLEURS ET RACINES A PARTIR DES COUCHES
MINCES DE CELLULES EPIDERMIQUES ET SOUS-EPIDERMIQUES DES RAMIFICATIONS FLORALES
DE N..i..c.ot.0llW..
1. ETUOE DE L'INFLUENCE DES CONDITIONS PHYSIQUES DE L'ENVIRONNEMENT
A. Influence de la com[Josition de l'atmosphère rJazeuse surmontant les ex"lants
Etant donné 11importance de l lapport au milieu de culture de carbohydrates,
pour 11 obtention des organes -1..11 va".o 1 plusieurs auteurs (BERG~1.ll,NN,1967; TArIDEAU
DE MARSAC et coll. 1972) ont été amenés à mesurer l 'intensité de la ~hotosynthèse
et de la respiration des cultures -i.n vz~~a de cellules.
Pour notre matériel, la néoformation de fleurs nécessite absolument un aP90rt
de glucose ou de saccharose à une concentration bien précise. Leur rôle ~eut être
à la fois métabolique et osmotique (BRO\\~NS,et col 1. 19ï8; COUSSON, 1980) aussi
serait-il important d'étudier les échanl]es i]azeux(CO ' OZ\\au cours du tem~s en
Z
fonction de différents proi]rammes morDhogénéti~ues. Cette partie ana1yti~ue
en cours d'étude est entreprise ;"Jar d'autres membres de l'équipe; nous a'ions tenté
parallèlement
l'étude de l'influence de différentes concentrations relatives de
COZ et Oz en collaboration avec CORNIe et LOUASON. Les contenants utilisés devant
permettre l'injection de gaz, sont de deux sortes:
- les tubes de culture habituels sont fermés individuellement par des bou-
chons hermétiques en caoutchouc. L'adjonction d'air est assurée ~ar des aiguilles
qui traversent
les bouchons.
- Les tubes de culture habituels sont enfermés par l]roupe de 24, dans des
enceintes hermétiques dans lesquelles l'on aura fait circuler un mélanqe de COZ
et 1'0
dont 1es teneurs sont détermi né es
2
à l'a-lance.
1. Cas des cultures en tubes herméti"ues
Des eXD1ants, ~rélev~s 5ur des ramifications florales de '\\'-ZCC'-t.L..UJ.a. t.:tba:c.:d"
var. Samsun, sont mis en culture sur le milieu "Fleur" (avec ArA et C11ucose). Tou-
tes les conditions d'asepsie êtant Observées, nous avons introduit! l'aide d'ai-

---

-19
-
-guil1es des mélanges d'OZ et de COZ (Tableau 4, Fias.5, 7, 8, 9) dans les tubes
contenant déjà des explants. Le balayage est effectué pendant 3 à 5 minutes.
Trois types de témoins ont été réalisés:
1) des tubes ensemencés fermés hermétiquement auxquels on nia pas fourni de
mélanges gazeux
2) des tubes non ensemencés auxquels on a fourni les diffêrents mélanaes
aazeux
3) des tubes ensemencés dans lesquels on nIa pas a~porté de mélanae aazeux
et qui ne sont pas fermés hermétiquement.
Tous les tubes sont ensuite placés dans la salle de culture dont la tempé-
rature est comprise entre 24°C et 27°C sous un éclairement continu de l'ordre de
2
50 W.m-
(soit 20 à 25 W.m- Z au niveau des ex~lants).
Après 4 semaines de culture, des ~rélèvements sont effectués dans chaque tube
ferme hermétiquement afin de déterminer la quantité de COZ: celle de Oz nia pas
pu être mesurée faute de dispositif expérimental nécessaire.
Les résultats obtenus après llobservation des cultures sous la loupe binocu-
laire sont contenus dans le tableau 4.
Lorsque la concentration en Oz est de n , nous constatons qui en l'absence de
COZ (0%) il n1y a que 16% de néoformation (3~ de fleurs et 8~ de bourgeons véOé-
tatifs); à 0,1% de COZ le pourcentage de néoformation est 2 fois plus élevé, soit
38% (8% Fleurs, ZZ% Fleurs et Bourgeons, 8% Bourgeons). Le r.lei11·eur :-Jourcenta"l2
est' observé avec 1% Oz et 0,03% COZ' Clest en effet dans ce dernier cas que
nous avons obtenu le maximum de néoformation soit ï5% ré~artis en 17~ de Fleurs
et Bourgeons, l6~ de Cal avec Bourgeons et 4Z~ de cal blanc avec Bour~eons; cenen-
da nt il faut noter que les fleurs, sans mélange avec des bourgeons végétatifs, ne
sont obtenues qu'â Oa.; et 0, lc~ de COZ bien qu1en très faible proportion (3';)"
Si nous considérons maintenant la concentration de ZO~ OZ' à O~ de COZ nous
avons 100% de néoformation (Z5~ Fleurs, 75~ Fleurs et Bourqeons). Il en est de
mème à O.03~ (45~ Fleurs, 55~ Fleurs et Bourgeons) et à O,l~ COZ (55W, Fleurs.
45% Fleurs et Bourgeons). Le meilleur pourcentaqe de fleurs un;~uement est observé
à O,l~ de COZ' ~uis ~ 0,03% COZ"

---

---~-------
- - - - - - - - - --Avec neoformat'ron
Sans néoformation
(en i.)
(en %)
- - - -
1--
--------
f---
Fleurs
Cal +
Cal blanc
Explant
Ca 1
Explant en
FI eurs
+
Bourqeons
+
vert
Cal
blanc
voie de
Bouraeons
Bou r!leons
Bour!leons
nécrose
------------
- - - - .--.---- -- ------
TélOOin (a'lec bouchon hennétiCJue)
15
75
o
Q
Q
0
0
0
0
+
_
- - - - . - - _ _ o.
- -
Témoln (a'lec boucllDn non
hernlétlilue)
100
o
o
0
0
0
0
0
0
01 (en %
COZ (en 1,)
- - - - - - - - - - - - - - - - .
o
B
o
B
0
n
17
25
33
B
- - ------+-
- - - - - - -
----~-----
0,03
o
17
o
15
42
17
0
B
0
1
- -
1
- - - . _ - _ . - - - - - - -
0,1
H
22
0
0
B
0
B
54
0
-------- --+----
- - -
- -
o
25
75
0
0
0
0
0
0
0
- _ . - - - - - ------------
- - - -
0,03
20
(il' alr com[wimé)
45
55
0
0
0
0
0
0
0
---,.._-
-
-~-
0,1
55
45
0
0
()
0
0
0
0
- - - - - - - - - - -- - - -
-
- -
0
0
B
0
0
0
B
33
0
42
--
- - -
05
0,03
1 7
0
fi
50
0
0
B
0
17
- - -
- - - - - - - -
n,l
1
0
15
25
0
0
0
B
0
50
1
_
Nombre d'expel'ience: 1 (nous nla'lons pas volontairement répété J'expérience à cause du système de fermeture
qUl semblait étre défavorable pour les explants.
NOl\\lLJre dlexplants par condition: 16.
,
'"
o,

---

_ 21 _
A 85% Oz nous avons obtenu 16% dror~anogenèse (8% Fleurs et Bourgeons. 8% Bour-
geons) à 0% de CO ; 421 (16% Fleurs et Bourgeons, 26% Bourgeons) a 0,1% CO
2
2,
tandis qu'à 0,03% COZ nous avons observé 75% de néoformation avec cependant
beaucou~ plus de bourgeons (SO% Cal avec Bourgeons, 8% Bourqeons) que de fleurs
(17%).
En fin de culture. les concentrations en COZ sont très élevées dans les
tubes que l Ion ait fourni ou ~as du COZ en dëbut de culture. Les mesures effectuées
dans chaque tube ont montré une grande variabilité après 4 semaines de culture.
Conclusion
Ces résultats suggèrent l 1 hypothèse suivante; l'oxygène aurait deux
effets. L'un est quantitatif (pourcentage de néoformation) tandis que l'autre est
qualitatif (modification du programme "Fleur" en 'IBourl'Jeon" par exemple). Ce
dernier effet est modulé par la concentration en COZ'
Si l 'herméticité des tubes de culture ne supprime pas totalement la néo-
formation de fleurs, celle-ci est cependant modifiée par rapport à la néoformation
obtenue dans les tubes de culture témoin ferméS par des bouchons non hermétiques.
En effet dans ce dernier cas, 100% des explants forment de nOva des fleurs.
L'absence d'organoQenèse et les cas de nécrose pourraient être dus à 1'herméticité
et aux substances volatiles qui se dégagent des bouchons en caoutchouc.
2. Cas des cultures en tubes enfermés dans une chambre d'assimilation
Nous venons d' étudi er i' i nfl uence de )' env i ronnement gazeux sur des eXrJl ants
cultivés dans des tubes fermés individuellement par un bouchon en caoutchouc
hermétique. Comme il a été montré au préalable (TRAN THANH VAN, I~ARCOTTE. KAHAJE,
résultats non publiés) que le volume de l latmosphère Qazeuse environnant l'exQlant
peut à lui seul changer le type de morphogenèse, nous nous sommes proposées d'uti-
liser ici un autre ty~e de contenant, des chambres d'assimilation de 11 litres
de volume ~ouvant contenir a la fois 24 tubes de culture. Ce tyne de contenant
présente en outre l'avantage d'uniformiser l'atmosphère l'Jazeuse pour un ensemble
de tubes surtout si nous vO!Jlons ajouter une autre variable, la réaction des géno-
types par exemple. De plus, on évite l'effet orésumé toxique du caoutchouc.

---

- z~
Dans ces conditions nous avons étudié les réactions morpho9énëti~ues de
plusieurs génotypes. Ainsi, tous les génotypes sont soumis au même conditionnement
gazeux. Trois génotypes ont ëté testés: N~cotiartatabac~ var.Samsun et 2 hybrides
interspécifiques mâle-stériles Technê (ïS) issu du croisement (.IJ.de.brte.y~ x. ,IJ ..ta.ba.-
cum) x N•.tabacum et l ine 92 (l92) issu du croisement (1,J.~u.ave.c.e.em x. N.ta.bacum) X
,I,J . .ta.baeu..rn.
les explants de couches cellulaires minces prélevés sur les ramifications
florales de ces différents génotypes sont placés sur un milieu "Fleur" (avec AIA
et glucose) dans des tubes de culture. Ces tubes sont enfermés dans des chambres
d'assimilation dans les~uelles on fait circuler un mélange d'O? et CO 2 pendant
90 minutes. les chambres d'assimilation sont ensuite ~ermês hermétiQuement; leur
double paroi permet la circulation de 1!eau d'un bain thennostatë assurant ainsi
le maintien de la température à 27 0 + 1°C. les exnlants sont soumis â un éclaire-
ment continu de 20 W.m- Z pendant 4 s~maines. Des t~bes ~tilisés comme témoins
sont placés dans une salle dont la temrérature est de 27°C et dont les concentra-
tions en 02 et COZ sont celles de l'air atmosphérique (02: 21~;; COZ: O,03~).
les résultats obtenus figurent au tableau 5. Diagrammes r. II et III.
Chez 1J •.tabacum var. Samsun 100% des explants témoin régénèrent uniquement
des fleurs. Par cOntre à 1~ d'OZ et quelle ~ue soit la concentration en COZ (0,03%
ou 0.1 cq, un me1 ange de f1 eurs et de bourgeons (33 c; a 0,03°; COz et 100% a 0, l~;
COz) ou de bourgeons seuls (67% à 0,03% CO 2) sont Observés. ~ 85~ 82, 100~ des
exp1ants régénèrent des fleurs et bour~eons (0,03% et O,l~ CO 2) mais avec Dlus
de fleurs par rafJport aux bourgeons (Jiagrarrme I).
Chez ] 1 hybride inters:.Jécifique (,I,J.de.brteu~ x. ,V.tabac~) xIJ.~t:a.bacum 100"Ç
des explants témoin forment de. Hova des fleurs. Al:; d'O z avec O,l"ç de COZ' il
ya autant d'explants qui fonnent Cll n.O\\JO des fleurs que de fleurs et bourC'Jeons;
avec 0,03% de COZ seulement 33~ des ex~lants forment des fleurs, le reste régéné-
rant 56% de fleurs et bourgeons et 11% de bourgeons. A 85~ d'OZ on observe, avec
0,03~b de COZ' 78% de fieurs et 22°; de fleurs et bourgeons;avec 0.1'.'~ de COZ sont
Obtenus 38~ de fleurs et ÔZ": de fleurs et bourt]eons (Cliarrramme II).
Chel 11 hybride inters:.Jécifique l 9Z (V.su.aveo(~n~ x ~.tabcrcwm) x ~.t~bacum,
les ex~lants témoin forment de n.ovo 25% de fleurs et 75% de fleurs et bourgeons.
A 1~ Oz les fleurs seules ne sont pas régénérées. Ainsi, avec 0,03~ COZ 100~
des exp1ant~ forment des fleurs et bourgeons; alors ~ulavec O,l~ COZ ne sont formés
que 500~ de fleurs et bourgeons. l'autre moitié étant constituée de bouqeons seuls.
Avec 35'~ ° , a O,03~b COz il Y a 67'~ de fleurs et bour'jeons et 330; de bourgeons;
2
a 0,1% COz 83~ de fleurs et bourgeons et 17~ de bourgeons sont obtenus.
(Di agra"",e Il 1 ) •

---

TABLEAU 5. Influence des concentrations initiales en 02 et COZ sur la néofonnatian de fleurs chez Nùotiana
ttl.b<H',WII
VU.Samsun et 2 hybrides interspêcifiques .
. , - -
FLEURS (en %l
FLEURS et BOIHlrIEO!~S (en ~~)
BOURGEONS (en %l
_._" ----,------'.
- - - - -
0, (en %l
O
O
.~~------
- - - - - - -
Témoin
Témoin
2 (en %)
Témoin
2 (en %)
. ----[ --_..__ .
r-·-·---I--TB5-~
Variétés et hybrides
1
8S
O
O
2 :21%
2 :21%
°2;21~;
.---------- -
---
~ ..1.___ r:=-!5____-=
i nter'spêc i fi ques
CO
CO
C0 :0,O '"
C02 (en %l
CO
2 (en %l
2 (en %l
;;
2
-
----._.. _---- --_.
------~-,--
- - -
2 :0,03%
O2:0,03
-
0,03
0,1
0,03
0,1
o 03
o 1
0,03
o 1
o 03
o 1
003
o 1
lJicotÙHlil
tilbilClOfI
variété Samsun
100
0
° °
0
0
33;(
100
100"
100"
°
67
0
0
0
IN.debJll.'ui x N. ta/)((t'wll)
x N. tlllJaeWII
100
33
50
7B
38
0
S6
50"
22
62
0
11
0
0
0
,
N
,W
(N.1I1UV('lIfeI11
x N. t'llla-
('UJII)
x /J. taba('lIIil
1
25
IJ
0
0
0
75
100
50
67
83
0
0
50
33
17
-
Nomure d'expériences: 2
Nombre d'explanls par expérience; 12 d. 18.
;: : NOlllbre de fleur·s fonflées par explant supêrieur ci celui des bourgeOlls
Experiences rédl isees a 2rc.

---

Diagramme I. Influence des concentrations initiales en 02 et CO? sur la néofor-
mation de fleurs chez ,VJ..coûa.lta. ta.bacum var. Samsurl.
100
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
z
•
a
•
-
·
·
f-
50
·
:
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•
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·
0::
au-a
LU
z
LU
a
"
a
~
~-
-
~
~
A
B
C
D
E
A
Témoin
-Fleurs
B
OZ'
1 % COZ' 0,03 ï.
····Fleurs + Bourgeons
C
, 1 %
,0,1%
••••• Bouryeons
D
,85 ï.
,0,03ï.
E
,85 %
,0,lï.

---

- 2
Diagramme rr. Influence des concentrations initiales en 02 et C02 sur la nêofor-
mation de fleurs chez (N.de.bt'l.e.!I.i.. x ,IJ.-taba.c.um)
:( ,'J. ta.ba.c.u..7l
100
•
z
•
•
a
•
•
f- 50
•
•
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•
•
•
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-~
A
--
B
c
D
E
Témoin
-Fleurs
OZ'
1 % CO Z,0,03/.
•••• Fleurs + Bourgeons
,
1 %
,0,1%
••••• Bour8eons
,B5 %
,0,03/.
, B5 ï.
,0,11.

---

- 1
Diagramme III. Influence des concentrations inHiales en 02 et C02 sur la néofor-
mation de fleurs chez (.'J.,5lla.ve.o.le.n5 x ,'J.ta.ba.c.u.m) x ,'J •.ta.ba.CU1I1 = L 92.
'00
•
••
•
•
•
•
Z
•
0
•
50
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•
•
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• •
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• •
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•
•
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•
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0
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•
·
•
•
·
• •
• ·
-- -~
-
A
B
C
D
E
A \\ Témoin
-Fleurs
B 1 OZ'
1 % CO Z,0,03ï.
,. ••• Fleurs + Bourgeons
C
, 1 %
,0,1%
..... Bour\\jeons
D \\
,85%
,0,03ï.
E
, 85 %
,O,n.

---

- Z7 -
Conclusion
Il est intéressant de noter Clue les résultats obtenus ici dêmontrent claire·
ment qulune modification du ;JrO<Jramme "Fleur" peut ètre provoquée par le seul
changement de l'atmosphère surmontant les explants. toutes les autres conditions
initiales étant identiques, r'Jar exeml)le l 'a:,Jport hormonal et glucidique. En par·
ticulier chez le N1co~~~ tabacUffl var.Samsun, les variations de la composition
gazeuse entralnent l'apparition de bourgeons parmi les fleurs chez 100% des
explants (Diagrall111e 11 conditions C, 0 et E) contre 33% seul ement dans 1es condi-
tions 8 (Diagramme 1). le reste ne formant ~ue des bourgeons.
Chez 11 hybride interspécifique (,IJ ..5U4Ve.oi2.M x. ,"J.ta.ba.c.u.m) x ,1J.~tabl1c.um.
les différents traitsnents provoquent une modificatlon par rapport au témoin.
le même programme "Fleurll n'est pas modifiê de la mëme manière selon le !Jênotyoe
étudiê. En effet l'hybride (,IJ.jua.Ve.Oien..5 :t ,IJ ..tM.ba.c.um) x ,\\J.ta.ba.C.W11 rêagit dans le
même sens que ,1,J.ta.ba.c.um var.Samsun, c'est-à-dire C]ue le prograrrme "pur" IIFleur l'
n1est pl,US obtenu. Par contre chez l'hybride interspécif"ique (,\\J.debtc-u-i. x. .\\J.-ti1ba-
c.um) x \\J.~aba.c.um, quel que soit le traitement, 33 à 78% des eX91ants peuvent
enCOre régénérer des fleurs seules (sans être mêlangêes avec les bour~eons). Cepen-
dant ce pourcentage est toujours inférieur à celui des explants- témoin.
Pour la combinaison 1% d'02 et 0,03% de CO 2, N.tabac.um var.Samsun ~roduit
beaucoup plus de bourgeons (6i~) que de fleurs, contrairement aux 2 hybrides
interspécifiques (11% et 0%). Par contre a lO~ d' 0 avec O,le;.; de CO
2
2 , 85'1a d ' 02
avec 0,03% de CO , les explants de 1'hybride l 92 régênêrent beaucoup de bouroeons
2
par rapport aux 2 autres génotypes. Chez l'hybride Techné (T ) les ex!?'ants for-
s
ment des fleurs seules sans bour~eons quelles que soient les concentrations en O~
et COZ.
En conclusion, il semble qu'à faible concentration en oXYfJène (l"q, l'in-
tenslté d'organogenèse par explant est ~lus imnortante ~u'à 85~ quelle ~ue soit
la concentration en !Jaz carbonique (0,03% ou 0,1";)
(Fios.!, 2, 3, 4).

---

- 28 -
8. Influence de la quantité et de la qualité de la lumière sur la différenciation
d~ ~ovo de fleurs
Afin de tenter de dêter~iner la part due à la photosynthèse et ia ~art
due aux photorécepteurs, en 1'occurence le phytochrome. nous avons commencé à
élucider les aspects suivants: l'un concerne l'étude de la quantité de la
lumière, l'autre la qua'litë de la lumière. Pour ces études nous -3.vons fait appel
à plusieurs dispositifs expérimentaux décrits dans la partie Matériels et
Méthodes. Ainsi nous avons utilisé des éclairements continus: de valeur élevée
2
160 W.m- 2) en lumière blanche et en lumières colorées; de valeur moyenne (55 w.m- )
2
en lumiêre blanche et lumières colorées; et de valeur faible (0,2 ';J.m- ). Pour
la lumière blanche, nous avons travaillé a ~1usieurs niveaux décroissants de
2
160 1,~.m-2 à 2 W.m- . Ces expériences ont été réa'isées en col1aboratlon avec
A,COUSSaN,
1. Influence de la valeur de l'éclairement sur la néoformation florale
L'éclairement en lu~iêre blanche a été ajusté à des valeurs variant entre
2
2 W.m·
et 160 ~.m-2 (Tableau 6 )sous des lampes à va~eur de mercure et iodures
métalliques de type HQ[ de 400 ~ de puissance. La temQérature était de l'ordre
de 25 + 1°c. ~endant toute la durée de l'expérience.
Du tableau é
, il ressort c]ue la néoformation de fleurs est maximale
-2
(100%) avec des éclalrements de 25 à 110 W.m
,le plus grand nombre moyen de
2
2
fleurs (20) étant obtznu à 60 W.m- . A partir de 120 W.m-
et jusqu'à 160 W.m-Z•
la néoformation florale ré~resse raDidement: le pourcentaoe d'exp1ants formant
des fleurs et le nombre moyen de fleurs par explant diminuent respec(~vement
de BOd O;~ et de 5 à O. L'action inhibitrice des éclairements élevés (120 à.
Z
lôO w.m- ) se manifeste par le jaunissement progressif et la nécrose des explants
ne formant ~as de fleurs.

---

TABLEAU
6. Effet de l'éclairement en lumière blanche sur la néofonuation de fleurs (tffllpérature ambiante de 211°C, nombre
de répetitions: 3 j 6).
Eclairement
700 "
t Explants formant
Nombre moyen de
% Explants
I~ m-2
°400
des n eurs
fleurs !1ar explant
-2 -1
jaunes
nécrosés
(IJE.n~~:l
2
4
70
4
0
0
10
10
86
ID
0
0
25
46
100
15
0
0
60
110
10:)
20
0
0
90
165
Ion
12
0
0
110
201
100
8
0
0
120
220
80
5
20
0
140
256
50
2
45
5
,
150
275
30
1
58
12
N
'0
160
293
0
0
68
32
-~--
-
.. 700
Q400 ; niveau quant ique mesuré entre 400 et 700 nm.

---

- 30 -
Considérant l'éclairement le plus défavorable à la néoformation de
fleurs (160 \\~.m-2) nous avons interposé des filtres de !JlexilJlas colorés entre
la sovrce de lumière (Lampe de tY8e H~r) et les explants.
L'êner~;e diffusée par la lam8e HQI est ajustée sous tous les filtres
Z
(excepté le filtre noir) et en absence de filtre. à 160 w.m- . les mesures
effectuées au quantum-mètre entre 400 et 700 nm (Q 700 ) donnent des valeurs de
2
1
_400,
300 L.:E.m-
5-
en absence de filtre et de 80 ..lE.m~L. s~ ... environ sous chaque filtre.
sous le filtre neutre, 50% seulement des explants forment en moyenne
2 fleurs chacun (Tableau
7
), mais sous tous les filtres colorés on obtient
100% de fleurs. L'effet des filtres de plexiglas serait dû à la diminution du
niveau quantif1ue. Il existe donc une corrélation entre les lJourcenta~es d'explants
formant des fleurs et d'exDlants jaunissant ou nécrosés et le niveau quantique
Q 700
400
Les répartitions spectrales de l'éclairement SOus les diffêrents filtres
de plexiglas (colorés et neutre) et en l'absence de filtre ont été déterminées
pour une mème ~ositîon de la cellule photoélectrique par ra~port à la lamoe H~I.
Les intégrales entre 400 et 700 nm des répartitions spectrales sous chacun des
filtres colorés sont effectivement nettement inférieures à celles de la lumière
blanche et de la lumière transmise par le filtre neutre. Les répartitions spec-
trales de la lumière blanche sans filtre ou sous filtre neutre montrent
un pic à 392 nm qui n'est sans doute qu'un artefact dû aux limites de détection
de la cellule ~hotoèlectrique. Cependant la remontée commune de leurs répartitions
spectrales amorcée au-dessous de 400 nm pourrait annoncer un pic très important
vers 370 nm qui ne peut ètre détecté entièrement ~ar l'aprareil. Ce pic a
370 nm existerait dans nos conditions expérimentales et serait supprimé seule-
ment sous les filtres colorés (Graphique 1. ).
Ainsi. outre l'au']mentation excessive du Q~~~ , la orésence d'un nic dèns
le proche ultraviolet pourrait provoquer à 160 '..J.m- 2 l'extinction de toute
morphogenès~l le jaunissement et la nécrose progressi'/e de l'explant.
L'ensemble des résultats est récap;t~lé sous forme de graphiques reliant
Îe pourcentage d'explants formant des fleurs soit au n700
(Graphique 2 J, soit
400
au log Q 700 (Graph~que 3). Ils roontrent l'existence de deux phases exponentielles,
l'une de 400 croissance, l'autre de décroissance, contrôlées par le niveau
quantîque entre 400 et 700 nm.

---

..
TABLEAU
7. Effet de filtres colorés sur la néoformation de fleurs "(nombre de répétitions: 2)
Fi ltre de
Q700
% [xplants fonnant
Nombre moyen de fleurs
% Explants
plexiglass a
(
~2°_1)
des fl eurs
par ex pl ant
wE.rn .s
jaunis
nêcrosés
a
293
a
a
68
32
N
273
50
2
44
4
8
89
100
15
a
a
J
89
lQO
15
o
a
V
78
100
15
o
a
R
77
IDa
15
a
a
-2
-2
-1
"L lénergie diffusée par la source lumineuse est ajustée à 160 WIII
(soit 293 I.lLm
.s
). la tempêrature ambiante est
égale à 25 , 1"C.
°0: pas de filtre; N; neutre; B: bleui J: jaune, V: vert~ R: rouge.

---

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.~".. .. :lu :,;.;- -, ;~-;;1.-;---· ~~..~;-n_;I·;·~-·-;-(~~;--·~,:~;;--~~-----;-;to
';00
Il'~O u'~; 1;~O Il~o
lm."".it"iïlo Ol<fl
(••,,'1
Graphique 1. Répar'titions spectr'ales de l'éclairement sous les diffêrents filtres
de plexi91ass colorés ( ... -----: sans filtre.--------
filtre neutre;
B. J, V. Il; fillres respectivement bleu, jaune. ver·t et rouge) .

---

300
283.3
266.6
250
233.3
216.6
200
-, 183.3
~
X
N
1666
,~
x
150
~
,
~
~
133.3
0 0
0 0
~~
0-
" ô6
100
83.3
66.6
50
33.3
16,ô
____
---"T---
a
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
% Explants fonnant des f1 eurs
Graphique 2.. Influence du
sur la néofor~at;on de fleurs.

---

- 34
2,5
2
" 5
o C
CC
~~
o
C'
o
05
o
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
% Expl ants formant des fl eurs
Graphique 3. influence du log Q~~~
sur la néoformation de fleurs.

---

35
fil ~l"e ] ~u:\\e; ;. Lu.mièn: j ~~nc:\\e
15
,
5
,
,
,
,,,,
o
•
• • •
.u)o
..150,
S'JO.
600,
650,
700
ï50,
LONGUEUR
0 ONDE
"1m i

---

- 36 -
La phase de décroissance observée à des niveaux quantiques allant de
220 a 293 uE.m· Z 5- 1 ap~arait nettement différente, quant à la réponse physiolo-
gique de 1 'explant, de la phase de croissance existant aux ~ 700
inférieurs A
-2
-1
.
400
46
uE.m
5
. Le jaunissement et la nécrose proaress1fs observés aux niveaux
quantiques élevés pourraient caractériser une phase de dégénérescence des
cellules en culture par destruction des chloroplastes. Les plantes de Tabac sont
en effet nettement moins résistantes aux intensités de radiation êlevées que des
plantes ada!)tées aux conditions lumineuses de haute altitude telle l'espèce alpine
OXé/tUa. (fIOONEY et coll. 1974). La destruction des chloroplastes peut en outre
être spécifiquement provoquée par les radiations ultraviolettes (PûRATH et
coll. 1971). L'existence orobable d'un important pic dans le proche ultraviolet
pourrait donc contribuer à cette dégradation structurale, malgré la orésence
en grande quantité dans les vacuoles des cellules épiderm;1ues de polyphénols
(dérivés de l'acide cinnamique et de la flavone). Ces polyphénols exerceraient
des effets d'écran en absorbant dans le ~roche ultraviolet. Cependant, une étude
infrastructurale est nécessaire afin de préciser la nature de ces éventuelles
altérations structurales.
Quant a la phase de croissance observée a'JX faibles éclairements, des
résultats manquent en ce qui concerne la réponse mor~hogénét;que aux niveaux
quantiques inférieurs à 4 ~E.~-2 s·l. A des niveaux quantiques relativement
élevés (?O à 90
~E.m-2 5- 1), les effets spécifiques éventuels de différentes
longueurs d'onde sur la réponse "fleur" n'ont pu étre détectés à cause de la
Sélectivité insuffisante des filtres colorés: chaque filtre sélectionne plusieurs
pics et la bande passante de ces pics varie de 30 à plus de 200 nm (Graphi-
que 1 ), ~ous avons alors entrepris, l'étude de la réponse "fleur" en relation
avec différentes longueurs d'onde, sélectionnées à l'illuminateur spectral
(JACQUES et coll. 1964) du Phytotron, pour un niveau isoquantique ajusté à
-2
-1
0,8
wE. m s .
La bande passante de chaque longueur d'onde est é~ale â 10 nm, c'est-à-
ême
dire le 30
de la bande passante qui équivaudrait à la lumière blanche
t
400
t 700
A
. l '
.
0 700
d
.
l
en re
e
nm.
USSl
e nlveau quantlQue
u témoln en
umière
40
blanche est ajusté à 24 ~E.m-2 s-l, soit 30 fois ge niveau iso~uantique de
chaque longueur d'onde. Dans ces conditions, les longueurs d'onde 430,580.

---

TABLEAU
n. Influellce de la longueur dlonde '~sur la néoformation de fleurs
-<-1
Témoin en lumière
Longueur d10nde en nm ( 0.8 lIE. m
.s
)
blanche
700
-2 -1
430
480
545
580
620
660
710
(Q400 " 24 "Lm. 5
)
% Explants
w
92
93
83
83
91
83
87
75
~
fonnant des
fl eurs
bande passante de 10 nm.
Nombre dl expériences: 2 une 'SOus photopériode de 24h, ]lautre de 12h.
Nombre dl exp1anls [jor condition: 12.

---

- 33 -
et 660 nm sont équivalentes à la lumière blanche. la longueur dronde 710 nm
ayant l'effet limitant le plus marqué sur la réponse "fleur".(Tableau 8
).
Toutefois le témoin ne correspond pas (Graphiques 2 et 3 ) aux conditions
les plus limitantes de la réponse "fleur", Il apparait donc nécessaire, avant
de conclure à un quelconque effet d'une ou de plusieurs longueurs d'onde. de
diminuer le niveau isoquantique des différentes longueurs d'onde par ra~port à
1
0.8 uE.m-2
1
5-
, En particulièr les valeurs inférieures ou égales a 0.13 uE-m- 2 5-
doivent être testées puisqu'elles correspondent à des Q700
en lumière blanche
. f-
.
-
à 4
E
-2
-)
t d l · ·
t d
400
l
-
ln erleurs Ou egaux
w.m
5
e
one
lm1tan
avantage
a reponse
"f1 eur" (Tabl eau :)
).
2
1. Ec1.cu:./telJ'lent-~ c.on.U.nM en iu.mZ.2'!.2. bÙ1.nc.he de 55 W.m-
et e.n é.c.e.cu>te..men.t~
c.oioJt.éô
Util ïsant des lampes fluorescentes et incandescentes, l'éclairement en
2
lumière blanche est ajusté A 55 W.m-
SOus une température de 24 : 1°C dans une
enceinte climatisée. Des filtres en plexiglas colorés sont interposés entre la
source lumineuse et les explants (les tubes de culture étant alignés dans des
petits casiers placés dans l'enceinte climatisée). Les valeurs des éclairements
et du niveau quantique entre ~OO et 700 nm sous chaque filtre et en absence de
filtre figurent aux tableau
9
et graphique 4
. Les figures 10 et 11 repré-
sentent les néoformations d'organes et leur développement.
Alors que 100% des explants fonnent des fleurs chez les 2 témoins (Er
et 0) et SOus les filtres jaunes et rouges, des mélanges de fleurs et de bour-
geons ont été observés dans le vert et le bleu. Pour le bleu. un cal relativement
im~ortant est développé. Il est intéressant de mentionner le dévelo98ement im-
portant des entrenoeuds de la Dausse florale sous les lumières jaune, rouge et
verte. Etant donné que les bandes passantes sont relativefllent lar~es (graphique j
ces expériences mériteraient d'ètre refaites mais avec des filtres sélectifs
soit avec les mêmes valeurs d'éclairement, soit avec des valeurs supérieures.

---

TAOLEAU
9
. Effet des filtres colorês sur là nêoformation de fleurs.
;: Filtres en
Eclàirement
Q700
% Explants formant des
-2
400
fleurs ;: ;:
plexiglas
(W./11
)
1
pE.11I-2 S-l
ET
55
106
100
( f)
0
30
104
100
( f)
J
17
70
100
( f)
R
12
20
100
(f)
V
Il
12
on (f) + 12 (b)
B
10
12
01 (f) +
19 (be)
Nombre d'expériences; 4 a 6.
Nombre dlexrlant rùr condition: lû .
.. ET : Eclùirement total diffusê par la source lumineuse
o : pas de filtre;
J
: jaune; R : rouge ; V: vert • 8: bleu
Q700: niveau [juanUque mesurê entre 400 et 700 nm.
400
.; ;:f : fleur; b : bour'geon; c : cal.

---

- 40 -
2. Conclusion
Les résultats obtenus montrent qulen êclairement en lumière blanche
-2
-1
le pourcentage d1explants formant des fleurs aU9mente de 4 uE. m
5
à
46 uE. m- Z s-lpour lequel 100% de fleurs ont été obtenus. Ce pourcentage se
1
-2
maintient jusqu1à 200 uE. m- 2 5-
pour diminuer proQressivement jusqu1à 273 ;JE. m
-2 -1
s·1. Sous les filtres colorés pour des niveaux quantiques voisins de 80 uE. m s
(Tableaux 6
et
7 ) le pourcentage formant des fleurs est de lOO~; pour des
2
1
niveaux quantiques inférieurs à 20 uE. m- s-
(Tableau 9 • filtres vert et
bleu) 1 le pourcentage d!ex[Jlants forma.nt des fleurs est de l'ordre de 80%.
Dans les conditions plus rigoureuses de l'illuminateur spectral, pour
-2 -1
un éclairement de 24 ~E. m 5
et une bande passante de la nm, toutes les lon-
gueurs d'ondes testées (excepté 710 nm) 1 sont équivalentes au témoin en lumière
blanche.
Dans nos conditions expérimentales le pourcenta~e d'explants formant
des.fleurs dépend davantage du niveau quantique que de la longueur d'onde.
Toutefois le rouge sombre (710 nm) semble être le moins favorable. Les résultats
obtenus par COUSSaN (1980) ont montré que des irradiations rouge clair et rouge
sombre apportées soit au début de culture, soit pendant la période critique de
différenciation florale (du 4e au 12e jour) n'ont pas d'effet sur la différen-
ciation florale. Ceci su~gérerait que le
phytochrome n'est probablement pas
impl iqué dans ce matériel. Cependant le Tabac ,VJ.c.o-ûa.YlQ. _ta.bac.um var. "Wisc.38'1
HA NGOC (1975) avait obtenu, dans d'autres conditions de température et de
lumière, et sur des explants relativement plus épais, un rétablissement (à 91%)
de la néoformation des fleurs â 1l obscurité par des irradiations de rouge clair
(même durée et même fréquence que dans les expériences de COUSSaN. Oans ses
expérience~. HA NGOC n'avait pas obtenue une inhibition de la floraison par le
rouge sombre (50% au lieu de 30~; chez ie témoin). Etant donné que le pourcentage
d1explants formant des fleurs à l'obscurité dépend aussi de la nature du sucre
apporté
(~lucose ou saccharose) et de la température, ces résultats pourraient
s'expliquer par le fait que, outre une différence variêtale les conditions
d'environnement dont disposait alors HA NGOC n'êtaient pas contrôlë
Les résultats récents obtenus par COUSSON sur le pourcentage élevé de néoformation
florale à l'obscuritê quand deux sucres (glucose et saccharose) sont apportés
simultanêment (80% comparé à 30% avec le glucose seul ou 50~ avec le saccharose
seul) suggèrent que l'absorption de ces divers sucres, donc la perméabilité mem-

---

branaire, serait dépendante du facteur lumiëre. Par ailleurs, l'effet synergique
du glucose et du saccharose comparé au glucose seul Du saccharose seul sur la
stimulation de la néoformation de fleurs a dêjA été mentionné par TRAN THANH VAN
(1977).

---

_ 42_
II. ETUDE DE L'I~FLUENCE DES CONDITIONS CHIMIQUES SUR LA NEDFDRf~TIDN DE
FLEURS ET DE RACINES
A. Transfert des expl ants du mi 1; eu Il Fl eur" sur mil i eu Il Rac i ne" après un séjour
de durée variable sur le l1ilieu IIFleur"
1. Introduction
D'après HA NGOC (1'975), fiA NGOC et coll. (19791, les cellules issues
de "couches cellulaires minces" de ,Vi...c.o:ti.a.n.a. ta.6ac.u.m var. "~~i5Ç.38" de cals
âgés de l jour à 4 serraines et même de 2 ans ~euvent ré~énérer des bourgeons.
alors qu'à partir du Se jour de culture sur le milieu "Cal", ces cellules
n'expriment plus la capacité de néoformation de fleurs au de racines. De 91US.
rUGINIAC (1971) avait montré que les méristèmes , préexistant a l'aisselle ,jes
cotylédons chez Sc.~o5u2a.~a. ~t9uta. ne peuvent évoluer en méristèmes floraux quia
condition que les racines adventives formées soient sU1primées.
Partant de ces résultats nous avons essayé de savoir si la néoformation
de racines empêchait celle de fleurs et réciproquement. Pour cela, nous avons
procédé à des transferts réd proques du fTli1 i eu "Fl eur" sur mi lieu "Racine"
d'explants de "couches cellulaires minces" prélevées sur les ramifications
florales de Nicotiana ta6aLUffl var. Samsun. Les mëmes auxines (AIB), cytokinine
(Kinétine) et sucre (saccharase) ont été utilisées pour les 2 milieux de culture.
Un témoin "Fleur" est olacé à la lumière et un témoin "Racine" à l'obscurité.
Les résultats sont observés 30 jours après la mise en culture des explants.
2. Résultats
Après 3, 5, 7, 12, 14 et 16 jours de culture à la lumière sur le milieu
"Fleur", les explants sont transférés sur le milieu "Racine" et placés à
l'obscurité. Les résultats obtenus figurent au tableau 10.

---

TABLEAU 10.Etude des transferts des explants du milieu "Fleur" (M.IlFleur) sur milieu "Racine ll (M."Racine'l) et
réc i proquernent.
l
t DE
NEOfORMATION
Durée (en
1
Transfert M. "Racine" sur M. uFl eur"
Transfert M. "Fleur" sur M. "Racine"
jour)
Fleurs
Fleurs et racines
Racines
Bourgeons
Fl eur
Fleurs et racines
Racines
Bourgeons
3
83
17
0
0
0
0
100
0
5
83
17
0
0
0
0
100
0
7
44
0
11
45
3
0
88
9
12
6
0
50
44
33
0
58
9
14
0
0
61
39
0
96
0
4
16
0
0
62
38
0
iOO
0
0
Nombre d1expériences : 3
Nombre d1explants par expérience: 24
e
Observation: 30
jour après mise en culture
Témoin Fleur (à la lumière) : 100% de fleurs
Témoin Racine (a. llobscurlté) : 100:.l: de racines

---

Lorsque le transfert est effectué le 3e ou le Se jour de culture sur
milieu "Fleuru , la capacité rhizogène des explants n'est pas modifiée. En effet
100% des explants rorment de flOVO des racines comme les explants témoins,
e
Par contre, à partir du 7
jour, les explants conditionnés sur le milieu
IIFleur" régénèrent non seulement des racines. mais aussi des fleurs et des
bouraeons. Le pourcentaae d'explants néoformant des fleurs augmente au fur
et à mesure que les explants restent plus longtemps sur le milieu "Fleur"
(3% à 7 jours; 33~ à 12 jours; 96% à 14 jours et 100~~ à 16 jours).
B. Transfert des explants du milieu "Racine" sur milieu "Fleur" aprês un
séjour de durée variable sur milieu "Racine"
Les explants cultivés à l'obscurité sur le l'l1il ieu "Racinel' sont trans-
e
e
e
e
e
férés sur le mil ieu "Fleur" et pli3.c~s à la 1umiére 1 e s 3 , 5 , 7 . 12 , 14
e
et 16
jours de culture (Tableau 10).
La néoformation de fleurs diminue jusqu'à être nulle (83% à O~) en
fonction du temps de conditionnement des explants sur le mil ieu "Racine".
Inversement le pourcentage de régénération de racines qui est nul lorsque le
transfert a lieu les 3e et Se jours, augm~nte à partir du 7e jour (ll~ à 7 jours
et 62~ à 16 jours),
Conclusion
La comparaison de ces 2 séries dl expériences permet de dire ~ue:
1) la néoformation de racines est possible ~uel1e que soit )a durée
du sejour des explants sur le milieu u!='le'Jr", Ceci est en accord ave~ les résultats
obtenus sur le milieu "Fleur" dans lequel l'auxine est ] ',"NA; sur ce milieu
les fleurs et les racines !Jeuvent [Jarfaitement être formées sur le même explant.
2) Avec la durée du conditionnement sur le milieu "Racine", le
pourcentalJe
de néofonnation de fleurs diminue [Jendar.t que celui des racines
aUlJmente.
3) Le pourcentage est asseZ élevé (33 à 45~) de bouraeons observés
après 7.12.14 et 16 jours de culture sur le milieu "Racine" indiquerait que
les bourgeons véaétatifs sont plus faciles à régénérer que les fleurs.

---

C. Influence de la 5-bromodésoxyuridine (5-8rdU) sur la néoformation de fleurs
hl v.it"to
WARDELL (1976) a montré qu'il ya une synthèse d'ADN SU9nlémentaire chez
les cellules de la 9artie apicale de la tige de Tabac en fleurs. FRDLICH (1979)
a décrit. après des mesures micro-spectrophotomêtriques , une synthèse supplé-
mentaire d'ADN dans les ébauches florales de Rheo ~colo~. SPITERI (1979) a
constaté une augmentation de la quantité d'ADN au niveau des explants de
"couches cellulaires minces" prélevés sur la hampe florale de lJ/.co.üa.YHl. .ta.ba.-
c..u.m va r. Sams un.
Nous avons pensé qulil serait intéressant de déterminer si cette nouvelle
synthèse d'ADN était impliquée dans la différenciation florale en utilisant
un système expérimental plus adéquat. En effet, il ne s'aait 91us d1utiliser des
parties de plantes plus ou moins impliquées dans la floraison (hampe florale
de Tabac), ou des ébauches florales. mais des cellules qui participent elles-mêmes
à la différenciation florale. De plus cette différenciation peut être saisie à
des moments précis où un programme oraanogénétique va se révéler irréversible.
Par exemple, d'après les résultats obtenus par Ha NGOC (1975), des explants
cultivés sur milieu "Cal," puis transférés sur milieu "Fleur" ne forment plus de
fleurs lorsque le séjour sur le 1er milieu dure S jours. Ainsi, le Se jour cons-
titue une étape irréversible qu'il serait intéressant d'analyser en relation
avec l'inhibition de la différenciation oar la 5-BrdU. Nos résultats sur les trans-
ferts des explants (paraaraphe II, A et B) du milieu "Racine" sur milieu "Fleurl!
montrent qu' ap rès 7 jours sur le mil i eu "qac i ne", l e pourcentaoe de fl eurs obtenu
diminue de moitié et que '12 jours sur milieu "Racine" inhibent presqu'entière-
ment la différenciation florale. Les 7e et l2 e jours sur le milieu "Racine'
ainsi que le Se jour sur le milieu "Cal" sOnt autant de renères intéressants
pour une étude de 11 inhibition par la 5-BrdU.
Les expériences suivantes ont été réal isées en collaboration avec SPITE~I.
Pour une première étape de notre travail, nous avons choisi un des quatre
programmes ("Cal", "Bourgeon", "FleurH et "Racine"), le programme "Fleur" afin
de déterminer la !ériode sensible 3 la 5-BrdU. cet analo~ue de base ayant êté
décrit comme inhibiteur des ~rocessus d'amDlification de 11 ADN (KRIDER et coll.
1975). Nous avons fait séjourner les explants de cDuches cellulaires minces sur

---

un milieu "FleurlO contenant de la 5-BrdU aux doses de 0 (témoin), 5 et 20 wg/ml
durant 24 heures à l' obscurité, les 4e , 6e , Se, 10e, 12 e et l4 e jours de
culture.
D'apr~s les résultats obtenus (Tableau 11), 5 wg/ml n'affecte pas la néofor-
mation de fleurs si la ardU est appliquée aux 4e , 10e, 12e ou 14e jours. Par
contre, au 6e jour, le pourcentage de fleurs formées diminue. Au Se jour, le
même phénomène s'observe; de plus seulement l à 2 primordia floraux sont observés
sur des explants plus Ou moins nécrosés.
b) VO.6e de 20 ~g/m.t de 5-&'tdU
Les résultats obtenus confirment ceux mentionnés ~récédemment, c'est-à-dire
qu'aux 4e , 10e, l2 e et 14e jours, la différenciation florale n'est pas affec-
tée. Par contre, la période critique se situe entre le 6e et le Se jours pour
lesquels sont respectivement obtenus 25~ et 0% de fleurs. Au Se jour, avec
20 oJg/ml de 5-BrdU, 75's de bouriJeons sont obtenus sur mil ieu "Fleur", au lieu de
100% d'explants formant des fleurs chez le témoin.
Par des techniques autohistoradioiJraphiques. NGUYEN THI DIEN et TRAN THA~H VA~
(1974) avaient détecté, sur une autre variété de ,V"<"coÜa.rw., le 1I~~isc.38n, une
incorporation de la thymidine tritiée entre Zd et 4S heures de culture. Ils ont
observé une intense activité mitotique entre le Ze et le 4e jOIJrs. ainsi 'lu'une
;nd;vidual;sation des ;lots de cellules méristêmatiques vers le 10e jour. Si
l'on considère l'ensemble de ces résultats on peut penser qu'il existe 2 périodes
critiques pour les synthèses d'ADN: la pre~ière est sit~ée autour du Ze jour
(~GUY:t:N THI DIE~ et coll. 1974), la seconde au ae jour.
Des expériences complémentaires sur la révers;bi1ité de l' inhibition ~ar
la 5-BrdU par un apport de thymidine au mil ieu de culture sont 3. envisager. De
même il serait intéressant d'étudier cette inhibition aux phases irréversibles
de l'organogenése déterminées au paragraphe
II. A et B.

---

TABLEAU II.Influence de la 5-Bromodêsoxyuridine 15-BrdU) sur le pourcentage
de néoformation d'organes chez les couches cellulaires minces de
,Vi..c.o,ti..a.na tabac.um var.Samsun cultivées sur le milieu IlFleur".
Concentrations
Temrs (en jours)
de 5-BrdU
len og/l)
4
5
8
10
12
14
0
100
F
100
F
100
F
100
F
100
F
100
F
75
F
50 F nec
100
F
100
F
100
F
5
100
F
25
C
25 B nec
25 B nec
25
F
50
B
20
100
F
25 B ~ec
25 B nec
100
F
100
F
100
F
50
nec
25
nec
F
fl eur
B
bourgeon
C
cal
nec: explant nécrosé en parti e

---

- 47.
DEUXIEME
PARTIE
ETUDE DE LA rlEOFOR,'lATION DE FLEURS A PARTIR DE COUCHES i1lNCES DE CELLULES
EPIDERMIQUES ET SOUS-EPIDERMIQUES DES RAMIFICATIONS FLORALES D'UNE VARIETE
DE TABAC MALE-STERILE CYTOPLASMIQUE.
1. FOR~~TION de ncvù DE FLEURS ~OR~~LES SUR DES COUCHES CELLULAIRES MINCES
EXCISEES DE TABAC i~LE-STERILE
La culture de tissus, tout en permettant la propagation des plantes.
induit souvent des variations du nombre chromosomique. Dans certains cas le
nombre chromosomique ne chanqe pas mais des variations de la structure chro-
mosomique ou de celle du cytoplasme ou des deux a la fois induisent des
changements phénotypiques. Ainsi des bourgeons verts sont régénérés à partir
d'explants panachés (TRAN THANH VA,~ et TRINH, 197B). SIBI (1974) a montré,
chez des plantes de La.ctu.c.a. issues de cal t l'existence de l'phénovariants U
c'est-à-dire des plantes ayant des phénotypes différents bien que leur nombre
chromosomique soit resté cOnstant. La stabilité dans leur variation a été main-
tenue pendant 5 ~énérations par autofécondation. De plus l'hérédité allec
transmission maternelle a été observée, suggérant que des modifications cyto-
plasmiques [lourra ient être imol iquées dans ces "phénovariants".
TRAN THANH VAN et T~l~H (1978) ont montré que les méioses ayant lieu à
partir de cellules haploïdes chez des exp1ants de couches minces de Ni~oLiarta
ta.ba.~um var. uWisc.3au et Samsun cultivés {ri v-U'to sont différentes de celles
observées "Ùl ~Iiuc. La fréquence des bivalents et pseudo-multivalents est
significativement fllus élevée dans les méioses ti1. v_d'to <lue dans les méioses
Ùl vù'ù.
Parallé1ement, les auteurs ont observé que les lJrains de flollen formés
<-ri v-Gt/w à partir d'exfll,ants de plantes haploïdes
(n = 24) sont plus aptes
à l'androgenèse conduisant à la fomation de Dlantes dites "hYDohaploïdes"
présentant des nombres chromosomi~ues variables au sein d1un même individu.
Ces nombres varient entre 2 et 24. Certaines de ces ~iantes ne sont ~lus
capables de fleurir; d'autres présentent un nouveau phé~otype: feuilles et fleurs

---

panachées, à pétale lacinié caractéristique des male-stériles. Ainsi la
situation ~n vittO peut induire des variabilités.
Ces résultats nous ont amenées à choisir un matériel possédant un marqueur
cytoplasmique, comme la mâle-stérilité cytoplasmique à laquelle correspondent
des caractères phénotypiques particuliers, par exemple: corolle laciniée,
anthères stigmatoldes etc .... Nous avOns donc travaillé sur le N~cc~Lana
ubacum variété Techné :~(Ts)' Cette variété de Tabac décrite )Jour la premiére
fois par CLAYTON (1950) ouis par TSIKOV et TSIKOVA (1971), rësulte du croi-
sement entre N.i..c.ctiavta de.bnrZY~ (parent femelle) et ,\\I.-taba.cwl'r (parent male).
li interaction du cytoplasme de N.de..bnew'_ et 'les chromosomes de ,\\I.ta.bac.!.1JI1 entraî-
nent une stérilité mâle cytoplasmique qui se transmet par voie maternelle. la
figure 13 représente les formes stigmatoides qui terminent les filets dlanthères
dont les loges polliniques sont absentes chez le Techné.
Des explants épidermiques sont prélevés des ramifications florales de
ces plantes et induits a former des fleurs sur le ,1Iilieu "Fleur" (avec iJlu-
COse et AIA). Dix à 12 jours après le début de la culture, une moyenne de
20 ~rimordia de fleurs sont formés sur chaque explant. les fleurs les plus
développées montrent 5 à 6 anthères de forme régulière dans lesquelles des gr~ins
de pollen ont été observés. Ces résultats ont été obtenus sur deux répétitions
de 96 et 48 explants chacune réalisées au printemps (,\\lars 1978). Ils nlont pas
pu être reproduits avec une autre génération de plantes obtenues en automne.
Cependant, cette possibilité de restauration de fleurs normales, bien
que non encore contrôlée, sUiJiJérerait que le cytoplasme mâle-stérile ~eut
être modifié par les conditions de culturetr1 V.LGto. Par la culture ,z.n
v-U,to de boutons floraux de Ha.r.cQJttliia. ~,,,-"SCÙl.t.1 et A~,t'tcloba. a..~t?ena, ro1AJUNDAR
(1976) a obtenu le dévelopoement ~n fleurs matures a anthères normales et
grains de pollen viables de boutons floraux prélevés dans la partie supérieure
::les i]raines de Techné nous ont été fournies par Belliard G. et Pelletier G.
du laboratoire dlAmélioration des Plantes. Bât. 360 Université de Paris-Sud,
91405-0rsay Cedex.

---

- 49 -
des inflorescences. Cette restauration de fleurs normales à rartir de boutons
floraux préexistants montre la signification déterminante du cytoplasme
dans la possibilité de restauration de la viabilité du pollen des plantes
mâle-stériles.
Les résultats négatifs que nous avons obtenus pourraient résulter du
conditionnement différent des plantes-mëres (conditions d'éclairement au
pr;ntem~s et en automne). Aussi avons-nous tenté d!étudier systématiquement
, 'influence des conditions d1environnement (éclairement, température) de
la plante-mère, et l'influence des traitements hormonaux appliqués à la
plante-mère. En effet il a été montré que des ~ulvér;sat;ons de gibbérelline
(GA 3) ou des apports de GA au milieu de.culture transforment des primordia
3
de fleurs femelles en fleurs males chez des espèces de Cucurbitacées. De
même, des apports de cuivre ont été décrits comme ayant la ca~acité de rendre
fertiles des plantes de Blé mâle-stérile (GRAHAl-I, 1975).
Il. TENTATrVES DE RESTAURATION DE LA f~LE-FERTILIT, SUR UN TABAC ~ALE-STERILE
CYTOPLAS/jIQUE
A. Traitement chi~ique ~e la ~lante-mère
1. Trait~ment des graines à la Qibbérelline
Des graines de Techné stérile sont mises à germer aseptiquement sur
un milieu gê10sé composé de la façon suivante:
Milieu de base; solution nutritive du Phytotron diluée 2 fois (SN/2) à
laquelle sont additionnés 30 9/1 de saccharose, lOG rn<J/l de myoinosito1 et
-6
-5
-4
-3
10 9/1 d'aQar. Différentes concentrations (10
~, 10
M, 10
Met 10
Ml
d'acide gibbérellique GA
sont ajoutées
3
à ce milieu de base SN/2. Un mois a~rés
la germination. les plantules sont mises en pot sur vermiculite dans une salle
du Phytotron dont la température est de 24°C constant sous 16 heures d'éclaire-
ment.
Des explants sont pr~levés sur les ramifications florales des plantes
obtenues et mi s en cul ture sur 1e mi lieu "Fl eur" .

---

- 50 -
Les fleurs formées de nova restent mâle-stériles comme celles des
plantes entières issues des iJraines traitées ~ l'acide gibbérellique.
2. Action des hormones de croissance sur la plante entière mâle-stérile
Avant la mise à fleur des jeunes plantes de Techné stérile. la nervure
princirale d'une feuille proche du sommet est trempée dans une solution
dl hormone de croissance (10- 6 ou lO-4 M) AIA, K~nétine, acide Qibbérel1ique
(GA ), AIA + Kinétine , ArA
3
+ acide gibbérellique. Kinétine + Acide gibbérelli-
que. Les ramifications obtenues sont plus alloniJées chez les plantes traitées
à la GA 3 que les témoins. Des couches minces ont été prélevées ensuite et
mises en culture sur des milieux "Fleur" contenant DU non différentes doses
de GA , les seules modifications obtenues étaient le plus ~rand développement
3
des pièces florales, la fertilité n'étant pas restaurée.
B. Influence de llintensité lumineuse et de la température
Nous avons cultivé des plantes et des explants de Techné stérile sous
des conditions d'éclairement très ëlevées (160 W.m· 2) à 24~e. A un éclairement
plus faible (100
2
'1I.m- ). nous avons testé les températures suivantes: 17"e,
24°e, 27°C. 32°e diurne/27°C nocturne. Notre but a été de tenter de repro-
duire les mêmes conditions d'environnement que celles des ~lantes-mêres sur
lesquelles nous avons obtenues aunaravant des restaurations de la fertilité
chez les fleurs mâle-stériles.
-?
L'éclairement de 160 W.m - a entraîné le jaunissement puis la nécrose
des explants. De même les différentes températures n'ont eu aucun effet,
cependant VAN DER '1EER et coll. (1969) avaient montré que des cult'Jres à une
température déDassant 30°C neuve nt rétablir partiellement une gamétoqenèse
norma le chez ) 'ai gnon (AUtwn <:e.rxt L.). LlCHTER. (1978) a restauré l a fer-
tilité mâle chez la Betterave à sucre mâle-stérile cytoplasmique par la
culture de méristèmes soumise au traitement par la chaleur (15 heures à 36~C
et 9 heures à 25"C). lei la stérilité mâle-cytoplasmique serait causée par
des virus considérés comme agents cytoplasmiques.

---

- 51-
C. Tentatives de restauration de la mâle ferti' ité sur la plante-mère par
greffes
Des greffes ont été réalisées en utilisant les différentes plantes
suivantes tantôt comme greffons, tantôt cOmme porte-Qreffe ; N~~o~ana deb~elj~.
V.t·1.bac.u.m var. Samsun Ou Xanthi t et le Techné stêril e.
Quel que soit le sens de la greffe. les fleurs formées sont mâle-sté-
riles si elles sont portées par la partie Techné stérile. et mâle-fertiles si
la partie concernée est le debneyi ou le Samsun ou le Xanthi. La fertilité n'a
pas été restaurée par la culture -lit vit.'f.O chez les explants prélevés sur les
ramifications florales issues de ces différentes greffes.
III. OBTENTION D'UNE RESTAURATION DE LA FORME DES ANTHERES .in v.ifAc
Dans certains cas, nous avons observë des changements de la forme des
anthères obtenues ~~ v~to en comparaison avec celle des anthères formées
~~ v~vo sur la plante-mère. La fréquence est légèrement plus élevée ~uand l'en-
vironnement gazeux est de 1% d'OZ et 0,03% de COZ (chambre d'assimilation). En
effet, au lieu d1être réduit au s2ul filet (sans lo]es polliniques présentant une
forme aplatie) terminé par des pseudo-stirymates comme clest 1e cas chez la plante
mère mâle-stérile, certaines fleurs fo""ées Ùt vi.Â/W possèdent des 10!]es polli-
niques. Ce11es-ci sont cependant moins volumineuses que chez les fleurs normales
male-fertiles (Figs.16 et 17 à com~arer avec la fig.18). Ces formes d'anthères
ont été décrites par SAND et coll. (1973) sous le nom d1anthéroïdes ; ces auteurs
les Ont cependant obtenues par une voie différente de la nôtre, c'est-à-dire
par des rétrocroisements entre un Tabac fertile et des intermédiaires mâle-stériles.
De plus, ~ar des expériences de fusion de protoplastes 1ssus de feuilles de Tabac
mâle-stérile (Techné) et de Tabac fertile (Samsun Ou Xanthi) BELL lARD et coll.
(1977,1978) ont obtenu des de']rés intermédiaires de fertilité.

---

- 52 -
Ces considérations nous amênent ! penser que les anthëroïdes que nous
obtenons in v~o pourraient résulter d'un certain changement du cytoDlasme
dans nOs conditions de culture. En conclusion, bien que la mâle-fertilité niait
pas êtê intégralement reproduite, une certaine restauration de forme résultant
d'une probable modification du cytoplasme, est observée.
IV. OBTENTION D'UNE PSEUDO-NEOFORMATION A L'INTERIEUR DE L'OVAIRE DE QUELQUES
FLEURS MALE-STERILE FORMEES ~" v~t'o
Nous avons obtenu sporadiquement sur le milieu "Fleur" des fleurs
formées d~ nova rnâle-stêriles présentant les caractéristiques suivantes (fi~.19):
ovaire hypertrophié avec une quasi absence du style; le canal du stYle largement
ouvert laisse apparaître des ovules; le placenta se termine par une structure
analogue à un méristème floral entouré de 4 appendices comparables à des sépales.
V. CDNCLUSION
~1algré les tentatives de conditionnement par des facteurs, soit climatirwes
soit hormonaux, ap~7iquês aussi bien à la plante-mère qu1aux explants en culture.
seul le changement de la forme des anthères (ti anthéro'ide U ). a été obtenu
,01
,)-v:.>:.-o.
Ces anthéro'ides possèdent des loges polliniques presque semblables à celles
des anthères fertiles. Ces résultats ajoutés à la production de méristème pseudo-
floral surnuméraire (au niveau du placenta) chez les fleurs mâle-stériles Z~
vitto montrent que ces dernières sont différentes (dans leur morphologie et proba-
blement aussi dans leur fonction) des fleurs mâle-stériles formées .Ùl vivo par
les plantes-mères. Ces différences pourraient résulter des multiples variabilités
induites par Tes conditions de culture .(.;1. v..{;t'to.

---

_ 53 _
TROrsIEMl' PARTIE
INFLUENCE OU FACTEUR GENETIQUE SUR LA NEOFORMATION <n vit-ta DE FLEURS A PARTIR
D'ASSISES CELLULAIRES EPIDERMIQUES ET SOUS-EPIDERMIQUES
Dlaprès les données bibliographiques, si les néoformations de cals, de
bourgeons et de racines sont relativement fréquentes, celles de fleurs ~ v~to
sont plutôt rares. pour certains auteurs, ce phénomène n'est observé que chez
des espèces indiffêrentes. Par contre d'autres auteurs ont obtenu des formations
~n v~to de fleurs sur des espèces de jours longs et de jours courts ~ condition
de maintenir les explants respectivement en jours longs et en jours courts.
Devant ces résultats contradictoires, nous avons repris systémat;~uement
cette étude en choisissant des plantes indifférentes, des plantes exigeantes
soit de jours longs soit de jours courts (Tableau 1). Nous avons vérifi~, au
prëalable~ l'importance du stade physiologique de la plante-mère chez les espèces
pour lesquelles la néoformation de fleurs ~n v~t\\O est possible. Ensuite nous avons
utilisè les hybrides issus des croisements interspécifiques entre des espèces
de jours longs et des espèces de jours courts (croisements rèalisês par TRINH)
afin d'étudier l'importance du déterminant gênétique (les expériences ont été
réalisées en collaboration avec TRINH et COUSSON).
1. INFLUENCE OU STADE PHYSIOLOGIQUE DE LA PLANTE-fIERE
Il a ëtë montrê (TRAN THANH VAN et coll. 1974) que le stade physiologique
de la plante-mère est un facteur important pour obtenir la néoformation des
Tleurs ~ v~~o. Dans ce qui suit, des stades physiologiques différents ont été
testés allant de la pollinisation à llovulation et correspondant aux repères
morphologiques suivants: fleur terminant l'inflorescence se trouvant au stade
bouton, fleur épanouie, fleur fanée Ou fruit vert. Chez les plantes male-stériles
ce stade fruit vert est remplacé par "fleur fanée Il • Chez les espèces les plus

---

favorables à la néoformation de fleurs, il a été observé que, de tous les stades
ëtudiés. seul le stade "fruit vert ll pennet l'obtention des fleurs chez 100%
des explants. Ce stade est choisi pour la suite des expériences. Pour les autres
stades. un mélange de fleurs et de bour~eons est obtenu.
II. INFLUENCE DE L'INTERACTION GENOME - GENOME
Les deux espèces parenta l es supflosées du ,V.-û1Cac.um, ,V. sy.tVe2J-tw,
,V.tomentoJ..(.,5o..'UI'r.0J (CLAUSEN, 1932), sont croisées entre elles d'une part et
chacune séparément avec 1J.~bQcum d'autre part. Toutes les variétés de N.taba~wm
testé~s régénèrent facilement des fleurs (fig.20) à l'exception de t'1aryland
l"\\3.nmoth qui ne forme que des bourgeons dans nos conditions expérimer,tales. Il
en est de même pour ,V •.Ju.tve.·).tw (Fig.21) et 'IJ. tommto.s..t5o/tm.{..~
'lui ne forment
que des bourgeons dans les mêmes conditions. Cependant l'hybride interspêcifique
N"~lf.tvrud.u!.l :( ,IJ •.tomen.-toJ.{.5c~~. bien que de jours longs, forme ..ut vJ.;tto
des fleurs chez 30~ des explants indépendamment de la photopériode appliquée
(Tableau 1). l'induct4on de la floraison de HOVC serait donc sous le contrôle
d'une interaction génome-~énome et non ~as de 1Teupériode. l'interaction entre
les génomes ,1J ..ta:bae-Uln et ,IJ.Juive2J::'t.Z..s Ou ,1J.taoae-W1I et ,IJ.tomen.toJ.{{cJunA..J détermi-
nerait une aptitude à la régénération florale intermédiaire
entre celles de
chacun d'eux ;Jris séparément. Ainsi ,IJ •. tabac.wn·( N.,syù'e6t,'U..s et \\J.ta.bae-w'l.'( :1J.t~''''e..n­
tOJ..t]Oltm.W conduisent respectivement aux ?ourcenta~es de 60Ç~ et 7S~~ de nëofor-
mation de fleurs comparés à 100% pour ,1J.ta.baC'.utI var. Samsun et 0"; pour l.J •.5uf.-
ve,).tus et N.tomentcJ-i.50.'U7!..LL Oes résultats voisins sont obtenus !'Jour 1J.,I'J{umba.g..t-
i1..t 5oLi..a , ,IJ.plwnbaghvi.gcli.a. :( ,IJ. s(j.tvut"-<--6 et N.,'Jwba,}ùu.5ci.(Q .'( ,1J.:tome.n,..t~'.~.(-
5o~J (Tableau 13). Ce type d1interaction pourrait auss': conditionner le carac-
tère direct (ni tige ni feuilles intermédiaires) Ou indirect de la diffërencia-
tion florale. En effet chez ~1.d.ebne~l-i. et ,IJ.'Ju.unba0.lM~c,tlêt au lieu de fleurs
directes sont observées des pousses devenant florales seulement a~rès la forma-
tion de 5 à 6 feuilies (Fig.22). Par contre,chez (lJ.de.bne~(-i. x ,IJ.w.ba.e-um; x l.J._tlba-
c.wn et\\Lpiwnbagùu:. JoUa .'(IJ "~lfÙ'e.J:t't<'J des f1 eurs sont formées directement à
la surface de l'explant.

---

Ill. INFLUENCE DE L'INTERACTION GENor'lE - MILIEU
Sur le milieu
"Fleur" (Tableau 12), certains génotypes ne
peuvent former que des bourgeons: N.~abac~~ var.Maryland Mammoth , N.~ta,
,1J • .6 ff{.\\.!eA-t'U..~,
,\\,J. ptumba.gA..rU.- ~oli...a. .'( N•.tome.lU:o~.L5o)t ..nw, N.;to me.rtto.6'<' ~O!t:m.{._~
et L 92 x :'J"~IJf..v~!J;t'Li.-5. Par ailleurs, dans les mêmes conditions, les couches
minces de N.,tuAti~a ne forment ni cal nroliférant ni bourgeon ni racines ni
fl eurs.
Ces derniers résultats nous ont conduits à modifier la comnosition du
milieu de culture par la nature et la concentration de 1 1auxine et de la cyto-
kinine (Tableau 13). Parmi les génotyoes mentionnés précédemment et mis en cul-
ture sur le milieu modifié, seul N.,'tMUCa. se révèle être canable de former des
fleurs quasi directes (après la formation de 2 bractées) aux concentrations équi-
-7
-7
molaires d'ANA et de BA de 5 x 10
et 3 x 10
M (Fig.23).
IV. CONCLUSION
Pour les génotypes favorables à la régénératüm de fleurs.·le fait
de s'écarter faiblement du stade physiologique optimal de la plante-mère
entraîne soit 11annulation du programme "Fleur" soit la formation de bourgeons
végétatifs mé1an~és aux fleurs. Par ailleurs la capacité de différencier de ~ovo
des fl eurs est révél ée ~ll1 v..Lt>'to chez des expl ants dl hybri des de jours longs
indépendamment de la photopériode appliquée. Il semblerait donc qu'il n1y ait pas
une re1ation étroite entre l'exigence photopériodique de la :Il ante-mère et
l'inaptitude à la rëgénération de fleurs chez 1'JJ..c.o~tl.;.na. De plus les espèces
indifférentes considérées ne :,Jermettent pas toute la diffêrenc;ation d~ (lOl/O
de fleurs. Ainsi une commande d'ordre Qénomique se substituerait à l'eupériode
dans le déclenchement de l'orlJanogenèse florale.

---

rA8LEAIJ 12. Comparaison de la potentialité de néoformation florale de différents génotypes de N,teaU.ana sur le U1ilieu"fleur".
(Plantell-l1ll2rt!s au ::;tadt! "fruit vertU Ou "fleur fanée").
~----------------------------,%r-;dï'"l
exp lants formant des
Espèces, variéléll d
hyhr idt!::i
l~lellrs
Pousses feuillées
Bourg~ons
florales
-
N. tauaetu" var.: W 3~
100
a
a
Samsun
100
a
a
Xan thi
100
a
a
Lacerata
82
a
1"
Maryland Hallulloth
a
a
100
N.1Lu!ot..iea var. Brasilia
a
a
a
N.aliLta.
a
a
100
N. d~bll~!Ji
a
100
a
N. f-ltwlluafl,i.nt6 aLliI.
a
100
6
N.6ljfve.!>im
a
a
100
N.t ollll!nto 6i6oJtJll-U
a
a
100
N.6ui'.veAfJlÙ X N. tOJllento,~i.6vJtm.LJ
la
a
70
N.-taLaeum var,Samsun x N.l.UEvMtl'tw
60
a
40
N. taOa.cwn var. Samsun x: N. talll{')l to~i.6oJlIlJ Ü
75
a
25
(N.deuueyi x. N.-labncwu) x N.-lal.xwulII
100
a
a
N.pfl.tJlluagint6otùt x: ~Ueve6-l!tw
la
a
90
N.plllllluag'--ttt6otin. x: N. tom(lllto~i.611Jt ..lJliA
a
a
100
(N.6wlvealetl6 x: N. tnuactull) x N.lflUac./wl (=- L 92)
89
a
Il
1. 92 x N.6!JeVi!-!>fJlt,~
a
a
100

---

fARlEAU 13. Influen~~ de l'auxine et de la cytoklnlne sur la différenciation IllOrphogênétlCJue de. tlOVO de (Iuelques ~p.notype9
de N,icoutltHI.

---

DISCUSSION ET CONCLUSIONS GENERALES
De nombreux résultats (TRAN, TRINH 1978; TRAN THANH VAN 1980, 1980a et b)
ont montré que sur un certain nombre d'espèces Ni~c~~a, Begonia, N~oca­
lyx, To~e~ et plus récemment r~ophoc~tp~~
(TRINH et coll. résultats
non publiés) les 90tentialités morphogénétiques sont plus faciles à rêvêler
chez les couches cellulaires minces que sur les fragments d'organes. De nombreux
facteurs peuvent influencer cette expression morphogénêtique : environnement,
et cytoplasme.
1. Contrôle par les facteurs de 11 environnement
ct.
T.tctM,5e.-'tt de.~ e.xplanC'!' du. m.{.L{.e.Ll "U.WA" ,.suA miLi.e.u. "~ac.-Ùte.rr
~~oqu.eme.~ : Tronc commun des programmes or~anogénétiques
Dans nos conditions expérimentales, quelle que soit la durée du sejour
des expl ants sur le mi 1 i eu "Fl eur" 1 1es raci nes sont toujours formées une foi s
les explants transférés sur milieu "Racineu • La capacité rhizogène n'est donc
pas affectée dans ces conditions. HA NSOC (1975) a montré qu'à partir
de 5 jours de culture sur le milieu "Cal" contenant du 2~4 D 1 les explant5
sont incanables de former de /LOva des racines lorsqu'ils sont transfér€!s
sur
le milieu "Racinell •
r1 a été montré que le 2-4 D inhibe des potentialités
organogènes ultérieures. Autrement dit 111 'état cellulaire" des explants condi-
tionnes sur milieu "Fleur" est moins incOOlDatible avec "l'état cellulaire"
devant permettre la réal isation du programme "Racine".
Lorsque les explants sont transférés du milieu "Hacine" sur le milieu
"Fleur", aucune formation de fleurs n'est observée après 12 jours alors que
d'après les travaux de HA NGOC (1975), les cals âgés de 5 jours ne sont pas
capables de genèse florale. Réciproquement, le milieu "Racinell exclue moins
que le milieu "Cal" à 2-4 D.
Dans nos experlences, les perturbations de ~rogramme induites par
des transferts de mi lieu (Fl eur ~Rac; ne) sont généra l ement accomoagnés de
la formation de bourgeons. En général, l'ensemble des données bibliographiques

---

- 59-
montre que les génotypes soient favorables à des régénérations d'oraanes
.Ln. vJ..t.w, l es progralTUTIes ca 1t bourgeons ou rac; nes sont les plus fréquelMlent
obtenuesj par contre, les embryons et les fleurs sont relativement plus rares.
On peut émettre l 1 hypothèse que les programmes cal et bourgeons ont entre eux
une ~rande partie commune (tronc commun). Les programmes Fl~jrs et Racines
présentent aussi un tronc commun mais plus réduit. Le fait que sur certain
milieu nous pouvons obten~r la néoformation simultanée de Fleurs et de Racines
(non discuté ici) prouve que l'antagonisme racine - fleur nlest pas un phénomène
9énéral (MIGINIAC, 1971).
Le rapport auxine - cytok;nine contrôle la nature (racines ou bourgeons)
organes néoformés (SKOOG et coll. 1957). Dans nos systémes expérimentaux où
nous avons montré qu1en plus de ces deux programmes, il a été possible d'induire
sur commande d'autres types d'organes (fleurs, racines ou pseudoembryons .. ),
nous avons mis en évidence l'importance capitale d'autres facteurs: - dans
le contrôle morphogénétique la qualité et la quantité des carbohydrates utilisés
(30 9 de glucose pour le programme fleur, 10 9 de saccharose pour le programme
racine) la lumière, et l'obscurité, les caractéristiques physiques du substrat
(COUSSON,1980).
b. In,~lLLenc.e de t' env.C'tIJ!1nement: gazeu.x ,S~t e.' oléganogenè5e .en vd·'tQ
Nous avons vu qu1une faible concentration en oxygène (l~) était plus
favorable à l'organogenèse in v~tto qu1une concentration relativement élevée
(85%), ceci est vrai quelle que soit la concentration en gaz carbonique (0,03%
ou 0,1%).
Dans nos conditions expérimentales, les explants étant exposés en
permanence à la lumière, nous pouvons admettre qu'ils sont ie siè~e, à la
fois, de la photosynthèse et de la photorespiration qui peut être très impor-
tante. En effet, il a été montré que la photorespiration peut être 5 fois
plus intense que la respiration a l 1obscurité chez. les feuilles de Tabac
(plante de type C3).
Toute organogenèse implique synthèse de natières. Il se pose donc le
problème d'énergie et de substrats nécessaires à cette synthèse. L'énergie
peut être fournie à la fois par le fonctionnement des chaînes respiratoires et
par la lumière. TREGUNNA et coll. (1966), POSTUKA et coll. (1968) ont montré

---

que l 1effet de 11 intensité lumineuse sur la photorespiration est négligeable
à la concentration de l à z~ d'oxygène et augmente pour des concentrations plus
élevées. D'après ces données, on pourrait penser ~ue dans nos conditions exné-
rimentales, la photorespiration serait beaucoup plus importante à 85% d'OZ
qu'à 1%. De plus, la phOtosynthèse se trouve inhibée aux concentrations élevées
d'oxygène, ce qui pourrait expliquer le nombre réduit d'organes formés flar
explant.
Les résultats obtenus ici montrent l 1 importance de la photosynthèse
sur 1'orientation d'un programme morphogénétique. Ces résultats devraient être
complétés par des mesures de Oz et CO
au cours du temps pour chaque
2
~rogramme
morphogênétique (programme en cours, collaboration entre les é~uiDes TRAN et
CDRNIC).
c.. 1111'-we.nce. de la. lwn{i"e.!.L:!t la. moJtphogenè-H.
Chez le N;c.c~la.na. taba.cum var.Samsun il a été montré que la valeur
du niveau d'éclairement dans certaines limites stimule la néoformation rle
fleurs. pour d'autres valeurs plus élevées, l'inhibe.
Par contre
dans notre équipe, VILMAZ a montré que le pourcenta~e de
1
cotylédons formant des bourgeons augmente avec le niveau d'éclairement chez
le Douglas alors que les couches cellulaires minces de Tabac nécrosent ~
160 W.m- Z, les cotylédons de Douglas restent très verts et forment de nombreux
bourgeons. Ces résultats montrent que les caractéristiques physiolo~i~ues
propres à chaque matêriel conditionnent leur exigence en lumière.
En effet des résultats apparemment contradictoires avaient déjà été obtenus
par d'autres auteurs (BEAUCHES~E,1966;BEAUCHESNEet coll.1966;BE~G~ANN etcoll.1966;
WEIS et coll., 1969; SEIBERT et coll., 1975) étudiant l'influence des 10n'1uJ:!urs
d10ndes ~ur la croissance du cal de Tabac et sa capacité caulo~ène. Ces auteurs
nlont pas appliquées les mêmes intensités lumineuses au ~ème niveau quantique;
de plus les bandes passantes les plus étroites varient de ZO à 95 nm.
BORTHWICK
et coll. (1952) ont cependant obtenu des résultats plus précis: entre 660 et
670 nm, 50t de graines de La.c.tuca. Ja.t~va. L. germent; par contre entre 710 et
730 nm la germination est inhibée
chez 50~ des graines. DELBRUCK et coll.
(1960) n'ont observé aucune croissance ni tropisme des sporangiophores de
Phy~cmyc.z~ à 280, 335, 455 et 485 nm (bande passante de 5 à la nm),

---

2. Influence du génotype sur la néoformation florale
Llanalyse comparée de la potentialité de néoformation florale à partir
dlassises cellulaires déjà différenciées (épidermique et sous-épidermique)
est effectuée en relation avec des facteurs intrinsèques de la plante-mère:
son stade physiologique, son exigence photopériodique et son génotype.
Pour les génotypes favorables à la régénération de fleurs, le fait de
slécarter faiblement du stade physiologique optimal de la plante-mêre entraîne
soit llannulation du programme "Fleur" soit la formation de bourgeons végétatifs
mélangés aux fl eurs. Dlaprès des analyses biochimiques effectuées sur des plantes~
mères ·IJ.ta.ba.c.um, CABAN~E et coll. (1977) ont montré que la composition en phé-
nolamines varie avec les stades physiologiques de la plante-mère. THORPE et
coll. (1978) ont montré que les concentrations endol)ènes en isoperoxidases
varien~ en fonction du stade physiolol)ique de la plante-mère et en fonction de
la localisation de llexplant le long de la tige. De mèrne un gradient de proline
(VALLEE et coll. 1969) a été mis en évidence. Des teneurs endogènes précises
en ces composés, entre autres. pourraient éventuellement conditionner les proces-
Sus de différenciation florale ..in vi....t..w.
La capacité de différencier de. flCL',] des fleurs est révélée ..in v{.,.t'to
chez des exp1ants dlhybrides de jours longs indépendamment de la photopériode
appliquée. Il semblerait donc qu'il nly ait pas une relation étroite entre
11 exigence photopériodique de la plante-mère et 11 inaptitude à la régénération
de fl eun chez ,\\J..icoi:-i.a.I!a.. Oe plu s l es espèces ; nct ifférentes cons idérées ne
p~rmettent pas toutes la différenciation de nOVO de fleurs. Ainsi une commande
d'ordre génomique se substituerait à l reupériode dans le déclenchement de
l 'organogenèse florale.
Panni les génot:,?es étudiés, seul le N..'tM-ti.C.'1 Drésente une interaction
génome - milieu détectable dans nos conditions expérimentales. Bien qulétant
un génotype réfractaire à toute régénération sur le m4lieu "Fleur", il est pos-
sible de lui faire différencier des fleurs sur dl autres milieux. quoique le
pourcentage de néofo~ation soit encore relativement faible. HILL (1965) a montré
que les conditions de l'environnement peuvent induire chez la lignée 16 de
N.~u~tlC.a. des changements phénotypiques héréditaires. la production de génotro-
phes n'est cependant observée que chez de rares espèces végétales
nlayant pas
sUDi de sél~ction intense.

---

• 62 -
Par ailleurs, la potentialité de néoformation florale expr1mee chez 100%
dès explants de ,1J.ta.ba.c.um et absente chez chacun des parents (N.&lJlv~,tu..o et
N.tomento&~Sor~~) ne renfermant qu'un seul type génomique, suggère que certaines
interactions entre les deux génomes contrôleraient l'expression morphogénétique
de 110\\.10. L'induction -<'1'1 v.i,t'tO de la néoformation de fleurs chez' 'hybride
de jours longs ,1J,-5ljlvutJr.-0!J :t ,1J •.tomen,to~J.5o!l.m-<..61 confirmenit cette hypothèse.
Le pourcentage encore faible (30% des cas) pourrait s'exp\\iquer par le phénomène
de "pénétrance" (MURFET, communication orale). Un certain temps de coexistence
des deux génomes (obtenu par autofécondations successives) serait nécessaire
pour l'ex press; on intégra le des interactions génomiques. Une mei 11 e~re i nterac-
tion génomique serait réalisée chez les individus issus du croisement entre
,I,J.ta.ba.c.um avec soit ,v •.~tjlVr?-5tJU..5 , soit 1I,J.tome.n.to·~·i..10,'l.m-<'~. Une telle interac-
tion n'est cependant pas optimale si on la compare à celle réalisée chez
~.~bacum var. Xanthi, Samsun ou W.38 (Tableau 12). PREVOT (1939) sur l 'héri-
tabîl ité du caractère "bour!]eonnement" de différentes espèces de Begon.ut
suppose que:
1) si aucun de deux parents n'a la faculté de bourgeonner, 1'hybride
qui en résulte ne la possède pas non plus:
2) si Un des deux parents possède cette faculté, 11 hybride la possède
aussi.
La floraison de. nOve chez llhybride interspécifique N•.5Ulvr?-5.t'tt.5
:t::.
.1J •.tome.nto,~-i..5o,'l.m-i..-,~ et SOn absence chez N.ptu.mba.g,ùu.. )oL<'a. x ,\\J. tame.n,to-5L"ioJt'TI,w
ou chez L 92 x N.~t~Ve~~G~5 infirment cette dernière hypothèse.
Llinfluence du cytoplasme sur l'expression morphogénêtique d~ ncvo
est montrée chez lYC.Ope..'L.5.f..c.um e.5Cu.e.e.ntwn. En effet. OHKI (1976), partant de
deux esnèces présentant des aptitudes différentes au bourgeonnement ~n vittc,
effectue les deux croisements réciproques, Oans ces conditions llhybride résul-
tant ne peut régénérer intenSément des bourgeons que si le parent femelle choisi
possède la plus arande aptitude à bourgeonner. Par contre, chez l'hybride
(I,J.de.bne~';.. :t::.1J.ta.bac.um) x ,\\J.taba.cul"l, la néoformation directe (sans ti:Je ni
feuilles intermédiaires) de fleurs serait sous le contrôle nucléaire du parent
mAle 1J ..ta.bac.um • En effet. les eXf'lants ~ssus du parent femelle ,1J.d.e.bn.e.y-<' ne
forment de. nove des fleurs qulaprès une phase végétative.

---

_ 63 •
En conclusion, les résultats divergents mentionnés dans la littérature
pourraient trouver une explication dans 1lhypothêse d1un déterminant génomique
de la capacité de former de nOVQ des fleurs. Certains génotypes tels le
To~enia ou le Ginseng peuvent 11 exprimer indépendamment du stade physiologique
de la plante-mère, d'autres ne peuvent l'exprimer qu'~ la condition que soient
réunies les circonstances d'une induction florale en cours de réalisation
ou déjà acquise. pour d1autres génotypes encore, tel N.~~ea, le milieu de
culture peut dans une certaine limite en moduler l'expression.
3. Mise en évidence des variations dans 11 interaction cytoplasme-génome
chez une variété de ~~CO~ta~a mâle-stérile à l laide de culture
.i.n. v,L.t'to
Nos résultats ont montré que les conditions de culture ~n v~'tO
provoquant une certaine décorrélation, ont conduit à l'obtention sinon d'anthères
fertiles (phénomène répété mais non retrouvé) du moins une restauration de
la forme simulant les anthères fertiles. On peut comparer les résultats de
transformation obtenus ~n. v.t:t.'to aux changements de formes obtenues par d'autres
auteurs. En effet, par l'introduction du cytoplasme mâle-fertile (BELLIARD
et coll. 1978) ou par des perturbations dans 11 interaction cytoplasme Ve.bl1ey~
et noyau taba~ (var.Kupchunos, SAND et coll. 1973), des chanoements analogues
de formes d'anthères ont été décrits.
Quant à 11 0 btention sporadique d1anthêres fertiles, nous pourrions
évoquer l'éventualité dlune population particulière de pÎantes-mêres de départ
qui bien que phénotypiquement m~le·stérile posséderaient encore un éléMent
chromosomique rémanent de fertilité de Debneyi. Nous nous sommes basés en effet
pour cette hypotnêse sur les résultats de GERSTEL et coll. (1978) '"l'IÎ a détecté
un satellite provenant de mâle-fertiles lors des rétrocroisements et qui
conditionne le phénotype intermédiaire.
Nous avions souhaité continuer nos experlences sur les mâle-stériles
en utilisant des intermédiaires issues de fusion de protoplastes (BELLIARO
et coll. 1978) afin de tester cette hypothèse. Malheureusement, ces intermédiaires
niant pas pu être mis à notre disposition, Ils nous auraient permis de tester
expérimentalement les différentes bases possibles conditionnant la mâle-stérilité

---

mettant à profit toutes les techniques disponibles possibles au service d'une
expérimentation complète.
Quoiqu'il en soit, nos résultats confirment une fois de plus que
des décorrélations liées à l'excision des organes (préalable à la culture
~n vi~o) et les perturbations dues à la composition du milieu de culture (fac-
teurs trophiques, hormonaux et minéraux) peuvent être considérées comme étant
impliquées dans les variabilités observées en culture ~n vLt~o. Les résultats
de SI81 (1974), de 8UNISSET-BERGOUNIOUX (1978) et les "hypohap]oides" (TRAN
THANH VAN et TRINH, 1978) démontrent la part du cytoplasme dans ces variations.
Selon DEMARLY (1972), la structure cytoplasmique d'une cellule donnée dêpend
des "signalisations l1 des cellules voisines, des corrélations réqulatrices internes
du végétal, du métabolisme lié à la température externe, à la saison (longueur
du jour) et au milieu trophique. etc ... De nombreux résultats ont laissé penser
que des changements du contexte êpiqénétique pourraient entraîner un fonctionne-
ment différent du génome. On peut citer les cas d'hétérosis et les restaurations
de forme chez les anthèroïdes révélés ~n viU~o ainsi ~ue les capacités embryo-
génét iques des gra i ns de po 11 en formés .Ln vix.....o à parti r des cel1 ul es-mères
haploïdes. Dans ce dernier cas il a même été démontré que les appariements ~n v~tko
des chromosomes homéo1ogues sont différents de ceux de la méïose .in vù'o
(TRAN THANH ~AN et ïR!NH, 1978).
Pour un approfondissement de notre travail, il serait souhaitable
de développer l'étude des variabil ités induites en culture -Û1 v.t.t..'to sur des
matériels offrant des marqueurs phénotypiques adéquat (fertile, mâle-stérile
et leurs intermédiaires). Le contrôle de la morphogenèse par l 1 atmosphère gazeux
a besoin d1être approfondi et complété par une étude analytique (mesures de CO 2
et de 02 au cours du temps pour chaque programme) afin de mieux établir, les
interférences photosynthèse - respiration. Il serait intéressant également d1ap-
profondir l'influence de l'éthylène (déjà entreprise dans l'équipe).
Quant à la lumière, il serait important d'entreprendre des expériences
complémentaires utilisant des bandes Dassantes étroites offertes par l'i11umina-
teur spectral (mais si possible à une énergie plus élevée). En nous basant
aussi sur les résultats de COUSSON, nous pourrons ainsi mieux délimiter les ~hases
critiques durant lesquelles la lumière est un facteur déterminant dans la néofor-
mation de fleurs. LI importance de l 'éclairement sur la photomor~hogenèse a fait

---

110bjet de nombreux travaux. Sur le Che.napocU:.um OOiII~d'Je/t'1lWIT en particul ier
(JACQUES et co 11., 1976), l' inducti on f1 ora le et 1a cro; ssance des entreMeuds
sont SOus la dépendance de la lumière par l lintermédiaire d'un photorécepteur,
le phytochrome. Il a été montré ~ue si ltentrenoeud est éclairé directement,
le rouge sombre a un effet spécifique et différent du rouge clair sur la stimu-
lation de la croissance. Dans nos expériences, l'élongation des entrenoeuds
est plus importante dans le jaune et le rouge. Ce sont des critères très impor-
tants pour mener une analyse au niveau biochimi~ue (perméabilité membranaire,
absorption de sucres~ dl hormones etc .. ).
En conclusion, notre analyse a permis de mieux situer, au niveau ~hy­
siologique, llimpact d'un facteur unique (la lumière) sur les changements des
programmes morphogénétiques subis par une assise de cellules cyto100;quement
différenciée au départ. Un déveloPDement de la oartie consacrée au gaz va
nous permettre de mieux déterminer l 1 importance de l'un ou 1lautre des compo-
sants , CD 2 Ou ° , de l
2
1 atmosphère
sur llorganooenèse.
les systèmes de couches minces sont un des rares systèmes dont dispose
la communauté scientifique ~our étudier les bases biochimiques et moléculaires
de la régulation de l 'organogenèse
(THORPE, 1978 a et b, 19S0).

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- 55 -
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PLANCHE
r
Figs. 1,2, 3, 4. Chambre d'assimilation: Influence de la concent)"'ation en
~xygêne (OZ) et en ~az carbonique (C02) sur la nêof,rmation de fleurs
a partir d'explants de ~.tabacum var.Sa~sun.
~oter l'intensité d'or'Janogenèse nettement plus élevée sur la figure 2
que sur les ii~ures l et 4.
S : Samsun
1,5: Techr1é:
(V.dd:meJ-i:t IJ.Lrb,,-cwn) x ,1I.taba.w'11
Ln: hybride LilJnée 92: (\\I.~t.<a.\\/wietn :( \\.1:a..oc_c.u.~) x \\1 •.~al:a.c.:.J.m
Fig.l: O - 8~~ . ~O
- 0 0"
2 -
"'"
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2 -
• _.0
Figs.2 "
J'
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. 02 • l' ,
). CO
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2
~3o/
"J,",.;"
;=-jg.4: Témoin (air atmosrhêrique: J~ =')1"
ra
- "
.., 2 :: C,03~6).
Fi].:. ~éoformation de fle!..irs dans des tuoes fennés 1Jdr diff~re~ts tyoes de
bouchon 5 .
~ : JOucnJn en bakéli:e plus ou moins hermêti~ue
format4on sporadique
de fl eurs.
b :: boucnon en caoutchou~ hermë:i~ue : Tëmoin avec formation dE cal blanc,
de nombreux cour~eDns. nombre de fleurs réduit.
e = bou~hon mëtallique nOn hermétique,

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PLANCHE
Il
Figs.6, 7, 8 et 9. Tubes avec bouchon hermêtique en caoutchouc. Influence de la
concentration en oxygène (OZ) ~t gaz carbonique (COZ) sur la nëoforma-
tian de fleurs à partir d1explants de N.taba~um.
1%
(a)
CO :
2 0%
20%
(b)
85%
(c)
1%
(d)
CO : 0,03%
20%
(e)
2
85%
(f)
O2
1%
(g)
CO : 0,1%
2
O2
20%
(h)
O2
85%
(i)
er
j = 1
témoin, bouchon métallique non hermètique
k = Zème témoin bouchon hermétique en caoutchouc.

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PLANCHE
III
Figs.l0 et 11: Influence de la qualité de la lumière sur la néoformation de
fleurs.
Fi9·1O:
a = témoin (Eclairement 55 W.m- 2 )
b = filtre Jaune
c = fil tre rouge
d = filtre vert
e = obsclJri té
f = filtre bleu
9 = témoin sans filtre
~oter la formation des fleurs chez les témoins a , le développement
plus important des entrenoeuds de 1 'inflorescence dans les
conditions b et c.
Fig.!l
Autres échantillonnages dans les mêmes conditions.

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PLANCHE
IV
Fig.12. Morphologie des fleurs de 2 variétés de N~~o~nQ.
Ts = variété mâle stérile Techné issu du croisement (N.debney~ x N.t4ba-
oum) x N.mbacum
5 = variété Samsun.
Fig.13. Morphologie des anthères chez N~ca~nQ tabacum var.Techné (T s) et
chez N.tabaoum var. Samsun (S)
a = anthère
a ~ st = anthère stigmatoide
Fig.14. Fleur néoformée à partir d'un explant de Nicotiana tabacunl var.Samsun.
x = 45
a = anthère
Fig.15. Fleur néoformée à partir d'un explant de Nico~ana tabacum var.Techné.
x = 90
5 = sépale: p = pétale
a - pt
"an thère ll en forme de "pointe Il •

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PLANCHE
V
Fig.16. Fleur mâle-stérile néoformée à partir d1un explant de N.~aba~um var.Techné.
"ail = " an théroïde"
a - pt = lI anthère" en forme de "pointe"
a - st = Il an thère ll stigmatoïde
0
= ovaire ., p = pétale .
Fig.l?
Détail de llllanthéroide ll présentant des loges de la fig.16.
Fig.18. Fleur m~'e-stérile formée sur la plante entière de N.~abaeum var.Techné.
a = ovaire j p = pétale
s = sépale; a - st = anthère stigmatoide.
Fig.19. Méristème formé au niveau du placenta d1une fleur m~le-stérile néo-
formée.
m = méristème; av = ovules ; st ~ stigmate
a = Uanthère ll en forme de pointe
p = pétale; s = sépale,

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PLANCHE
VI
Fig.20. Formation de nOvo de fleurs (30 a 50 fleurs/explants) a la surface
de l 'explant chez Nicotiana tabacum var.Samsun.
e = épiderme. f = fleur.
Fig.21. Néoformation de bourgeons végétatifs chez ~1cotia~ ~ylv~~.
Fig.22. Formation de nOVQ de pousses feuillées florales chez NiQotJa~a deb~eyi
(la fleur est formée aprés 5 a 6 feuilles).
f = fleur ~ F = feuille.
Fig.23. Formation de nova et quasi directe de fleurs chez NiQo~ana ~~ca.
Les traits en pointillé dél imitent la dimension de l'explant.
e = épiderme t f = fleur,
B = bractée.

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