UNIVERSITE CHEIKH ANlA DIOP -
DAKAR
FACULTE DES SCIENCES
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ETUDE ULTRASTR"UCTURALE
DE LA GAMETOGENESE MALE
DE TOXORHYNCHITES BREVIPALPIS THEOBALD, 1901
(DIPTERA, CULICIDAE, TOXORHYNCHITINAE)
THE8E
présentée pour obtenir le grade de
DOCTEUR DE TROISIEME CYCLE DE BIOLOGIE ANIMALE
par
Mady NDIAVE
soutenue le 11 mai 1990 devant la commission d'examen
MM.
B. MARCHAND
Faculté des Sciences
Président
X. MATTEI
Faculté des Sciences
Examinateur
Y. SIAU
Faculté des Sciences
•
B. S. TOGUEBAYE
Faculté des Sciences
•
SOMMAIRE
INTRODUCTION
,
1
BIOLOGIE GENERALE DU MOUSTIQUE
3
MATERIEL ET METHODES
4
L'APPAREIL GENITAL MALE
8
1 - Observations
8
II - Discussion
15
LA SPERMATOCENESE
19
1 - Observations
19
A. Les gonocytes
19
B. Les spermatogonies primaires
19
C. Les spermatogonies secondaires
19
D. Les spermatocytes primaires
23
II - Discussion
33
A. Les gonocytes
33
B. Les spermatogonies
34
C. Les spermatocytes primaires
37
LA SPERMIOCENESE
41
1 - Les jeunes spermatides
41
TI - Evolution de la jeune spermatide
44
A. Le stade 2
44
B. Le stade 3
47
C. Le stade 4
47
D. Le stade 5
53
E. Le stade 6
53
F. Le stade 7
57
G. Le stade 8
57
H. Le stade 9
57
I. Le stade 10
63
J. Le stade Il
63
K. Le stade 12
63
ID - I.e spermatozoïde
68
A. Les spermatozoïdes dans les testicules
68
B. Les spermatozoïdes dans les vésicules séminales
68
Discussion
·
72
1. Les jeunes spermatides
72
a. I.e noyau
b. L'acrosome
c. I.e nebenkem
d. I.e réticulum endoplasmique
e. le centriole
f. I.e corps péricentriolaire
2 Les
' d '
éd' .
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77
.
spermati es mterm
lalres et ages
.
a. I.es modifications nucléaires
b. La manchette
c. I.e corps péricentriolaire
d. L'acrosome
e. L'axonème
f. I.es dérivés mitochondriaux
3. Les spermatozoïdes
83
LES SPERMATI-IEQUES
85
1 - Evolution des spermathèques
85
il - Discussion
91
CONCLUSION
94
BIBLIOCRAPfflE
95
REMERCIEMENTS
Au Professeur X. MATIEI, qui n'a ménagé ni son temps, ni sa santé pour
diriger ce travail avec rigueur et efficacité, je témoigne ma sincère et profonde
gratitude.
A tous les membres du jury qui ont accepté malgré leurs charges multiples
de juger ce travail, j'adresse mes remerciements les plus chaleureux. Il s'agit de
MM. B. MARCHAND, X. MATIE1, y M. SIAU et B.s. TOGUEBAYE
J'adresse ma reconnaissance infinie à tous les techniciens du Département
de Biologie Animale qui n'ont ménagé aucun effort pour me permettre de
mener à bien ce travail. Il s'agit notamment de Ed. COLY, Em. COLY, C.
CHAUVE, D. DIOUF, D. NGOM ET M. NDAO. J'associe pleinement l'agent de
service M. MBENGUE à ces remerciements. Pour la partie technique, je remercie
particulièrement Mr Y. M. SIAU pour sa sollicitude constante.
je remercie également Mr J. P. HERVY de l'Institut Pasteur de Dakar qui
m'a gracieusement offert les premières larves de moustique et m'a aidé par ses
conseils à monter un élevage.
Je témoigne toute ma gratitude aux sécrétaires E. NOOUR et R. DIOUF qui
ont réalisé la frappe du texte. Pour la saisie sur ordinateur et l'impression
j'adresse mes chaleureux remerciements au Professeur B. MARCHAND pour la
rapidité et l'efficacité sans lesquelles ce travail ne serait pas ce qu'il est
aujourd'hui. J'y associe Mr B. S. TOGUEBAYE qui nous a dépanné bien des fois
en prêtant gracieusement son ordinateur.
A tous mes collègues enseignants qui ont participé à la finition du texte. Je
témoigne avec joie, ma sincère reconnaissance. Il s'agit notamment de MM F.
BA, N. LEITE, MM O. THIAW et O. FAYE qui ont toujours été pleins de
sollic.itude.
Je remercie du fond du cœur tous ceux qui m'ont soutenu moralement et
matériellement dans les instants les plus difficiles.
A toute ma famille, plus particulièrement à Maman qui a su avec patience
être à la fois une mère et un père ainsi qu'à son frère M. CAMARA qui a guidé
mes premiers pas à l'école, je dis tout simplement merci.
1
INTRODUCTION
La spermatologie se révèle comme un outil important pour la
connaissance de la phylogenèse des animaux en général et particulièrement
des insectes (Baccetti, 1978).
Les études concernant les Diptères sont nombreuses et vanees.
Cependant malgré leur importance médicale capitale, les moustiques
demeurent peu étudiés en microscopie électronique par rapport aux autres
Diptères.
C'est Nuii.ez (1963) qui pour la première fois entreprit une étude
ultrastructurale sur le flagelle de Culex
pipiens. Le même genre de
moustique a été par la suite étudié par Breland et al. (1966) et Phillips (1969b,
1970, 1971b, 1974a). Le genre Aedes a été étudié par Breland et al. (1966),
Clements & Porter (1967), Phillips (1966c) et Dallai et al. (1984). Des études
ont été également effectuées sur le genre Anopheles
par Breland et al.
(1966). Le genre Toxorhynchites
est étudié en microscopie électronique
pour la première fois par Justine & Mattei (1988).
Ces études qui ont permis d'explorer les 3 sous-familles des
Anophelinea, Culicinea et Toxorhynchitinae sont restées cependant dans
chaque cas toujours limitées. Ainsi à notre connaissance aucune étude
globale n'a jusqu'ici été entreprise chez les moustiques dans le domaine de
la spermatogenèse.
Le moustique Toxorhynchites est un animal de laboratoire qui à cause
de sa taille relativement grande (Pl. lb) et de son élevage facile, présente des
avantages considérables dans le domaine de la recherche médicale. Il peut
être en effet d'un grand apport dans les infestations expérimentales en
virologie par exemple. Ce moustique n'étant pas piqueur, son utilisation est
sans risque de contamination au sein des laboratoires.
Il s'avère donc utile de connaître à fond cet insecte. Cette connaissance
permettrait notamment de posséder un précieux outil de référence par
rapport à d'éventuelles modifications obtenues suite à des manipulations
expérimentales. Pour contribuer à cette connaissance, nous avons décidé
d'étudier étape par étape la gamètogenèse mâle de ce moustique.
Nos observations ont été effectuées en microscopie photonique et en
microscopie électronique. Nous avons ainsi étudié successivement
l'appareil génital mâle, la spermatogenèse et les spermathèques.
Planche 1
Figure a : Cages d'élevage: A indique une cage faite avec du tissu léger et B.
indique une cage faite avec un grillage synthétique. X 0,08.
Figure b : Deux T. brevipalpis mâles (0) et deux T. brevipalpis. femelles (0).
La flêche indique un culex. X l,S.
Figure c : Tête d'un T. brevipalpis mâle. X 15.
Figure d : Tête d'un T. brevipalpis femelle. X 15.
B
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3
BIOLOGIE GENERALE DU MOUSTIQUE
1 - Systématique
Le moustique Toxorhynchites
appartient à la sous-famille des
Toxorhynchitinae qui avec les Culicinae et les Anophelinae constitue, la
famille des Culicidae. La sous-famille des Toxorhynchitinae comporte
'actuellement un seul genre subdivisé en sous-genres Ankylorhynchus
(4 espèces) ; Lynchiella (3 espèces et 3 sous-espèces) et Toxorhynchites
(46 espèces et 2 sous espèces).
2 - Ecologie
Au Sénégal, les moustiques du genre Tqxorhynchites sont essentiel-
lement rencontrés dans la région de Kédougou qui à cause de sa végétation
et de son relief est un espace clos par rapport au reste du pays. En effet les
milieux isolés et hùmides sont les endroits les plus favorables au
développement de tels moustiques.
Dans la nature, les larves prédatrices se rencontrent dans les trous
d'arbres remplis d'eau de pluie. A cause de leur forte tendance à la
prédation, il est rare de rencontrer plus d'une larve par trou. Les larves
détruisent également systématiquement toutes les autres larves de
moustiques. Ces larves peuvent atteindre 15 mm de long. Les moustiques
adultes ne piquent pas. Ils se nourrissent de sucre tiré des végétaux.
3 - Elevage
Au laboratoire, les moustiques s'élèvent facilement dans des cages
conçus à cet effet (Pl. la). Leur nourriture consiste en une solution sucrée à
165 g/l soit 36 morceaux de sucre par litre. Cette solution est présentée aux
moustiques, imbibée dans du coton hydrophile. II est nécessaire de changer
la préparation tous les 2 à 4 jours à cause surtout des moisissures.
La température des élevages doit être bien surveillée. Les températures
de plus de 30 oC entraînent une forte mortalité. Les températures
inférieures à 25 oC ralentissent et parfois empêchent le déroulement normal
de la reproduction. Nous avons ainsi pu constater en dehors de ces limites
de température, une vie larvaire prolongée malgré une nourriture
suffisante. Dans le cas d'un refroidissement, nous avons recours à un
radiateur qui permet d'élever la température. Un linge trempée d'eau
déposé sur le radiateur permet également d'élever l'humidité dans la salle.
Un hygromètre à cylindre enregistreur (J. Richard) permet de contrôler
l'humidité. Les valeurs optimales se situent pour les températures entre
25 oC et 30 oC et pour l'humidité entre 70 % et 90 %.
4
4 - Le cycle de développement
Les moustiques commencent à se reproduire 2 jours après leur
éclosion. Le moustique femelle pond ses oeufs à la surface de l'eau contenue
de préférence dans un récipient à fond sombre.
Pour déterminer la durée et les différentes étapes du cycle, nous avons
choisi 6 lots d'oeufs issus chacun de pontes différentes. Nous rapportons
dans le tableau 1, l'évolution des 6 lots. Les résultats du tableau 1 montrent
que les oeufs commencent à éclore après 48 heures. Le développement
larvaire comporte 4 stades. Les 3 premiers durent chacun en moyenne 48
heures. Le 4eme stade un peu plus long dure 4 jours en moyenne. Les larves
muent pour passer d'un stade à un autre. La dernière et 4eme mue aboutit à
la nymphose. Celle-ci dure en moyenne 8 jours. L'éclosion intervient en
moyenne au bout de 6 jours. Le cycle dure en moyenne 21 jours au total.
La durée de vie des moustiques est variable. Nous avons gardé
plusieurs lots de moustiques mâles et femelles pendant 2 à 4 mois. Dans
une même génération, la population femelle disparaît en premier lieu. Au
delà de 2 mois, les rares mâles restants ne sont plus actifs.
MATERIEL ET METHODES
A - MATERIEL
Les larves de moustique nous ont été fournies par l'Institut Pasteur de
Dakar dans un premier temps. Nous avons pendant toute la durée de nos
recherches (36 mois) monté un élevage dans le laboratoire d'Ecologie du
Département de Biologie Animale de l'Université C.A. Diop de Dakar. Le
moustique Toxorhynchites est relativement gros par rapport aux autres
moustiques (Pl. lb). Les mâles grâce à leurs antennes plumeuses se
distinguent facilement des femelles (Pl. 1 c et d).
B-METHODE5
1. - Dissection
Les moustiques sont anesthésiés dans la chambre froide du
réfrigérateur pendant 2 à 3 minutes. La dissection s'effectue dans l'eau
1
physiologique (Nacl 9 0/ 00) ou dans le glutaraldéhyde. Nous avons constaté
que la dissection dans l'eau physiologique était plus aisée. Les moustiques
sont épinglés sur le dos dans une Boîte de Petri dont le fond est recouvert
d'un tapis en caoutchouc. L'abdomen est ouvert sous la Loupe Binoculaire
et à l'aide d'instruments de microdissection.
Tableau nO 1: Cycle de développement de Toxorhynchites brevipalpis
Stades de
Lot nO 1
Lot nO 2
Lot nO 3
Lot nO 4
Lot nO 5
Lot nO 6
dévelop-
pement
Oeufs
11-03-89
05-04-89
17-04-89
28-04-89
18-05-89
25-03-89
Stade 1
14-03-89
07-04-89
19-04-89
30-04-89
20-05-89
27-03-89
2j
2j
2j
2j
2j
2j
Stade II
16-03-89
09-04-89
21-04-89
03-05-89
22-05-89
28-03-89
2j
2j
2j
3j
2j
1 j
Stade III
18-03-89
12-04-89
23-04-89
05-05-89
24-05-89
30-03-89
2j
3j
2j
2j
2j
2j
Du 08-05-89
Du 31-03-89
Stade IV
23-03-89
15-04-89
26-04-89
Au 09-05-89
28-05-89
Au 05-04-89
5j
3j
3j
4j
4j
6j
Du 24-04-89
Du 04-05-89 Du 17-05-89
Nymphopse
02-04-89
Au 27-04-89
Au 05-05-89 Au 19-05-89
07-05-89
13-04-89
9j
12j
9j
IOj
9j
8j
Du 29-04-89 Du 29-04-89
Du 10-05-89
Emergence
11-04-89
Au 30-04-89
Au 12-05-89
23-05-89
15-05-89
18-04-89
9j
3j
8j
4j
8j
5j
6
Les testicules se situent au niveau des 3ème et 4èmc segment, sous le
tube digestif, au niveau du lacis blanchâtre constitué par les tubes de
Malpighi. Ils sont gris ou jaunâtres ce qui les rend difficiles à observer. Ils
sont au nombre de deux. Ils sont reliés par deux longs spermiductes aux
vésicules séminales et aux glandes annexes. Les vésicules séminales et les
glandes annexes sont situées au niveau du dernier segment. Il faut
beaucoup de précaution pour isoler l'ensemble à cause de la fragilité des
spermiductes. Nous avons disséqué des moustiques d'âges différents.
Les spermathèques sont situées au niveau du dernier segment de la
femelle. Leur taille ré'duill' fait qu'il est plus facile d'extirper tout l'appareil
génital femelle que de les prélever seules. Leur couleur sombre et leur
forme sphérique les font distinguer facilement. Mais parfois elles sont
enrobées dans un tissu conjonctif qu'il faut enlever délicatement.
2. - Microscopie électronique à transmission
2.1. - Les Testicules
a) Fixation et processus classiques
- Sections ul trafines
Nous avons utilisé la méthode de routine du laboratoire du Service de
Microscopie de l'Université C.A. Diop de Dakar: fixation d'une heure dans
du glutaraldéhyde à 2,5 % dans un tampon cacodylate de sodium à 0,1 M
(PH 7,2), puis une heure dans le tétroxyde d'osmium à 1 % dans le même
tampon. La déshydratation s'effectue dans des bains d'alcool à concentration
croissante (30 %, 70 ok, 95 (Ir, 100 %) et deux bains dans l'oxyde de propylène.
L'imprégnation dans l'épon s'effectue progressivement en plongeant
les testicules dans trois bains successifs d'épon 1/3 + oxyde de propylène 2/3,
d'épon 1/2 + oxyde de porpylène 1/2 et dans un bain d'épon pur. A ce
niveau, nous avons tenté d'améliorer la technique. Nous avons obtenu de
bons résultats en laissant séjourner les pièces plus longtemps que
d'habitude dans les mélanges épon + oxyde de propylène soit deux heures
dans chaque bain.
La polymérisation de la résine se fait à l'étuve à 600 e pendant 48 H. Les
coupes sont réalisées à l'Ultramicrotoml' Porter Blum MT1 sur grilles nues.
Les coupes sont contrastées par l'acétate d'Uranyle (30 mn) et le citrate de
Plomb (1 minute) selon la méthode de Reynolds (1963). Après dépôt d'un
film de carbone, les grilles sont observées au microscope électronique
Siemens Elmiskop 101 ou Jéol 100 ex II.
7
b) Coloration "négative" à l'acide phosphotungstique
Les vésicules séminales sont broyées dans quelques gouttes d'acide
phosphotungstique (PTA) à 1%. Puis une goutte du broyat est déposée sur
une grille collodionnée qui est ensuite séchée.
2.2. - Les spermathèques
A cause des nombreuses difficultés que nous avons rencontrées en
voulant appliquer la même technique que pour les testicules, nous avons
réalisé pour les spermathèques la technique d'enrobage au spurr : la fixation
est faite comme précédemment. La post-fixation à l'osmium 1 % dure 2
heures. La déshydratation s'effectue également comme dans le cas
précédent.
L'imprégnation au spurr s'effectue comme suit:
- 24 H dans du Spurr 1/3 + oxyde de propylène 2/3
- 24 H dans du Spurr 1/2 + oxyde de propylène 1/2
- 48 H dans du Spurr 2/3 + oxyde de propylène 1/3
- 5 jours spurr 100 %
L'enrobage dans des moules est effectué puis le tout mis à l'étuve
(60 OC) pendant 24 heures.
3 - Microscopie photonique
Des coupes semi-fines sont réalisées à partir de testicules et de
spermathèques. Selon une technique de routine du laboratoire, la résine est
éliminé grâce à une solution de soude alcoolique (soude 1 M 1/3 + Ethanol
100 % 2/3 volume) et les coupes colorées au bleu de Toluidine ou au
Paragon. Les observations sont faites aux microscopes photoniques Carl
Zeiss 60530 et Nikon type 104.
Pour l'étude des spermatozoïdes in toto, les vésicules séminales sont
écrasées entre lame et lamelle dans une goutte d'eau physiologique (Nad
9 °/ 00). Puis selon la technique de Breland & Gassner (1964), la solution
saline est aspirée d'un côté à l'aide d'un papier filtre, alors que de l'autre
nous ajoutons quelques gouttes d'orceine acétique. Les observations sont
effectuées en contraste de phase.
8
L'APPAREJL GENJTAL MALE
J - OBSERVATIONS
1 - Description
L'appareil génital mâle du moustique comprend deux testicules reliés
à deux vésicules séminales par deux longs et très fins spermiductes. Deux
glandes annexes très volumineuses sont associées aux vésicules séminales
au niveau où elles confluent avec le canal éjaculateur (Fig. 1). Chaque
testicule de forme allongée, mesure entre 600 ~m et 700 ~m de long avec
un diamètre de 100 ~m
à 200 ~m dans sa région moyenne. Les deux
extrémités antérieure et postérieure sont plus étroites.
Les vésicules séminales constituées par les renflements des extrémités
postérieures des spermiductes, mesurent 400 à 500 ~m de long. Elles ont un
diamètre d'environ 70 ~m. Les glandes annexes présentent des formes
variables mais généralement elles sont allongées et plus volumineuses que
les testicules. Elles mesurent 700 à 800 ~m de long. Leur diamètre varie
entre 150 et 200 ~m.
2 - Organisation du testicule
Le testicule du moustique apparai t comme un organe bien différencié
entouré par une paroi et contenant des cellules germinales et des cellules de
soutien.
a - La paroi du testicule
En microscopie photonique, la paroi du testicule apparait comme un
épithélium simple peu épais. En microscopie électronique à transmission,
cette paroi apparait formée de plusieurs couches (fig. 2 a et b et Pl. lIa). Ainsi
de l'extérieur vers l'intérieur, nous pouvons distinguer une membrane
externe, une couche pigmentaire, une lame basale, une couche musculaire,
une autre lame basale et une couche cellulaire interne. Ces différentes
couches sont discontinues et nous n'avons pas pu trouver sur la même
image, la totalité des couches constitutives. De ce fait, l'épaisseur de la paroi
est très variable. Son épaisseur varie de 0,5 à 5 ~m. Les couches pigmentaire
et musculaire présentent une épaisseur à peu près constante sauf dans les
régions où elles montrent une interruption. La couche interne pour sa part
montre une grande variation de son épaisseur. Elle est constituée par des
cellules de soutien. Elle s'insinue entre les cellules germinales (Pl. Ile). Elle
constitue ainsi grâce à ses prolongements, la paroi des cystes. Sur une coupe
transversale de la glande sexuelle, les myofibrilles apparaissent longitu-
dinalement. Une coupe longi tudinale révèle par contre des myofibrilles
transversales (Pl. lIb).
Figure 1 : L'appareil génital mâle de T. brevipalpis .
Il est constitué par deux testicules (t) reliés par deux longs et très fins
spermiductes (flêches) à deux vésicules séminales (vs). Deux glandes
annexes (g) très volumineuses sont associées aux vésicules séminales
au niveau où elles confluent avec le canal éjaculateur. X 150.
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Figure 2 : Coupes longitudinale (a) et transversale (b) de la paroi de
testicule deT. brevipalpis
montrant de l'extérieure vers la lumière
(lu) : une membrane externe (flêche), une couche pigmentaire (cp), une
première lame base (lb 1), une couche musculaire (CM), une seconde
lame basale (lb2) et une couche cellulaire interne (ci). X 6.600.
Figure 3 : Coupes longitudinale (a) et transversale (b) de la paroi de
vésicule séminale de T. brevipalpis montrant les mêmes éléments que
dans le testicule, mais la couche pigmentaire est absente et la couche
musculaire est plus épaisse. X 7.000.
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Planche II
Figure a : La paroi du testicule en coupe transversale montre une
membrane externe (1), une couche pigmentaire (2), une couche
cellulaire interne (4). C, cellule germinale à l'intérieur d'un cyste
(c). x 24.000.
Figure b : Coupe longitudinale de la paroi du testicule, une membrane
limitante (1) est visible à la surface du testicule et autour de la
couche musculaire (3). (4), couche cellulaire interne. X 17.000.
Figure c : Les cellules de la couche cellulaire interne (astérisques) s'étendent
entre les cys tes (C). ST, surface du testicule. X 8.000.
Figure d : Noyau (N) d'une cellule de la couche cellulaire interne. ST,
surface du testicule. X 17.000.
Figure e : Noyau d'une cellule de la couche cellulaire interne montrant le
nucléole (n). X 7.500.
1 2
b - Les cellules de soutien
Les cellules de soutien ont un noyau très volumineux et allongé dont
le grand axe est disposé parallèlement à la paroi du testicule (Pl. II d). Ce
noyau mesure 10 ~m x 3,5 ~m . Son contenu est peu dense aux électrons et
renferme des amas chromatiniens plus ou moins nombreux et un nucléole
(pl. II e). Le nucléole est petit et mesure 1,5 ~m . Les cellules de soutien sont
riches en réticulum endoplasmique granulaire et en mitochondries.
c - Les cellules sexuelles
Les cellules sont comprises à l'intérieur de la paroi et leur disposition
est variable dans l'espace et dans le temps. Dans le temps: la structure du
testicule varie au cours de la vie du moustique. Dans l'espace: les cellules
sexuelles vont montrer un développement spermatogénétique continu
depuis l'extrémité aveugle de la gonade jusqu'au niveau du spermiducte.
3 - La topographie du testicule chez un moustique en reproduction
a) La région antérieure
Il s'agit du quart supérieur du testicule. Nous y trouvons des gonocytes
situés tout à fait à l'apex et des spermatogonies (fig. 4 et Pl. III a). Les cellules
germinales sont allignées dans des cys tes disposés transversalement par
rapport au grand axe du testicule. Les 3 ou 4 premiers cys tes contiennent des
spermatogonies serrées les unes contre les autres et au contenu dense. Tout
le cyste apparaît clair. Les deux cystes suivants sont plus volumineux et les
spermatogonies sont distantes les unes des autres ce qui donne à ces cys tes
un aspect généralement plus clair que les précédents.
b) La région moyenne
Il s'agit de la moitié médiane du testicule. C'est à ce niveau que se
déroule la spermatogenèse. Nous y trouvons des spermatocytes et des
spermatides (fig. 4 et Pl. III b). Les cys tes en début de spermatogenèse sont
bien individualisés ; leurs limites sont mal définies à la fin de cette
évolu tion.
c) La région postérieure
Il s'agit du quart inférieur du testicule. A ce niveau, la structure en
cys tes semble absente. Nous y trouvons des spermatides âgées et des
spermatozoïdes prêts à être évacués par le spermiducte (Pl. III c).
G
5G1
RA
5G2
5C
50
RM
5
RP
1 2
b - Les cellules de soutien
Les cellules de soutien ont un noyau très volumineux et allongé dont
le grand axe est disposé parallèlement à la paroi du testicule (Pl. II d). Ce
noyau mesure la ~m x 3,5 ~m . Son contenu est peu dense aux électrons et
renferme des amas chromatiniens plus ou moins nombreux et un nucléole
(pl. II e). Le nucléole est petit et mesure 1,5 ~m . Les cellules de soutien sont
riches en réticulum endoplasmique granulaire et en mitochondries.
c - Les cellules sexuelles
Les cellules sont comprises à l'intérieur de la paroi et leur disposition
est variable dans l'espace et dans le temps. Dans le temps: la structure du
testicule varie au cours de la vie du moustique. Dans l'espace: les cellules
sexuelles vont montrer un développement spermatogénétique continu
depuis l' extrémi té aveugle de la gonade jusqu'au ni vea u du spermiducte.
3 - La topographie du testicule chez un moustique en reproduction
a) La région antérieure
Il s'agit du quart supérieur du testicule. Nous y trouvons des gonocytes
situés tout à fait à l'apex et des spermatogonies (fig. 4 et Pl. III a). Les cellules
germinales sont allignées dans des cystes disposés transversalement par
rapport au grand axe du testicule. Les 3 ou 4 premiers cystes contiennent des
spermatogonies serrées les unes contre les autres et au contenu dense. Tout
le cyste apparaît clair. Les deux cystes suivants sont plus volumineux et les
spermatogonies sont distantes les unes des autres ce qui donne à ces cystes
un aspect généralement plus clair que les précédents.
b) La région moyenne
Il s'agit de la moitié médiane du testicule. C'est à ce niveau que se
déroule la spermatogenèse. Nous y trouvons des spermatocytes et des
spermatides (fig. 4 et Pl. III b). Les cystes en début de spermatogenèse sont
bien individualisés ; leurs limites sont mal définies à la fin de cette
évolution.
c) La région pos térieure
Il s'agit du quart inférieur du testicule. A ce niveau, la structure en
cystes semble absente. Nous y trouvons des spermatides âgées et des
spermatozoïdes prêts à être évacués par le spermiducte (Pl. III c).
Figure 4 : Topographie du testicule deT. brevipalpis .
Le testicule est subdivisé en 3 régions distinctes: la région antérieure
(RA) contenant des gonocytes (G) au niveau du premier cyste, des
spermatogonies primaires (5Gl) au niveau des leT, 2e et 3e cystes, des
spermatogonies secondaires (5G2) au niveau des 4e et se cystes ; la
région moyenne (RM) contenant des spermatocytes (SC) et des
spermatides (50) ; la région postérieure contenant des spermatozoïdes
(5). X 350.
G
5G1
RA
5G2
sc
50
RM
5
RP
Planche III
Topographie et évolution du testicule de T. brevipalpis. (coupes semifines).
Figure a : Région antérieure du testicule (R A) contenant des gonocytes (C)
des spermatogonies primaires (SCI) et des spermatogonies
secondaires (SG2). X 360.
Figure b : Région moyenne du testicule contenant des spermatocytes (Sc) et
des spermatides (Sd). X 360.
Figure c : Région postérieure du testicule contenant des spermatozoïdes (5).
X 360.
Figure d : Testicules prélevés chez des nymphes. La reglOn postérieure
(flêche) ne contient pas de spermatozoïdes. x 70.
Figures e et f : Comparaison entre un testicule prélevé chez un
Toxothynchites âgé de 15 jours (e) et un testicule prélevé chez un
Toxothynchites
âgé de 60 jours (f) dans lequel les régions
moyenne et postérieure sont vides. e. X 70 ; f. X 400.
c
-
,1
•
,
•
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-
fi
• •.
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..... ,.
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..
... ! ...
15
4 - Evolution du testicule
Nous avons étudié cette évolution depuis la nymphe de quatrième
jour jusqu'à l'adulte de soixante jours.
- La nymphe du 40 jour (fig. 5 a et Pl. TIl d)
Elle présente un testicule qui a déjà atteint sa taille définitive. Le
testicule présente trois zones distinctes: une région antérieure, une région
moyenne et une région postérieure. Toutes les cellules germinales sont
enfermées dans des cystes.
La région antérieure renferme des gonocytes et des spermatogonies.
Elle est constituée de cystes bien délimités et remplis de cellules germinales.
La région moyenne contient des spermatocytes qui ont débuté la
spermatogenèse. La région postérieure renferme des spermatides mais pas
de spermatozoïdes.
- A l'éclosion, le testicule garde la même structure. - Au deuxième
jour après l'éclosion, le moustique est prêt à se reproduire. Le testicule se
présente de la manière suivante (fig. 5 b et Pl. III e). La région antérieure est
semblable à ce que nous avons décrit précédemment. La région moyenne
montre une très grande activité spermatogénétique. Les cystes qui
renferment des spermatocytes et des spermatides jeunes sont bien
individualisés. Les cystes qui renferment des spermatides âgées et des
spermatozoïdes sont mal définis et leur paroi semble rompue. La région
postérieure ne montre plus de structure en cystes et renferme des
spermatides mais principalement des spermatozoïdes.
- Le testicule à 60 jours (fig. 5 c et Pl. ID f)
Le testicule a diminué de taille et de volume. La région antérieure
renferme des spermatogonies tandis que les régions moyenne et postérieure
semblent vidées de tout contenu.
5 - Les vésicules séminales (fig. 3 a et b et Pl. IV a et b)
La paroi des vésicules séminales rappelle beaucoup celle du testicule.
La couche pigmentaire est parfois absente. La couche musculaire est
constituée de cellules musculaires agencées comme dans le testicule. Son
épaisseur est cependant plus importante.
II - DISCUSSION
L'appareil génital mâle du moustique rappelle celui de la drosophile
décrit par Bairati (1967) et par Kettaneh & HartI (1980). Les testicules sont au
nombre de deux comme chez la plupart des insectes (Phillips, 1969 b).
A
B
c
1 5
4 - Evolution du testicule
Nous avons étudié cette évolution depuis la nymphe de quatrième
jour jusqu'à l'adulte de soixante jours.
- La nYmphe du 4° jour (fig. 5 a et Pl. TIl d)
Elle présente un testicule qui a déjà atteint sa taille définitive. Le
testicule présente trois zones distinctes: une région antérieure, une région
moyenne et une région postérieure. Toutes les cellules germinales sont
enfermées dans des cystes.
La région antérieure renferme des gonocytes et des spermatogonies.
Elle est constituée de cystes bien délimités et remplis de cellules germinales.
La région moyenne contient des spermatocytes qui ont débuté la
spermatogenèse. La région postérieure renferme des spermatides mais pas
de spermatozoïdes.
- A l'éclosion, le testicule garde la même structure. - Au deuxième
jour après l'éclosion, le moustique est prêt à se reproduire. Le testicule se
présente de la manière suivante (fig. 5 b et Pl. nI e). La région antérieure est
semblable à ce que nous avons décrit précédemment. La région moyenne
montre une très grande activité spermatogénétique. Les cystes qui
renferment des spermatocytes et des spermatides jeunes sont bien
individualisés. Les cystes qui renferment des spermatides âgées et des
spermatozoïdes sont mal définis et leur paroi semble rompue. La région
postérieure ne montre plus de structure en cystes et renferme des
spermatides mais principalement des spermatozoïdes.
- Le testicule à 60 jours (fig. 5 c et Pl. l i f)
Le testicule a diminué de taille et de volume. La région antérieure
renferme des spermatogonies tandis que les régions moyenne et postérieure
semblent vidées de tout contenu.
5 - Les vésicules séminales (fig. 3 a et b et Pl. IV a et b)
La paroi des vésicules séminales rappelle beaucoup celle du testicule.
La couche pigmentaire est parfois absente. La couche musculaire est
constituée de cellules musculaires agencées comme dans le testicule. Son
épaisseur est cependant plus importante.
n - DISCUSSION
L'appareil génital mâle du moustique rappelle celui de la drosophile
Idécrit par Bairati (1967) et par Kettaneh & Hartl (1980). Les testicules sont au
nombre de deux comme chez la plupart des insectes (Phillips, 1969 b).
Figure 5 : Evolution du testicule de T. brevipalpis. A, testicule de la
nymphe de 4e jour : la région postérieure ne contient pas de
spermatozoïdes. B, testicule d'un mâle fonctionnel où nous retrouvons
les différentes régions déjà décrites contenants les différentes ce11 ules
germinales ; c, testicule d'un moustique âgé de 60 jours. Seules la
région antérieure contient des gonocytes et des spermatogonies
primaires. X 170.
A
c
Planche IV
Paroi de la vésicule séminale de T. brevipalpis.
Figure a : Coupe transversale de la vésicule séminale montrant la couche
musculaire (CM), la couche cellulaire interne (CI) et les
spermatozoïdes (5) au niveau de la lumière. Les myofibrilles des
fibres musculaires sont orientées de manière circulaire. X 34.000.
Figure b : Coupe longitudinale de la vésicule séminale. CI, couche cellulaire
interne; CM, couche musculaire; CP, couche pigmentaire; 5,
spermatozoïdes. Les myofibrilles des cellules musculaires qui sont
orientées
de manière
circulaire
apparaissen t ici
coupées
transversalement. X 21.000.
1 8
Néanmoins certains insectes comme les Lépidoptères possèdent un seul et
large testicule (Phillips, 1970 ; Thibout, 1971 ; Lai-Fook, 1982 a).
La paroi du testicule comprend les mêmes éléments que celle de la
drosophile (Baccetti & Bairati, 1964 ; Bairati, 1967). La paroi du testicule est
en continuité avec celle des spermiductes et des vésicules séminales. Ce qui
avait été décrit précédemment chez la drosophile (Tokuyasu et al. 1972) et
chez un lépidoptère (Lai-Fook, 1982 b et 1982 c).
La distribution des cellules germinales à l'intérieur du testicule
rappelle celle décrite par Bairati (1967) et Tokuyasu et al. (1972) chez la
drosophile. Dans ce cas également, les auteurs distinguent une région
an térieure
con tenan t
des
spermatogonies,
une
région
moyenne
spermatogénétique et une région postérieure avec des spermatozoïdes. Cette
subdivision est en effet très nette chez les Diptères qui possèdent
généralement deux testicules constitués chacun par un seul follicule
(Phillips, 1970). Néanmoins chez les Orthoptères où il existe plusieurs
follicules, nous
trouvons une distribution
des cellules germinales
semblable à celle observée chez le moustique. Qu'il soit formé d'un seul ou
de plusieurs follicules, le testicule des insectes est toujours rempli de cystes
(Phillips, 1969 b). Chaque cys te est constitué par des cellules et est délimité
par un épithélium simple. La disposition des cys tes peut montrer des
variations. Ainsi chez la drosophile, les cys tes sont dans un premier temps
parallèles au grand axe du testicule, puis ils formen t finalement des spirales
(Tokuyasu et al., 1972). Par contre, chez le moustique, les cys tes que nous
avons observés paraissent perpendiculaires au grand axe du testicule.
Quelle que soit la position des cystes dans le testicule, le nombre de cellules
germinales par cyste est variable selon les espèces d'insectes étudiées
(Phillips, 1969 a et 1970).
En ce qui concerne l'évolution du testicule telle que nous l'avons
décrite, elle traduit logiquement, l'immaturité sexuelle puis la maturité
sexuelle et enfin la sénescence du moustique. Nous avons noté que dans la
nymphe de 4eme jour, les spermatozoïdes étaient absents dans le testicule.
Mukherejee
&
Reess
(1970)
signalent
cependant
la
présence
de
spermatozoïdes dans les nymphes âgées. Mais comme le signalent Breland
et al. (1968), les spermatozoïdes sont plus faciles à observer chez les insectes
mâles adultes.
1 9
LA SPERMATOGENESE
l - OBSERVATIONS
A - Les gonocytes
Ils occupent l'apex du testicule et constituent les premières cellules du
premier cys te (fig. 6). Ce sont de très grandes cellules par rapport aux autres
catégories cellulaires. Elles ont une forme prismatique (fig. 7a). Elles
mesurent 16 Ilm x la Ilm . Elles réalisent des digitations qui les relient les
unes aux autres. Elles sont peu nombreuses. Leur cytoplasme est dense et les
organites cytoplasmiques sont difficiles à distinguer.
Le noyau des gonocytes est très volumineux. Il est sphérique et mesure
7 Ilm de diamètre. Il est central. L'enveloppe nucléaire est régulière. Mais
parfois elle réalise de légères invaginations au niveau desquelles sont
déposées des masses cytoplasmiques denses (Pl. Va). Le nucléoplasme est
clair avec quelques amas de matériel dense éparpillés.
Le nucléole est caractéristique de ce type cellulaire. Il possède un
diamètre de 2,5 Ilm et présente souvent une forme annulaire. Le centre est
occupé par un nucléoplasme clair; la périphérie a une structure réticulée et
une épaisseur d'environ 0,6 Ilm . Le nucléole est légèrement excentré.
B - Les sperma togonies primaires
Nous les retrouvons également au niveau du premier cyste où elles
entourent les gonocytes. Elles sont plus nombreuses et occupent
entièrement les deux ou trois cystes suivants (figs. 6 et 7b). Ce sont des
cellules ovoïdes ou allongées (Pl. Yb). Leur contenu est très dense. Elles sont
plus petites que les gonocytes. Les formes ovoïdes ont un diamètre moyen
d'environ 6 Ilm tandis que les formes allongées mesurent 8 Ilm et 5 Ilm .
Elles sont entourées par des prolongements cytoplasmiques des cellules de
sou tien. Elles sont réunies par des ponts cytoplasmiques (Pl. Vc).
1. - Le noyau
Son contenu est plus dense que celui des gonocytes. Il est de forme
ovoïde. Ses dimensions moyennes sont de l'ordre de 6 Ilm x 4 Ilm .
L'enveloppe nucléaire est irrégulière et présente de légères dépressions. Les
pores nucléaires sont rassemblés au niveau de ces dépressions où nous
trouvons également des amas de matériel dense (Pl. V d et e). Le nucléole
mesure 2 Ilm de diamètre. Il est sphérique et consti tué d'une masse
réticulée.
Figure 6 : Région antérieure du testicule montrant de haut en bas:
les gonocytes (G) qui sont de grandes cellules, les spermatogonies
primaires (SGl) d'aspect sombre et les spermatogonies secondaires
(SG2) d'aspect clair. X 500.
Figure 7 : Les 3 types de cellules primordiales. A, Gonocyte; B,
spermatogonie primaire; C, spermatogonie secondaire; N, noyau; n,
nucléole; ch, chromatine; M, mitochondries; C, corps hétérogène. Les
flêches indiquent les masses denses juxtanucléaires. X 10.000.
A
B
c
Planche V
Figure a : Gonocyte de T. brevipalpis . N, noyau; n, nucléole. Des masses
cytoplasmiques denses sont appliquées contre le noyau (flêches). X
9.000.
Figure b : Spermatogonies primaires (SG1) au niveau de l'apex du testicule.
Ces cellules sont noyées dans le cytoplasme d'une cellule de la
couche cellulaire interne (CI). Chaque spermatogonie primaire va
se multiplier et sera à l'origine d'un cyste. X 17.000.
Figure c : Les spermatogonies primaires qui se multiplient sont réunies par
des ponts cytoplasmiques (flêches). X 10.500.
Figures d et e : Spermatogonies primaires. C, corps hétérogène ; M,
mitochondries; MD, masses denses appliquées contre l'enveloppe
nucléaire; N, noyau. d x 18.500; e x 24.000.
23
2. - Le cytoplasme
Le cytoplasme est peu abondant par rapport au noyau. Il est dense et
permet difficilement de voir les organites cellulaires.
a - Les mi tochondries
Les mitochondries sont plus abondantes que celles des gonocytes
(Pl. V d). Elles sont globuleuses ou allongées. Les formes globuleuses ont un
diamètre moyen de DA ~m . Les formes allongées peuvent mesurer 1,5 ~m
de long. La matrice est dense; elle renferme des crêtes claires.
b - Le réticulum, le Golgi et les ribosomes
Le réticulum endoplasmique et l'appareil de Golgi sont peu
développés. Les ribosomes sont particulièrement abondants dans les
spermatogonies primaires. Ils sont le plus souvent libres et éparpillés dans
tou t le cytoplasme. C'est leur concentration qui donne cette densité au
cytoplasme.
c - Inclusions diverses
Le cytoplasme renferme un granule dense unique de 1,5 ~m de
diamètre. Il est sphérique ou ovoïde. Son contenu est hétérogène; il
présente des parties compactes et d'autres d'aspect lamellaire (Pl. Ve).
C - Les spermatogonies secondaires
Ce sont des cellules claires qui contrastent nettement avec les
spermatogonies primaires (fig. 6 et 7 c et Pl. VI a et b). Nous les trouvons au
niveau des cinquième et sixième cyste. Ce sont des cellules ovoïdes dont le
diamètre moyen
est de 7 ~m.
Elles
sont reliées
par des
ponts
cytoplasmiques.
1 - Le noyau
Le noyau est ovoïde et possède un diamètre d'environ 5 ~m.
L'enveloppe nucléaire présente comme chez les spermatogonies primaires
de petites dépressions au niveau desquelles nous observons un matériel
dense (Pl. VI a et b). Le nucléoplasme est plus clair que celui des
spermatogonies primaires et renferme des amas de chromatine épars. Le
nucléole est généralement excentré et montre une structure réticulée
(Pl. VI a). Son diamètre (1 ~m) est inférieur à celui des spermatogonies
primaires.
Planche VI
Figure a : Deux cystes contigus contenant l'un des spermatogonies primaires
(SCl) et l'autre des spermatogonies secondaires (SG2). Les flêches
indiquent la paroi des cystes. X 10.000.
Figure b : Spermagononies secondaires. C, corps hétérogène ; M,
mitochondries. MD, masses denses associées au noyau; N, noyau;
n, nucléole. X 77.000.
Figure c : Mitochondries d'une spermatogonie secondaire. La matrice
mitochondriale est dense. Les crêtes ont un contenu clair aux
électrons. Une d'entre elles se dilate et occupe les deux tiers du
volume mitochondrial. La section est tangente au noyau et passe
au niveau des pores nucléaires (flêches). X 24.000.
25
2 - Le cytoplasme
Le cytoplasme est peu abondant. Il est plus clair que celui des
spermatogonies primaires.
a) Mitochondries, réticulum endoplasmique et appareil de Golgi
Les mitochondries sont abondantes et sont généralement regroupées à
un pôle de la cellule (Pl. VI a et b). Elles sont de forme ovoïde ou allongée et
possèdent une matrice sombre. Leur diamètre est de 0,5 Jlm en moyenne.
Les plus allongées ont une longueur de 1,2 Jlm . Les crêtes mitochonodriales
sont peu nombreuses. La plupart de ces mitochondries montrent une
dilatation de certaines crêtes. Cette dilatation peut occuper les deux tiers du
volume mitochondrial (pl. VI c). Le réticulum endoplasmique est
faiblement représenté. L'activité du Golgi est peu développée et ne se
manifeste que par quelques petites vésicules.
b) Inclusions diverses
Le granule d'aspect hétérogène décri t dans les spermatogonies pri-
maires est toujours présent (Pl. VI d). Mais dans les spermatogonies secon-
daires son contenu est moins dense et son diamètre est d'environ de 2,2
Jlm. Nous observons également des gouttelettes lipidiques dans le
cytoplasme.
D - Les spermatocytes primaires
Compara ti vemen taux sperma togonies, les spermatocytes primaires
apparaissent comme de grandes cellules si tuées dans la région moyenne du
testicule. Mais parfois les cystes sont rompus et les spermatocytes l se
retrouvent avec les spermatozoïdes (Pl. VII a). Les spermatocytes primaires
sont généralement ovoïdes avec un diamètre de la à 12 Jlm (fig. 8). Nous
avons observé des spermatocytes primaires en prophase et en métaphase de
la première division de méiose.
- Les spermatocytes 1 en prophase.
1 - Le noyau
Le noyau est ovol'de et mesure 6 Jlm de diamètre en moyenne. Le
noyau est soit central, soit légèrement excentré. L'enveloppe nucléaire
présente de légères dépressions dans lesquelles se déposent des masses
cytoplasmiques denses (Pl. VII a et d et Pl VIII a à d). Dans le nucléoplasme,
nous pouvons observer des complexes synaptonémaux. Chaque complexe
comprend deux bandelettes parallèles denses séparées par un espace clair.
Figure 8 : Spermatocyte l en prophase de première division de
méiose. N, noyau; n, nucléole; les flêches indiquent les complexes
synaptonémaux ; RE, réticulum endoplasmique ; RA, réticulum à
structure alvéolaire ; M, mitochondries ; G, appareil de Golgi ; Ct,
centrioles. X 20.000.
\\\\
.. '
:"::l.~ .,'....
o
Planche VII
Spermatocytes l en prophase de première division de méiose.
Figures a et b : Dans le noyau du spermatocyte l se trouvent 1 ou 2 nucléoles.
(n) et des complexes syaptonémaux (flêches). Le réticulum
endoplasmique (RE) et les (mitochondries) (M) sont abondants
autour du noyau. G, appareil de Golgi. a x 9.500 ; b x 14.500.
Figures c à e : Portions de spermatocytes l observées à un plus fort
grossissement. CM, Corps pseudomyélinique ; n, nucléole; M,
mitochondries
montrant
un
étranglement.
Le
réticulum
endoplasmique (RE) organise au voisinage du noyau un
réticulum à structure alvéolaire (RA). Celui-ci peut-être appliqué
sur le noyau (fig. c) ou sur une masse dense (flêche) (fig. d). c x
28.000 ; d x 44.000 ; e x 42.000.
Planche VIII
Spermatocyte 1 en prophase
Figure a
Spermatocyte contenant des mitochondries hypertrophiées et
possédant des corps pseudomyéliniques (CM). Le réticulum
endoplasmique s'associe avec de petites vésicules (flêche).
X 10.500.
Figure b : Dépression du noyau contenant un matériel dense (astérisque).
L'appareil de Golgi (G) est associé au réticulum lisse. X 29.000.
Figure c : Spermatocytes possédant deux centrioles (ct) qui bourgeonnent à
travers la membrane plasmique pour constituer deux courts
flagelles. Les flêches indiquent l~ masses denses autour du noyau
(N). X 9.500.
Figure d : Deux corps hétérogènes (c) dans deux spermatocytes reliés par un
pont cellulaire. Les flêches indiquent les masses denses autour du
noyau (N). X 7.000.
-
29
Il existe également des éléments transversaux diffus. Ainsi l'épaisseur des
complexes qui paraît constante peut être estimée à 250 nm.
Le nucléole est souvent unique et possède une forme ovoïde. Il existe
parfois deux nucléoles (pl. VII a). La position du ou des nucléoles est
variable dans le nucléoplasme. Cette position peut être légèrement
excentrée (pl. VII a et Pl. VIII c) dans certains cas. Alors que dans d'autres,
elle est complètement rejetée contre l'enveloppe nucléaire avec laquelle il
n'entre cependant pas en contact (Pl. VII c et Pl. VITI a). li a un diamètre
moyen d'environ 2 J.l.rn . Sa structure est réticulée. Au milieu du réseau,
nous pouvons observer un ou plusieurs éléments denses plus compacts que
le reste du nucléole.
2 - Le cytoplasme
a) Le réticulum endoplasmique
Il est constitué essentiellement par un réticulum lisse. Le réticulum
endoplasmique des spermatocytes primaires est abondant. Pendant la
prophase de la première division de méiose, le réticulum endoplasmique
lisse constitue un véritable réseau qui sillonne tout le cytoplasme. Il peut
ainsi former un aliguement de citernes parallèles entre lesquelles sont
rangées les mitochondries (Pl. VIT a et b). Pendant cette phase, le réticulum
endoplasmique simple est en association avec un réticulum particulier
(pl. VII a - d et Pl. VIII a). Ce réticulum se présente sous la forme d'une
structure "alvéolaire" pouvant compter jusqu'à une trentaine d"'alvéoles".
li est dans certains cas, en association avec les masses cytoplasmiques denses
(Pl. VII d). Ce réticulum qui est souvent en contact avec l'enveloppe
nucléaire, peut parfois s'en séparer (Pl. VIII a). Dans certains cas, le
réticulum endoplasmique simple est en association avec des sortes de
vésicules de 40 à 50 nm de diamètre (Pl. VIII a).
b) Les ribosomes
Les ribosomes sont abondants. Ils sont organisés en polysomes libres
dans le cytoplasme. Quelques uns seulement semblent associés à des
membranes du réticulum endoplasmique et de l'enveloppe nucléaire.
c) Les mitochondries
Dans les spermatocytes primaires, les mitochondries sont beaucoup
plus nombreuses que dans les cellules germinales précédentes. Pendant la
prophase l, les mitochondries sont éparpillées dans tout le cytoplasme et ne
présentent pas un regroupement préférentiel. Elles sont régulièrement
alignées entre les citernes du réticulum endoplasmique (Pl. VII a, b et
Pl. VIn a). En section, les mitochondries se présentent sous la forme
30
d'éléments arrondis ou allongés. Les mitochondries allongées ont une
longueur de 2 Ilm en moyenne. tandis que les formes globuleuses ont un
diamètre d'environ 0,5 Ilm . Les crêtes de ces mitochondries sont
nombreuses. Leur matrice a la même densité que le reste du cytoplasme.
Dans certains spermatocytes en prophase l, les mitochondries perdent
leur forme arrondie ou ovoïde pour prendre un aspect anguleux. Elles
renferment une grande vacuole claire dans laquelle nous remarquons
souvent un corps pseudomyélinique (Pl. VII c et Pl. VIII a). Ces
mitochondries mesurent 1 Ilm de section. Nous avons également observé
des mitochondries qui présentent un étranglement médian (Pl. VIle).
d) L'appareil de Golgi
L'appareil de Golgi des spermatocytes primaires est bien développé. Le
nombre de dictyosomes par section augmente considérablement. Chaque
dictyosome possède 3 à 4 saccules et de nombreuses vésicules de tailles
diverses (Pl. VIII b). Les dictyosomes ont une épaisseur de 100 à 150 nm et
une longueur de 500 à 600 nm. Les dictyosomes sont en continuité étroite
avec le réticulum endoplasmique (Pl. VIII b).
e) Les cen trioles
Les centrioles sont au nombre de deux. Ils mesurent 1 Ilm de long et
0,25 Ilm de section. Ils sont disposés contre la membrane plasmique et
orientés perpendiculairement l'un par rapport à l'autre. Chacun d'eux se
prolonge par un court axonème qui repousse la membrane plasmique
(pl. VIII c).
f) Les inclusions diverses
Les éléments hétérogènes présents dans les gonocytes et les
spermatogonies se retrouvent dans les spermatocytes primaires (Pl. VIII d).
- Les spermatocytes primaires en métaphase I
1 - Le noyau
Pendant la métaphase, l'enveloppe nucléaire disparaît et les
chromosomes sont regroupés au milieu du fuseau de division. A la place de
l'enveloppe nucléaire, il s'organise un réseau dense de réticulum
endoplasmique lisse (Pl. IX a - c et Pl. X a et b). Ce réseau est plus dense au
sommet du fuseau (Pl. IX a et b). Entre les citernes du réticulum
endoplasmique à l'intérieur du fuseau, nous observons de nombreux
microtubules (pl. X a et b). Le ou les nucléoles et les complexes
synaptonémaux ont disparu.
Planche IX
Spermatocytes 1 en métaphase.
Figure a : Coupe longitudinale du fuseau de division. b et c indiquent les
niveaux de sections représentées aux figures b et c. X 15.000.
Figure b : Coupe transversale en haut du fuseau.
Le réticulum
endoplasmique (RE) constitue un réseau autour du fuseau. C,
corps hétérogène. X 18.000.
Figure c : Coupe transversale au niveau des chromosomes (ch). Le
réticulum endoplasmique est moins abondant à ce niveau.
X 18.' '0.
"
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c
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Planche X
Spermatocytes l en métaphase.
- Coupe transversale en haut du fuseau montrant à un fort grossissement
des microtubules (flêches). Ces microtobules se retrouvent
également entre les citernes du réticulum endoplasmique (RE).
X 52.500.
33
2 - Le cytoplasme
a) Les ribosomes et les mitochondries
Les ribosomes sont abondants et s'organisent en polysomes comme
précédemment. Pendant la métaphase l, les mitochondries se regroupent
(Pl. IX a et c). Mais dans certains cas, elles sont réparties autour du fuseau de
division (Pl. IX b). Nous pouvons dénombrer
une
vingtaine de
mitochondries sur une même section. En coupe longitudinale, les
mitochondries sont très allongées. Elles peuvent parfois atteindre 4 ~m de
long (pl. IX a).
Leur diamètre est d'environ 0,2 ~m. Par rapport aux
mitochondries observées dans la prophase, celles-ci ont une matrice
beaucoup plus sombre.
b) L'appareil de Golgi, les centrioles et les autres inclusions
Les nombreux dictyosomes observés pendant la prophase semblent
avoir disparu. Les centrioles occupent les pôles du fuseau de division
(Pl. XI a). Le corps hétérogène observé dans les cellules précédentes est
présent à côté du fuseau de division (Pl. IX a et b).
il - DISCUSSION
A - Les gonocytes
Dans la zone apicale des testicules du moustique, nous avons pu
mettre en évidence un seul type de cellule somatique. Il s'agit en effet de
cellules de soutien. En plus de ces cellules, Tates (1971), rapporte également
d'autres cellules somatiques qu'il appelle "cellules apicales" chez la
drosophile. Ces résultats sont confirmés par Hardy et al. (1979) qui précisent
que dans les testicules de la drosophile, il existe un "complexe apical" formé
par des "cellules apicales", des "cyst progenitor cells" et des "cellules
souches". Selon ces auteurs, ce complexe agirait comme un centre
organisationnel de la prolifération des cellules germinales. Par ailleurs, chez
le criquet, une seule "cellule apicale étoilée" a été rapportée (Szollosi &
Marcaillou, 1979). En étudiant également l'ultrastructure du tissu apical
d'un coléoptère, il a été rapporté des "cellules somatiques claires" et des
"cellules somatiques sombres" (Richard-Mercier & Poulhe, 1986). Chez le
moustique, en dehors des cellules de soutien reconnaissables à leur grand
noyau, l'apex du testicule semble n'être occupé que par de grandes cellules
que nous considérons comme des
cellules germinales souches
ou
gonocytes . En effet telles que nous les avons décrites, ces cellules
répond.ent bien aux caractères définis par Bruslé (1970 et 1971) pour les
gonocytes. Ainsi leur cytoplasme pauvre en organites à l'exception des
ribosomes et leur noyau volumineux avec nucléole bien développé sont
34
autant de caractères qui rappellent des cellules indifférenciées que sont les
gonocytes.
Les masses cytoplasmiques denses disposées contre l'enveloppe
nucléaire sont une particularité des cellules germinales précoces
(Hamaguchi, 1987). Selon Bruslé (1971) ces masses "traduisent une activité
nucléolaire intense et par suite un stockage important dans le cytoplasme de
différents acides nucléiques (A RN) ...". Ces masses denses ont une structure
très proche de celle des amas denses intranucléaires décrits par Meyer et al.
(1961), Mentré (1969) et Monneron & Bernhard (1969). Etudiant ces amas
extranucléaires par des méthodes d'extraction chimique et enzymatique, ces
auteurs ont établi leur nature ribonucléoprotéique et leur origine
nucléolaire. Par la suite, Dainhaut (1970) confirme l'origine nucléolaire de
telles structures qu'il nomme "agrégats cytoplasmiques". Clérot (1976 et
1979) rapporte également des masses denses qu'il appelle "nuages" et qui
selon lui constituent un "ciment intermitochondrial". Ce terme a déjà été
utilisé par André (1962) pour désigner des masses cytoplasmiques denses qui
participeraient à la néoformation de mitochondries. Pour Tates (1971), ces
masses cytoplasmiques périnucléaires denses ne sont observables que dans
les spermatocytes contrairement à nos propres observations et à celles de
Hamaguchi (1987). Ce dernier auteur pense que ces éléments sont
observables dans toutes les cellules germinales primordiales (gonocytes,
spermatogonies et spermatocytes). Pour Mentré, (1969) et Hamaguchi (1987),
les masses cytoplasmiques denses ont une structure morphologique à la fois
granulaire et fibrillaire. Un tel aspect est différent de celui que révèle le
corps chromatoïde chez Gerris remigris (Tandler & Moriber (1965).
Cependant chez des mammifères, Fawcett et al. (1970) définissent le corps
chromatoïde comme étant "un corps juxtanucléaire homogène et dense" ;
ce qui le rend très proche des masses cytoplasmiques denses que nous avons
observées chez le moustique. D'ailleurs selon Fawcett et al.. (1970), le "corps
chromatoïde" semble provenir du ciment intermitochondrial. SOderstrom
(1981) pour sa part, fait une nette distinction entre le corps chromatoïde et
les
masses cytoplasmiques denses. Chez le moustique, les masses
cytoplasmiques denses que nous avons observées ne constituent pas un
ciment intermitochondrial. Mais parfois des mitochondries sont très
proches de ces masses.
B - Les spermatogonies
Nous avons pu dans nos observations distinguer deux types de
spermatogonies : les spermatogonies primaires et les spermatogonies
secondaires. Du point de vue de la taille, ces deux types sont très
comparables. Mais les premières ont un aspect sombre tandis que les
secondes sont claires. Malgré cette différence d'aspect, les spermatogonies
primaires apparaissent comme des cellules intermédiaires. D'ailleurs les
deux types répondent aux caractères définis par Bruslé (1970 et 1971) pour les
35
spermatogonies. En effet les spermatogonies sont généralement des cellules
de petite taille caractérisées par le faible développement des divers
organites, indice manifeste de leur état indifférencié. Mais il faut dire que
l'existence de deux types de spermatogonies chez un insecte est loin d'être
un fait nouveau. En effet, des spermatogonies 1 et il ont été rapportées chez
le lépidoptère Pieris brassicae (André, 1959), chez l'homoptère Philaenus
spumarius (Folliot, 1968) et chez la drosophile (Tates, 1971). Dans ce dernier
cas à cause de la grande ressemblance entre les deux types cellulaires,
l'auteur ne fait état dans ses figures que des spermatogonies secondaires.
Ceci a également été décrit chez les Crustacés (Meusy, 1968), les Amphibiens
(Reed & Stanley, 1972) et les Téléostéens (Bruslé, 1971 ; Hamaguchi, 1987).
Certains auteurs ne font pas la distinction entre ces deux types de
spermatogonies (Gatenby & Tahmisian, 1959). Tandis que d'autres comme
Clermont & Leblond (1953) décrivent 3 sortes de spermatogonies chez les
mammifères : spermatogonies A. spermatogonies intermédiaires et
spermatogonies B. Selon Bruslé (1971), l'existence de ces différents types de
spermatogonies s'explique par le fait que ces cellules se répartissent
généralement en plusieurs générations qui sont liées les unes aux autres par
un rapport de filiation directe par activité mitotique. Ces liens sont
matérialisés par les nombreux ponts cytoplasmiques dont les détails ont
déjà été étudiés par Meyer et al. (1961) et par Tahmisian et al. (1967).
1 - Le noyau
Le
noyau
des
spermatogonies
du
moustique
se
caractérise
essentiellement par sa grande taille par rapport à la dimension générale de
la cellule. La plupart des auteurs ont insisté sur la grande taille du noyau
des spermatogonies des différentes espèces étudiées. Ainsi André (1962)
chez Pieris brassicae, Folliot (1968) chez Philaenus spumarius et Tates (1971)
chez
Drosophila
melanogaster
insistent
tous
sur
le
rapport
nucléocytoplasmique élevé dans les spermatogonies. Chez Philaenus
spumarius par exemple, le noyau mesure 12 J.ll11 de diamètre alors que le
diamètre de la cellule est de 15 J.ll11 (Folliot, 1968). Ce rapport est comparable
à celui du moustique où le noyau mesure 5 Jlm de diamètre pour une taille
générale de la cellule de 6 Jlm à 7 Jlm. La forme du noyau des
spermatogonies du moustique est également comparable à celle rapportée
chez d'autres insectes. Ainsi chez la drosophile, il est ovoïde ou arrondi
(Tates, 1971). Un noyau lobé a cependant été rapporté chez Pieris brassicae
(André, 1959).
Chez le moustique, nous avons noté la présence de légères dépressions
de l'enveloppe nucléaire. Ces mêmes invaginations ont été rapportées par
Favard (1961) et par Tates (1971). Dans ces invaginations, nous avons
observé des masses cytoplasmiques denses semblables à celles décrites dans
les gonocytes.
36
Le nucléole des spermatogonies du moustique est beaucoup plus petit
que celui de la drosophile (Tates, 1971). Chez la drosophile, le nucléole
mesure 4,5 Jlm de diamètre contre 2 Jlm chez le moustique. Mais la
structure réticulée rapportée par Meyer (1961), Yasuzumi et al. (1958) et par
Tates (1971) est la même que celle observée dans le cas du moustique. Le
nucléole des spermatogonies a une position variable dans le noyau. Il est
soit central, soit excentré comme l'on rapporté Sotelo & Wettstein (1964)
chez la drosophile.
2 - Le cytoplasme
Chez le moustique, le cytoplasme des spermatogonies est peu
abondant.
a) Les mitochondries
Les mitochondries sont peu nombreuses, ovoïdes ou sphériques. De
plus, elles ont des crêtes courtes avec une matrice dense. Selon André (1962)
et Bruslé (1971), tous ces caractères dénotent l'état juvénile des
mitochondries spermatogoniales.
b) Le réticulum endoplasmique
Dans les spermatogonies du moustique, le réticulum endoplasmique
est peu développé. De même chez Melanoplus sp. Gatenby & Tahmisian
(1959) notent la grande pauvreté des spermatogonies en réticulum
endoplasmique. Selon Bruslé (1971)
"cette pauvreté générale des
spermatogonies en réticulum endoplasmique, traduirait une absence
d'activité synthétique". Néanmoins, un réticulum assez abondant a été
rapporté chez l'homoptère Philaenus spumarius (Folliot, 1968).
c) Les ribosomes
Les ribosomes sont abondants dans les gonies primaires et peu
nombreux dans les gonies secondaires. Nous retrouvons la même chose
chez Pieris brassicae (André, 1959) chez Testacella et Macroglossa (André
1962) chez Philaenus spumarius (Folliot, 1968) et chez la drosophile (Tates,
1971).
d) L'appareil de Golgi
Dans les spermatogonies l'activité de l'appareil de Golgi demeure très
limitée. En effet pour Bruslé (1971) les dictyosomes des cellules mâles
précoces sont généralement peu abondants et ne semblent manifester
aucune activité spécifique. Néanmoins chez la sauterelle Gatenby
et al.
(1958) rapportent "five characteristic bodies x" qu'ils décrivent comme étant
37
des "COrps golgiens". De même chez la drosophile, Tates (1971) rapporte 3
dictyosomes par section.
e) Les autres organites
Nous n'avons pas observé de centrioles dans les spermatogonies, mais
nous ne mettons pas en doute leur existence. Deux centrioles ont été décrits
dans les spermatogonies des Diptères (Phillips, 1966 a et b ; Tates, 1971). Le
corps lamellaire dense que nous avons décrit dans les spermatogonies
rappelle celui rapporté par Tates (1971) chez la drosophile.
C ) Les spermatocytes primaires
Nous avons décrit uniquement les spermatocytes primaires. Le stade
spermatocyte II est plus court et plus difficile à caractériser. Les spermato-
cytes primaires sont caractérisés par une croissance remarquable. Ils
atteignent 10 à 12 ~m contre 7 ~m pour les spermatogonies. Chez la
drosophile, les spermatocytes 1 atteignent même la taille de 21 ~m x 16 ~m
contre 8 Jlffi x 10 lJlIl pour les spermatogonies (Tates, 1971). Cette croissance
considérable fait désigner les spermatocytes primaires sous le nom
d' "auxocyteSil (Bruslé, 1971). Les spermatocytes primaires du moustique sont
des cellules globuleuses. C'est le cas également chez Drosoph il a
melanogaster et Dacus oleae
(Baccetti & Bairati, 1964). Les spermatocytes
peuvent cependant être ovalaires comme le rapportent Delavault & Bruslé
(1968). Dans tous les cas, les spermatocytes sont reliés par des ponts
cytoplasmiques. Plus particulièrement parmi le~ Diptères, des ponts
cytoplasmiques ont été rapportés chez Drosophila' melanogaster et Dacus
oleae (Baccetti & Bairati, 1964). Ces ponts ont été étudiés en détail par Meyer
(1961). Bruslé (1971) observe que d'une manière générale, les spermatocytes
primaires sont reliés par des ponts cytoplasmiques dont la présence a pour
conséquence un synchronisme dans l'évolution spermatocytaire.
1- Le noyau
Le noyau des spermatocytes primaires en prophase 1 est caractéristique.
Chez le moustique, c'est essentiellement la présence des complexes
synaptonémaux qui nous ont permis de repérer les spermatocytes
primaires. En effet, au cours des diverses étapes de cette phase, les
chromosomes présentent des aspects très caractéristiques liés à leur
appariement. Chaque bivalent est associé à un complexe synaptonémal.
Ainsi le nombre de couples synaptonémaux permet de déterminer la
formule chromosomique de l'espèce considérée. Cette méthode qui a été
utilisée par Goldstein & Moens (1976) a permis de montrer que chez Ascaris
Iumbri coiâes, n = 12. Chez le moustique, il ne nous a pas été très facile de
compter le nombre exact de complexes synaptonémaux. En effet, le schéma
de Goldstein & Moens (1976) représentant un noyau de spermatocyte au
38
stade pachytène, révèle que les complexes synaptonémaux sont longs (4,2 à
14 J..lm ) et constituent un véritable lacis. Chez le moustique, Aedes dorsalis
grâce à d'autres méthodes Mukherejee & Rees (1970) ont établi que 2 n = 6.
Parallèlement à cette intense réorganisation des chromosomes, le noyau va
subir une augmentation assez notahle. Ainsi chez le moustique, il atteint 6
J..lm contre 4,5 J..lm pour les spermatogonies. Dans le cas de la drosophile,
l'augmentation est considérable. Le noyau passe de 6 J..lm x 7,5 J..lm à 18 J..lm x
12 J..lm (Tates, 1971).
Le nucléole est unique et possède une structure réticulée. Il a un
diamètre de 2 J..lm . Si dans sa structure le nucléole du moustique rappelle
beaucoup celui de la drosophile (Tates, 1971), il est cependant beaucoup plus
petit que celui-ci.
2 - Le cytoplasme
La croissance des spermatocytes est due principalement à une
augmentation du volume cytoplasmique.
a) Le réticulum endoplasmique
Le réticulum endoplasmique des spermatocytes est beaucoup plus
développé que celui des spermatogonies. Pendant la prophase de la
première division de méiose, il constitue un réseau dense de citernes à
travers tout le cytoplasme. Cette abondance du réticulum endoplasmique
est rapportée par Tates (1971) chez la drosophile. La prolifération
membranaire s'accompagne souvent d'une édification de structures
nouvelles liées au réticulum endoplasmique. C'est ainsi que chez le
moustique, nous avons observé un réticulum endoplasmique particulier
rattaché le plus souvent au noyau. L'existence d'un réticulum particulier à
côté d'un réticulum endoplasmique classique, abonde dans la littérature.
C'est ainsi que Merriam (1959), Wischnitzer (1960), Okada & Waddington
(1959), Rebhun (1961), Kessel (1965, 1966 a, 1968, 1969 et 1981), Harrison
(1966), Schjeide et al. (1972) , Kessel & Beams (1969), Halkka & Halkka (1977)
et Chen & Merisko (1988), décrivent tous un réticulum spécial "qui se
présente sous forme de membranes
doubles parallèles, fréquemment
interrompues par plusieurs pores ou anneaux et de ce fait est appelé
lamelles annelées".
D'autres types particuliers de réticulum endoplasmique ont été aussi
observés. Folliot & Maillet (1965) ont décrit un "réticulum endoplasmique
spécial" qu'ils interprètent comme étant un aspect fonctionnel transitoire
du réticulum endoplasmique au cours de la spermiogenèse. Bassot (1966)
décrit à son tour dans les photocytes d'Annelides des structures qu'ils
considèrent comme une forme microtubulaire et paracristalline de
réticulum endoplasmique. Chez Ascobolus
Zachariah & Anderson (1973)
39
décrivent des corps en "treillis" qui ressemblent aux structures décrites par
Bassot (1966). Des citernes "ondulantes" d'un réticulum endoplasmique
particulier sont également décrites chez un moIl usque opistobranche
(Eckelbarger, 1982). Chez le moustique, le réticulum endoplasmique spécial
apparait parfois en association avec les masses cytoplasmiques denses. Selon
Schjeide et al. (1972), ces masses cytoplasmiques denses qu'ils considèrent
comme des "corps chromatoides", participent à la formation du réticulum
spécial. Cette hypothèse déjà retenue par Kessel & Beams (1969) est
confirmée par Halkka & Halkka (1977). Ces derniers pensent en effet que '1a
formation du réticulum spécial peut être due à l'activation d'un message
génétique contenu dans les masses cytoplasmiques denses".
Nous avons par ailleurs constaté que le réticulum simple pouvait
s'associer parfois à des vésicules comme l'on déjà montré Tates (1971) et
Stanley et al . (1972) chez la drosophile. Pendant la métaphase l, nous avons
constaté l'absence de réticulum endoplasmique spécial. Le réticulum
endoplasmique lisse constitue un réseau membranaire autour du fuseau de
division. Un tel système lamellaire a également été rapporté durant la
métaphase 1 chez la drosophile (Ito, 1960; Tates, 1971).
b) Les ribosomes
Les ribosomes sont moins abondants dans les spermatocytes primaires
que dans les spermatogonies. Chez le moustique, la distribution des
ribosomes libres dans le cytoplasme et associés en polysomes, est très
comparable à celle rapportée chez la drosophile (Baccetti & Bairati,1964).
c) L'appareil de Golgi
L'appareil de Golgi des spermatocytes 1 du moustique est comparable à
celui des autres insectes. Pendant la prophase l, les dictyosomes sont très
abondants et manifestent une intense activité métabolique qui se traduit par
l'élaboration de nombreuses vésicules golgiennes. En effet, d'après Bruslé
(1970 et 1971) les spermatocytes sont le siège d'importants phénomènes de
synthèse. Ce qui se traduit chez le moustique par une prolifération des
dictyosomes. Cette augmentation du nombre de dictyosomes a été rapportée
chez la drosophile (Tates, 1971). Chez cet insecte, le nombre de dictyosomes
spermatocytaires varie de 0 à 5 par section tandis qu'ils sont rares dans les
sections de spermatogonies. Chez le grillon, le nombre de dictyosomes
spermatocytaires peut être évalué à douze voire même deux ou trois fois ce
nombre (Kaye, 1962). Le nombre de saccule par dictyosome est variable.
Chez le moustique, chaque dictyosome compte trois ou quatre saccules.
Chez la drosophile, ce nombre est de quatre ou cinq (Tates, 1971). L'épaisseur
de chaque dictyosome varie également selon les insectes. Dans le cas du
moustique, nous avons trouvé une épaisseur de 100 à 150 nm pour une
longueur de 500 à 600 nm. Chez le criquet Nemobius (Gatenby et al., 1958)
40
chaque saccule mesure en moyenne 20 nm pour une longueur de presque
1 )JlI\\ . Chez la drosophile les dictyosomes ont une longueur de 1,2 )JlI\\ pour
une épaisseur 250 nm (Tates, 1971). Nous avons constaté une nette
augmentation de la longueur et de l'épaisseur des dictyosomes
spermatocytaires par rapport à ceux des spermatogonies. Malgré cette
variabilité dans l'épaisseur et la longueur, ils présentent le même aspect
chez tous les insectes. Chez le moustique, nous l'avons décrit globalement
comme un "croisséJ.nt" tandis que Clayton et al. (1958) et Tates (1971) le
comparent à un "fer à cheval" respectivement chez le grillon et la
drosophile. Nous avons enfin noté pendant la prophase l, une étroite
relation entre l'appareil de Golgi du moustique et le réticulum
endoplasmique comme cela est classique dans une cellule en activité.
Pendant la métaphase l, nous. avons constaté que les dictyosomes
spermatocytaires disparaissent. Selon Ho (1960), cette disparition s'explique
par le fait que l'appareil de Golgi va contribuer à l'édification du "système
lamellaire" que nous avons observé autour du fuseau de division.
d) Les mitochondries
Dans les spermatocytes, le nombre de mitochondries est supérieur à
celui observé dans les spermatogonies. Dans le cas du moustique, pendant
la prophase l, les mitochondries sont très nombreuses et sont
uniformément réparties dans tout le cytoplasme. Clérot (1976 et 1979) voit
dans le "ciment intermitochondrial" une "contribution du génome
nuc~éaire à l'édification de mitochondries nouvelles". Pour Abrô (1964),
Bruslé (1971) et Tates (1971) la multiplication des mitochondries est due à
des divisions binaires et multiples de mitochondries préexistantes. Pour
Bruslé (1971), ce nombre élevé de mitochondries est l'expression
morphologique d'une intense activité maturative. Il traduit l'existence d'un
potentiel énergétique élevé. Parallèlement à cette multiplication nous
avons également noté une augmentation de taille des mitochondries
spermatocytaires par rapport à celles des spermatogonies. Chez le
moustique, les formes allongées atteignent par exemple 2 lJ.II1 contre 1 !lm
de longueur pour les mitochondries goniales. Quant aux mitochondries
ovoïdes, nous pensons qu'elles constituent une section transversale des
formes allongées qui doivent mesurer 2 lJ.II1 x 0,5 !lm . Nous avons décrit
dans certains spermatocytes des mitochondries de diamètre important et
renfermant dans une sorte de grosse vacuole, un corps pseudomyélinique.
Ces mitochondries sont en dégénérescence et rappellent celles décrites par
Mitchell (1967).
e) Les centrioles
Les centrioles des spermatocytes du moustique sont au nombre de
deux et donnent deux courts axonèmes entourés chacun par la membrane
41
plasmique réalisant deux courts flagelles. Chez la drosophile également, les
centrioles sont au nombre de deux (Tates, 1971) ce qui est le cas de la
majeure partie des insectes. Mais parfois, même si ce n'est que
transitoiremen t, le nombre de cen trioles sperma tocytaires peu t être
supérieur à deux. Ainsi chez un mollusque, Gall (1961) rapporte quatre
centrioles qui seront répartis en deux paires dans les deux cellules filles.
Hoage & Kessel (1968) rapportent 16 centrioles transitoires chez l'abeille,
mais seuls deux sont conservés. Chez le moustique, nous avons retrouvé la
structure classique du centriole. Ainsi les deux centrioles qui sont
perpendiculaires l'un par rapport à l'autre, sont constitués chacun de 9
triplets périphériques. Chez la drosophile Tates (1971) distingue deux parties
dans les centrioles : une proximale constituée de 9 triplets et une distale
comportant 9 doublets. Entre ces deux parties, il existe un tubule central.
Chez le faux-bourdon Apis mellifera, les centrioles mesurent 320 - 370
nm x 200 nm (Hoage & Kessel 1968). Chez la mouche à viande Sa rcophaga
bullata, les centrioles mesurent 150 nm de long (Warner, 1971). Chez
Chrysops et Myrmecoelurum, il existe des centrioles atteignant la taille
relativement colossale de 8 ~m de long (Friedlander & Wahrmann, 1966).
D'autre part, Phillips (1966 a et b) rapporte chez Sciara coprophila, des
"centrioles géants" avec 70 tubules. Les centrioles du moustique mesurent
1 ~m de long, valeur proche de celle des centrioles de drosophile (1,3 ~m )
(Tates, 1971).
LA SPERMIOGENESE
I - Les jeunes spermatides (fig. 9)
Ce sont des cellules qui apparaissent un peu plus allongées que les
spermatocytes. Elles sont reliées par des ponts cytoplasmiques. Elles sont
issues de la seconde division de méiose à partir des spermatocytes
secondaires.
Avant la fin de la télophase, l'enveloppe nucléaire se reconstitue (pl.
XI a). Le nucléoplasme est sombre. La chromatine est granulaire. A ce stade,
le noyau est réduit et son diamètre mesure 2,2 ~m . A la fin de la télophase,
le nucléoplasme devient plus clair avec quelques amas chromatiniens
périphériques (Pl. XI b). Le diamètre du noyau augmente et atteint environ
4 ~m . Le nucléole est absent.
Le réticulum endoplasmique est abondant. Il constitue un réseau
autour du noyau (Pl. XI a et b). Il est polarisé par le centriole. Les ribosomes
sont éparpillés dans le cytoplasme sous forme de polysomes. Les
mitochondries ont un aspect sombre comme dans le cas de la métaphase 1.
Elles sont soit groupées (Pl. XI a) soit éparpillées sur une bonne partie du
cytoplasme. Elles sont allongées ou sphériques. Elles ont une longueur de
Figure 9 : La spermiogenèse de T. brevipalpis : le stade 1. Le noyau
(N) est sphérique et le nucléole est absent. Le nucléoplasme clair
contient des amas chromatiniens (flêches) périphériques. Le réticulum
endoplasmique (RE) est polarisé par le centriole (ct). Les mitochondries
(M) sont distribuées dans une bonne partie du cytoplasme. X 20.000.
Planche XI
Stade 1 de la spermiogenèse de T. brevipalpis. : la jeune spermatide.
Figure a : Télophase de la deuxième division de méiose: les noyaux fils (N)
se constituent. Chaque noyau d'abord dense, s'éclaircit un peu par
la suite. Le réticulum endoplasmique (RE) constitue un réseau
autour du noyau qui augmente légèrement de volume. Les
mitochondries (M) qui ont une matrice dense sont regroupées à
côté du noyau. X 28.000.
Figure b : Le noyau (N) augmente considérablement de volume. Quelques
amas chromatiniens (ch) sont visibles à la périphérie. Le reste du
nucléoplasme est plus clair. Le centriole (ct) éloigné du noyau est
contenu dans une sorte de vésicule. Le réticulum endoplasmique
est polarisé par le centriole. X 18.000.
·...
~ -.~. ~~...~..'"
.-'-.,,::- - .
...'
~
.' ---
44
1,2 Jlm et un diamètre de 0,3 Jlm . Il existe un centriole unique qui mesure
1Jlm de long et 0,25 Jlm de diamètre. Il est éloigné du noyau et se trouve
contenu dans une sorte de vésicule (pl. XI b).
II - Evolution de la jeune sperma tide
Nous avons 13 stades successifs dans l'évolution spermiogénétique. La
jeune spermatide correspond au stade l,
A - Le stade 2
Ce sont des cellules plus ou moins ovoïdes avec des contours
réguliers. Elles mesurent en moyenne 8 Ilm de diamètre (fig. 10).
Le noyau est sphérique et son diamètre moyen est de 3,5 Ilm . Le
nucléoplasme est homogène et renferme une chromatine finement
granulaire. Le noyau qui occupe un volume assez important, est en position
légèrement excentrée dans le cytoplasme. Le nucléole est unique et possède
un diamètre de 1,3 Ilm . Il a une structure réticulée et renferme parfois une
masse dense et opaque. Cette masse centrale ou périphérique possède un
diamètre voisin de 0,5 ~m (pl. XII b).
Le réticulum endoplasmique constitue un réseau autour du noyau
comme précédemment (Pl. XII a, b et d). Il s'agit d'un réticulum lisse. Le
réticulum particulier observé dans les cellules germinales précoces apparait,
mais il est détaché du noyau (Pl. XII d). Les ribosones sont très nombreux
dans la jeune sperma tide.
Quelques
uns sont liés
au
réticulum
endoplasmique et la membrane externe de l'enveloppe nucléaire. La
plupart sont libres et éparpillés dans tout le cytoplasme sous forme de
polysomes.
Les mitochondries sont groupées (Pl. XII a et b). Nous pouvons
dénombrer jusqu'à 30 mitochondries sur une section (pl. XII a). Les
mitochondries sont de forme allongée et leur dimension est de 1,2 Ilm x
0,5 Ilm . Dans les mitochondries allongées, les crêtes sont parallèles au
grand axe de l'organite. Dans leur matrice claire, nous observons quelques
fines granulations.
L'appareil de Golgi est représenté par quelques dictyosomes (Pl. XII c).
Chaque dictyosome possède 3 à 4 saccules et de nombreuses vésicules. Il
présente une épaisseur globale de 0,1 Ilm . Chaque saccule a une longueur
de 0,5 Jlm avec une épaisseur de 0,02 Ilm . Dans la jeune spermatide, il
existe un seul centriole, il est rejeté contre la membrane plasmique et se
prolonge par un court axonème. Mais celui-ci n'est pas encore bien organisé
(Pl. XII b et c).
Figure 10 : Evolution de la jeune spermatide: le stade 2. Le noyau
(N) est sphérique et contient un nucléole (n). L'enveloppe nucléaire
montre de nombreux pores (flêches). Le réticulum endoplasmique (RE)
constitue un réseau autour du noyau. Les mitochondries (M) sont
groupées au pôle postérieur de la spermatide. L'appareil de Golgi (G) est
constitué par quelques dictyosomes situés au pôle antérieur. X 20.000.
Planche XII
Evolution de la jeune spermatide: le stade 2.
Figures a et b : Les mitochondries (M) sont regroupées à un pôle de la
spermatide.
Le
noyau
(N)
est
sphérique.
Le
réticulum
endoplasmique (RE) entoure le noyau et les mitochondries. La
flêche indique l'axonème. a x 21.000 ; b x 20.000.
Figure c : L'appareil de Golgi (G) localisé à proximité du noyau (N) montre
deux dictyosomes. Chaque dictyosome est constitué par 2 à 3
saccules. Au niveau de la face cis des dictyosomes, nous observons
des vésicules claires et des vésicules denses. La flèche indique
l'axonème encore désorganisé. X 14.500.
Figure d : Le réticulum à structure alvéolaire (RA) se détache du noyau (N).
Il est en association avec le' réticulum endoplasmique lisse.
X 23.000.
47
B - Le stade 3 (fig. 11 et 12)
Le noyau est sphérique et contient une chromatine finement
granulaire. Le nucléole présente une structure granulaire homogène. Les
mitochondries se rapprochent et fusionnent pour donner des éléments de
grande taille qui peuvent atteindre 5,5 ~m de long (fig. Il). Ces éléments
s'associent intimement, délimitant entre eux de minces espaces. C'est le
début de la formation du nebenkern. Il se forme à ce stade une masse
mîtochondinale ovoïde ou sphérique (Pl. XIII b et c). Son diamètre est
d'environ 3 !lm .
A ce stade, l'appareil de Golgi n'est plus représenté que par un seul
complexe golgien proche de la masse mitochondriale et non loin du noyau
(Pl. XIII b à e). Le nombre de saccules n'a pas évolué mais leur longueur est
plus importante (0,6 à 0,8 ~m ). Le dictyosome présente à ce stade une
différenciation. Un des saccules golgiens est particulier : son épaisseur est
légèrement inférieur aux autres, son contenu est dense et de plus il ne
présente pas de portion émiétée en vésicules (Pl. XIII e). Le complexe est
situé à environ 0,5 ~m de la surface nucléaire.
C - Le flagelle
Le centriole est à présent appliqué par son extrémité proximale sur
l'enveloppe nucléaire (Pl. XIII a). En coupe transversale, le flagelle apparaît
formé de 9 doublets périphériques. Autour du centriole se trouve une
substance amorphe: le corps péricentriolaire.
o - Le réticulum endoplasmique et les ribosomes
Le réticulum endoplasmique forme un réseau de citernes autour du
noyau et du nebenkern. Il s'agit principalement du réticulum lisse qui
présente en quelques rares endroits des alignements de ribosomes. Les
ribosomes libres sont nombreux et associés en polysomes.
C - Le stade 4 (fig. 13)
Le saccule golgien particulier est disposé à la surface du noyau (Pl. XIV
a à d). Très proche de l'enveloppe nucléaire; il en est séparé par une
distance de l'ordre de 20 nm. Il n'existe pas de liaison visible entre ces deux
formations. Le saccule mesure 0,5 ~m de long et 50 nm d'épaisseur. La
membrane de ce saccule montre bien une structure trilamellaire. Le noyau
présente un léger aplatissement au niveau de l'association avec le saccule.
En raison de sa situation contre le noyau et son évolution future, nous le
dénomons saccule acrosomien. Le reste du complexe golgien ne prend pas
contact avec la surface nucléaire. Il est constitué de deux saccules plus ou
Figure 11 : La formation du nebenkern au cours de la spermiogenèse
de T. brevipalpis . A, les mitochondries se regroupent ; B, elles
s'associent
en
éléments
de
grande
taille
; C,
les
éléments
mitochondriaux se rapprochent et s'imbriquent les uns dans les autres;
D, il se forme une masse sphérique ou ovoïde, le nebenkern (NK).
X 30.000.
c
Figure 12 : Le stade 3 de la spermatogenèse. Le noyau (N) est
sphérique et contient un ou deux nucléoles (n). L'enveloppe nucléaire
montre de nombreux pores. Le réticulum endoplasmique entoure le
noyau et le nebenkern (NK). Le flagelle (f) se met en contact avec le
noyau par l'intermédiaire du centriole. Un des saccules golgiens
devient dense et constitue ce que nous appelons le saccule acrosomien
(flêche). X 30.000.
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Figure 13 : Le stade 4 de la spermiogenèse de T. brevipalpis. Le noyau
(N) qui contient un ou deux nucléoles (n) s'aplatit légèrement pour
constituer le site initial du saccule acrosomien (flêche). Ce dernier se
détache de l'appareil de Golgi (G) et vient à la rencontre du noyau.
X 30.000.
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Planche XIII
Figure a : Le centriole est en contact avec le noyau. Il est entouré par le corps
péricentriolaire (flêche). Le flagelle est encore très court. Les
mitochondries proches du noyau et du flagelle, sont de grande
taille. X 16.000.
Figures b à e : Les éléments mitochondriaux décrits plus haut se réunissent
pour constituer une masse sphérique ou ovoïde : le nebenkern
(NK). L'appareil de Golgi est situé entre le noyau (N) et le
nebenkern. Un des saccules de l'appareil de Golgi devient plus
dense que les autres (flêches). Il s'agit du saccule acrosomien.
b X 10.500; c X 28.500; d X 31.000; e X 30.000.
Planche XIV
Evolution de la jeune spermatide: le stade 4.
Figures a à d : Le noyau (N) est sphérique et comporte un ou deux nucléoles
(n). Le saccule acrosomien (flêches) se dépose à la surface du
noyau. A proximité du saccule acrosomien, nous pouvons
observer le reste de l'appareil de Golgi CG) constitué par 2 ou 3
saccules plus de nombreuses vésicules golgiennes. a X 7.000 ;
b X 28.000 ; c X 42.000 ; d X 54.000.
53
moins bien individualisés et généralement d'une grande vésicule claire
associée à de nombreuses petites vésicules.
A ce stade, la masse mitochondriale devient très complexe (pl. XIII c).
Puis les membranes mitochondriales vont subir de nombreux remanie-
ments internes. Ces restructurations vont aboutir à la formation de boucles,
d'associations membranaires complexes et parfois à des structures
labyrinthiques. A la fin de cette phase, le nebenkern présente deux parties:
une région corticale constituée par quelques éléments mitochondriaux et
une centrale formée d'éléments enchevêtrés.
0- Le stade 5 (fig. 14)
Le noyau prend une forme ovoïde. Il est pourvu de nombreux pores
nucléaires. Le nucléole est situé dans la région antérieure. Le nebenkern
s'est allongé (Pl. XV a). Il mesure 7,1 ~m de long et 2 ~m de diamètre. Il
possède toujours comme précédemment une structure hétérogène avec de
nombreuses granulations denses. Le saccule acrosomien se déplace à la
surface du noyau en s'éloignant du centriole (Pl. XV b). Le centriole a migré
dans le cytoplasme ainsi que le noyau. Cette migration ne s'accompagne pas
de l'allongement du canal cytoplasmique qui demeure très court. Au cours
de cette migration, le flagelle s'est développé. Il est situé parallèlement à la
masse du nebenkern. L'axonème est constitué de 9 doublets périphériques.
Une citerne du réticulum endoplasmique se dispose autour du flagelle
organisant ainsi un manchon membranaire périaxonématique.
Le corps péricentriolaire constitue un anneau dense qui mesure
environ 0,3 ~m x 0,3 ~m . Le centriole situé dans sa région centrale est
difficile à distinguer (Pl. XV a et b).
E - Le stade 6 (fig. 15)
Le noyau présente une reglOn moyenne évasée et des reglOns
antérieure et postérieure plus étroites. Il s'allonge et atteint une longueur de
S, 2 Jlm pour un diamètre de 2,6 Ilm (Pl. XV d). Le nucléoplasme se densifie.
Le noyau est creusé à sa base d'une dépression dans laquelle se disposent le
centriole et le corps péricentriolaire. Ce dernier est plus important que
précédemment. Il mesure 0,7 Ilm x 0,5 Ilm. La machette commence à
s'organiser autour du noyau. Le nucléole est morcelé dans le nucléoplasme.
Chaque portion du nucléole peut mesurer jusqu'à 0,5 Jlm. Le saccule
acrosomien est à ce stade proche de l'apex du noyau (Pl. XV d). La longueur
du saccule acrosomien est de 0,4 Ilm . Le nebenkern situé latéralement
s'allonge et se divise en deux dérivés mitochondriaux (Pl. XV cet e). Chaque
dérivé a une structure homogène avec des crêtes.
Figure 14 : Le stade 5 de la spermiogenèse de T. brevipalpis. Le noyau
(N) contenant un ou deux nucléoles (n) devient ovoïde. Le saccule
acrosomien (flèche) quitte la région postérieure du noyau. A la base du
noyau, le corps péricentriolaire (cp) forme un anneau autour du
centriole. Le flagelle (f) et le nebenkern (NK) s'allongent. Le corps
hétérogène (c) et le reste de l'appareil de Golgi (G) sont rejetés dans la
région postérieure de la spermatide. X 30.000.
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Figure 15 : Le stade 6 de la spermiogenèse de T. brevipalpis. Le noyau
(N) est plus allongé que dans le stade précédent. Le nucléole (n) est
éparpillé en plusieurs éléments au sein du nucléoplasme. La
manchette (mt) commence à s'organiser autour du noyau. Le corps
péricentriolaire (cp) augmente de volume. Le saccule acrosomien
(flêche) atteint presque le sommet du noyau. X 30.000.
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Planche XV
Evolution de la jeune spermatide: le stade 5.
Figure a : Le noyau devient ovoïde et contient un ou deux nucléoles (n). Le
corps péricentriolaire (flêche) forme un anneau qui entoure le
centriole. Le nebenkern et l'axonème s'allongent. X 15.000.
Figure b : Le saccule acrosomien (flêche) se déplace autour du noyau (N). Le
nucléole est en position excentrée. Les flêches indiquent les
nombreux pores nucléaires. X 12.500.
Figure c : Coupe transversale du nebenkern (NK) qui occupe une position
latérale par rapport au flagelle (g). X 32.000.
La spermatide au stade 6.
Figure d : Le noyau (N) s'allonge davantage. Le saccule acrosomien (flêche)
est proche de l'apex. La base du noyau montre un diverticule dans
lequel s'introduisent le centriole et le corps péricentriolaire (cp).
Ce dernier occupe un volume plus important. X 18.000.
Figure e : Le nebenkern se divise en deux dérivés mitochondriaux (Dm).
L'axonème montre 9 doublets (flêches). X 42.500.
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57
F - Le stade 7 (fig. 16)
Le noyau s'est allongé, il atteint 5 /lm de long (Pl. XVI a et c). Le
diamètre au niveau de la région moyenne est de 2 /lm . Une coupe
transversale de la région postérieure montre le centriole et la manchette (Pl.
XVI d). Le saccule acrosomien est à ce stade situé à l'apex du noyau qui
montre un aplatissement à ce niveau (Pl. XV a et b). Une partie du
cytoplasme est éliminé pendant ce stade (Pl. XVI c). Les deux dérivés
mitochondriaux situés de part et d'autre du
flagelle, s'allongent
considérablement et présentent un diamètre moyen de 0, 2 /lm (Pl. XVI g).
Une section transversale d'un dérivé mitochondrial montre la double
membrane limitante qui se prolonge par des crêtes dans une matrice dense.
A l'intérieur de la matrice, dans la région qui fait face au flagelle, nous
avons observé la présence de quelques fines granulations (Pl. XVI f). Leur
diamètre est d'environ
10 nm. Une coupe transversale du corps
péricen triol aire montre dans sa région centrale une section de l'axonème
comptant 9 doublets périphériques (Pl. XVI e). Les sections de flagelle en
arrière du corps péricentriolaire montrent que chacun des 9 doublets
périphériques est orné de 2 bras associés aux tubules A et d'un élément
arqué associé au bord externe du tubule B (Pl. XVI e et f). Le manchon
membranaire autour de l'axonème s'ouvre (Pl. XVI f). Le corps hétérogène
est rejeté dans la région postérieure au niveau du flagelle (Pl. XVI c).
G - Le stade 8 (fig. 17)
Le noyau s'allonge de plus en plus et atteint 6 /lm de long pour un
diamètre d'environ 1,6 /lm dans sa région moyenne. L' extrémi té antérieure
du noyau est arrondie, de même que le saccule acrosomien (Pl. XVII a). Ce
dernier augmente de longueur et atteint 0,6 /lm en moyenne. Les granules
présents dans la matrice mitochondriale sont plus nombreux (Pl. XVII b). Le
corps péricentriolaire s'est développé et mesure 1 /lm de long.
Les éléments arqués associés aux tubules B des doublets périphériques
de l'axonème ont organisé des tubules qui se sont détachés de chacun des
doublets. L'axonème est maintenant constitué de 9 doublets périphériques
et 9 singulets; chacun d'eux est disposé en face du tubule B et à la périphérie
de l'axonème (Pl. XVII b).
H - Le stade 9 (fig. 18)
Ce stade est caractérisé par la structure du noyau. Il a poursuivi son
élongation et son amincissement. Son diamètre est de l'ordre de 0,3 )lm
dans la région antérieure et 0,8 /lm dans la région moyenne. Le contenu nu-
cléaire est granulaire. Le nucléoplasme présente une densification contre la
membrane nucléaire interne (Pl. VII c). Par rapport au stade précédent, l'ac-
rosome devient plus court. Sa distance par rapport au noyau est de 10 nm.
Figure 16 : Le stade 7 de la spermiogenèse de T. brevipalpis. Le noyau
(N) est plus allongé. Son extrémité antérieure aplatie porte le saccule
acrosomien (flêche). Sa base s'invagine et constitue un diverticule dans
lequel sont logés l'extrémité antérieure de l'axonème et le centriole
ainsi que la portion antérieure du corps péricentriolaire qui est devenu
plus
important.
Le
nebenkern
se
divise
en
deux
dérivés
mitochondriaux (Dm). Au niveau de chaque dérivé nous observons
quelques fines granulations qui marquent le début de la cristallisation.
Les astérisques montrent les portions de cytoplasme qui sont éliminées.
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Figure 17 : Le stade 8 de la spermiogenèse de T. brevipalpis. Le noyau
(N) allongé présente une extrémité antérieure rétrécie. Le saccule
acrosomien (flêche) se courbe pour mieux épouser les contours du
noyau. X 10.000.
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Figure 18 : Le stade 9 de la spermiogenèse de T. brevipalpis. Le noyau
(N) devient très allongé. Le diverticule (d) s'approfondit et s'étrangle
en son milieu. Le centriole s'arrête au niveau de cet étranglement. Le
corps péricentriolaire s'allonge en même temps que le flagelle (f).
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Planche XVI
La spermatide au stade 7.
Figure a : Le noyau (N) est un peu plus allongé que précédemment.
L'extrémité antérieure aplatie porte le saccule acrosomien (flêche).
X 20.000.
Figure b : Le saccule acrosomien (flêche) est séparé de l'enveloppe du noyau
(N). Il est rectiligne. X 61.500.
Figure c : Coupe longitudinale de la spermatide. d, e et f indiquent les
différents niveaux des coupes transversales représentées aux
figures d, e et f. Une bonne partie du cytoplasme est éliminée.
C, corps hétérogène. X 12.000.
Figure d : Coupe transversale de la région postérieure du noyau au niveau
du diverticule. Le centriole (ct) apparait formé par 9 triplets. Les
flêches indiquent les microtubules de la manchette autour du
noyau. X 26.000.
Figure e : Coupe transversale au niveau du corps péricentriolaire (cp)
montrant l'axonème (ax) formé uniquement par 9 doublets. Les
flêches indiquent la manchette. X 84.500.
Figure f : Coupe transversale au niveau du flagelle (f). L'axonème est
entouré par une gaine constituée par un élément circulaire du
réticulum endoplasmique. Un élément courbe apparait associé à
chaque tubule B marquant ainsi le début de la formation des
singulets. Les dérivés mitochondriaux (Dm) montrent quelques
granulations (flêche) qui marquent le début de leur cristallisation.
X 74.000.
Figure g : Coupe longitudinale du flagelle (f). Les dérivés mitochondriaux
(Dm) sont situés de part et d'autre du flagelle. X 7.500.
Planche XVII
Spermatides aux stades 8, 9 et la.
Figure a : La spermatide au stade 8 : l'extrémité antérieure du noyau (N)
s'arrondit. Le saccule acrosomien (flêche) devient courbe. X 51.500.
Figure b : Coupes transversales de flagelles au stade 8. Les singulets de
l'axonème (flêche) complètement formés se séparent des tubules.
La gaine flagellaire s'ouvre. Le nombre de granulations (g)
devient plus important dans les dérivés mitochondriaux. X 45.000.
Figure c : Coupe longitudinale de la spermatide au stade 9. Le saccule
acrosomien épouse les contours de l'extrémité antérieure
arrondie du noyau (N). Celui-ci devient plus dense en raison de la
condension accrue du nucléoplasme surtout au niveau de la
périphérie nucléaire. X 45.000.
Figure d : Coupe longitudinale de la spermatide entière au stade la. Le
noyau (N) est très allongé; et le corps péricentriolaire (cp) est très
développé. d, indique le diverticule à la base du noyau. La flêche
montre le saccule acrosomien. X 12.000.
Figure e : Coupe longitudinale de la région postérieure de la spermatide au
stade la. Le centriole (ct) et la portion antérieure de l'axonème
ainsi que l'extrémité antérieure du corps péricentriolaire (cp) sont
enfoncés dans le diverticule. X 22.700.
Figure f : Coupes transversales de flagelles au stade la. L'axonème est doté
d'un tubule central (flêche). Les granulations (g) contenues dans
les dérivés mitochondriaux se réunissent pour former une masse
homogène et opaque. X 56.000.
63
1- Le stade la (fig. 19)
Le noyau fortement allongé mesure 15 ~m de long (Pl. XVII d). Son
diamètre à la base est 0,6 ~m tandis que son extrémité antérieure mesure 0,3
~m . La dépression au niveau de la région basale s'est accentuée. Elle s'est
prolongée vers l'avant par un diverticule. Le centriole est disposé à la base
de ce diverticule. Autour du noyau, nous observons la manchette. A ce
stade, elle est entourée par une citerne du réticulum endoplasmique.
Le corps péricentriolaire s'allonge considérablement et atteint 3,5 ~m
(pl. XVII d et e). Son diamètre est de 0,5 ~m . Le corps péricentriolaire n'est
plus associé au centriole mais à l'axonème. Il est maintenant à une distance
de 0,5 ~m du centriole. Il présente une courte portion située à l'intérieur de
la dépression du noyau.
Les granules de la matrice mitochondriale s'organisent en une masse
dense paracristalline. Cette formation paracristalline se présente sous la
forme d'une baguette qui s'étend sur toute la longueur du dérivé
mitochondrial. Son diamètre est de l'ordre de 100 nm. Elle est en contact
avec la membrane mitochondriale interne dans la région contigüe à
l'axonème et occupe la région mitochondriale centrale. Les crêtes sont de ce
fait déportées vers la périphérie de l'organite (Pl. XVII O, Chaque dérivé
mesure au total 200 nm de diamètre. Dans certains cas néanmoins, les
dérivés ne présentent pas un diamètre équivalent. L'extrémité antérieure
des dérivés mitochondriaux s'étend à l'intérieur du corps péricentriolaire.
Leur section à ce niveau est réduite. Au niveau de l'exonème, le tubule
central apparaît (Pl. XVII O,
J- Le stade 11 (fig. 20)
Ce stade correspond à la spermatide âgée. Le contenu nucléaire est
constitué par des amas chromatiniens disposés en réseau (Pl. XVIII a à c). La
manchette est toujours en place (Pl. XVIII d). Le saccule acrosomien est
modifié. Sa face postérieure contigüe au noyau montre des déformations
qui entraînent une variation de l'épaisseur de ce saccule. Sa distance par
rapport au noyau s'est accrue. Elle est maintenant de 30 nm.
K - Le stade 12 (fig. 21)
Ce stade correspond à la spermatide très âgée. Le noyau est dense et
compact (Pl. XVIII e et f). Il est entouré de la manchette (Pl. XVIII g).
Au niveau de l'axonème, les microtubules ont un contenu dense
(pl. XVIII g). L'extrémité de l'axonème révèle une structure désorganisée
avec doublets denses. A ce niveau, le nombre de doublets est de 8 et certains
tubules constituent des "boucles ouvertes.
Figure 19 : Le stade la
de la spermiogenèse de T. brevipalpis. La
condensation du noyau (N) s'est accrue. Le nucléoplasme est
homogène et granulaire. Le tubule central de l'axonème (t) fait son
apparition. X 10.000.
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Figure 20 : Le stade Il de la spermiogenèse de T. brevipalpis : la
spermatide âgée. La condensation du noyau (N) se poursuit. La
chromatine constitue un réseau dense. X 10.000.
Figure 21 : Le stade 12 de la spermiogenèse de T. brevipalpis . A à K
coupes transversales à différents niveaux de la spermatide; A, une
vésicule est visible à l'intérieur de l'acrocome ; B, la base de l'acrosome
coiffe l'extrémité antérieure effilée du noyau (N) ; C et D, le noyau est
entouré de la manchette; E et F, à la base du noyau une dépression
renferme à sa base l'axonème (F) et à son sommet le tubule central de
ce dernier (E) ; G, le corps péricentriolaire (cp) ainsi que la manchette
entourant l'axonème (f) ; H, section montrant la manchette, le corps
péricentriolaire (cp), les dérivés mitochondriaux (Dm) et l'axonème ;
l, section montrant la manchette, les dérivés mitochondriaux et
l'axonème ; J, section montrant uniquement l'axonème entouré de la
membrane limitante de la spermatide; K, section à l'extrémité
postérieure du flagelle montrant un nombre de doublets inférieur à 9.
Le flagelle perd sa section circulaire. X 10.000.
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Planche XVIII
Figures a et b : Coupes longitudinales de spermatides très âgées (stade 12). Le
noyau
(N)
montre une condensation
accrue. Le saccule
acrosomien (flêches) se courbe davantage. L'espace qui le sépare
du noyau devient plus important. a x 30.000 ; b x 92.500.
Figures c et d : Coupes transversales de spermatide âgée (stade 11). La
chromatine (ch) constitue un réseau qui se densifie de plus en
plus. La manchette (mt) est entourée par une citerne du réticulum
endoplasmique (RE). c x 22.000 ; d x 75.000.
Figures e et f : Coupes longitudinales de spermatides très âgées (stade 12). Le
noyau (N) est dense et opaque. Le saccule acrosomien fortement
recourbé a donné naissance à l'acrosome (A) en forme de cloche.
L'acrosome délimite au sommet du noyau une vésicule à contenu
clair (astérisque). ex 37.000 ; f x 14.000.
Figure g : Coupes transversales de spermatides très âgées (stade 12). (Cl),
coupe passant au niveau de la région moyenne du noyau
montrant la manchette. La citerne entourant les microtubules a
disparu. (C2), coupe au niveau de la région antérieure du flagelle:
la citerne entourant la manchette persiste; des reliquats du corps
péricentriolaire entourent les dérivés mitochondriaux ; les
tubules de l'axonème ont un contenu dense. (C3), coupe au
niveau de la région moyenne du flagelle : la manchette est
désorganisée ; les flêches indiquent les microtubules de la
manchette. C4 et CS, coupes au niveau de l'extrémité postérieure
du flagelle: les doublets qui persistent sont au nombre de 8 ; ils
sont en contact avec la membrane limitante de la spermatide. X
80.000.
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68
Le saccule acrosomien s'est éloigné de l'avant du noyau (Pl. XVIII e
et O, Il en est séparé par une vésicule mesurant 150 nm de diamètre. Le
contenu de cette vésicule est transparent aux électrons.
III - Les spermatozoïdes
A - Les spermatozoïdes dans les testicules (fig. 22)
Le noyau est dense et compact. Il a une longueur de plus de 15 !lm.
Son extrémité antérieure effilée mesure 0,1 !lm de diamètre. La région
moyenne possède un diamètre de 0,2 !lm. Le diamètre à la base est de 0,4
!lm (Pl. XIX a et d). L'enveloppe nucléaire sinueuse est détachée de la masse
chromatinienne (pl. XIX c à e). La dépression de la base du noyau mesure
2 !lm de profondeur (Pl. XIX d).
Le cytoplasme excédentaire a été éliminé et la membrane plasmique
vient s'appliquer contre l'enveloppe nucléaire. Un mince espace clair
persiste entre l'enveloppe nucléaire et la membrane plasmique (Pl. XIX c).
Le corps péricentriolaire est présent, mais il est plus réduit (Pl. XIX d). La
formation paracristalline intramichondriale s'est développée (Pl. XIX e et O,
Les micro tubules B et les singulets sont denses. Le saccule acrosomien a
donné l'acrosome. Il présente un aspect en cloche dont le diamètre est
O,21lm (Pl. XIX c). L'épaisseur de l'acrosome est de 70 nm. Son contenu est
opaque. L'acrosome est séparé du noyau par une distance de 60 nm.
B - Les spermatozoïdes dans les vésicules séminales
Observés en microscopie photonique, les spermatozoïdes issus des
vésicules séminales apparaîssent longs et filiformes (Pl. XX a et b). Ils
mesurent entre 300 et 400 Ilm de long. Nous sommes parvenus grâce à une
technique de coloration à l'orceine acétique à distinguer nettement la tête
qui mesure 20 Ilm de long. (Pl. XX a et b). Au sommet du noyau, nous
distinguons une excroissance qui pourrait représenter l'acrosome. La zone
de séparation entre le noyau et le flagelle est marquée par un léger
étranglement. L'extrémité postérieure est très effilée.
Les spermatozoïdes, observés au microscope électronique à transmis-
sion après coloration négative, montrent une extrémité antérieure élargie
en massue (Pl. XX c).
En coupe transversale, chaque dérivé mitochondrial apparaît
entièrement occupé par la formation paracristalline (PL. XX f). A leur
extrémité antérieure, les dérivés sont entourés par un reliquat du corps
péricentriolaire (Pl. XX d). Le centriole constitué de 9 triplets a disparu.
Figure 22 : Le stade 13 de la spermiogenèse de T. brevipalpis : le
spermatizoïde. Coupes transversales au niveau de l'acrosome (A et B) ;
dans la région moyenne du noyau (C), au niveau du diverticule basal
du noyau (D et E) ; au niveau du corps péricentriolaire (F et G) au
niveau du flagelle libre (H) et à l'extrémité de ce flagelle (1).
A, acrosome; N, noyau; cp, corps péricentriolaire ; f, flagelle. X 10.000.
A
~
IW----A-O
~~B_.
r--:::
C_ .
N---.
0
Cp
F
•
G
•
0
•
f_ _
He
Planche XIX
Les spermatozoïdes dans les testicules.
Figures a et b : Coupes longitudinales de spermatozoïdes. La figure a montre
un spermatozoïde dans un cyste (C). N, noyau d'une cellule de
soutien. La figure b montre les détails de l'extrémité antérieure du
spermatozoïde représenté à la figure a. a x 8.000 ; b x 51.000.
Figure c : Coupe longitudinale au niveau de la région antérieure du
spermatozoïde. L'acrosome CA) en forme de cloche coiffe
l'extrémité
antérieure
pointue
du
noyau.
La
membrane
plasmique et l'enveloppe nucléaire délimitent entre elles un
espace irrégulier (flêche). X 40.000.
Figures e et f : Coupes transversales de flagelles. Tous les microtubules de
l'axonème sauf les microtules A (flêches) ont un contenu d'aspect
sombre. La membrane limitante du spermatozoïde est encore
dépourvue de glycocalyx (g!). ex 110.000; f x 24.000.
,~,~ ~ ,
l""
_ . J
' . ,
l '
>
Planche XX
Les spermatozoïdes dans les vésicules séminales.
Figure a : Spermatozoïdes observés en contraste de phase dans une solution
d'orcéine acétique. N, noyau; f, flagelle. Les flêches indiquent un
élément en avant du noyau qui pourrait représenter l'acrosome.
X 600.
Figure b : Un spermatozoïde dans une solution d'orcéine acétique.
L'observation est réalisée avec un objectif à immersion. La flêche
indique la zone de séparation entre le noyau et le flagelle marquée
par un étranglement. A l'extrémité antérieure du noyau nous
avons un élément sombre. Nous pensons qu'il s'agit de
l'acrosome. X 800.
Figure c : Région antérieure du spermatozoïde après coloration négative à
l'acide phosphotungstique. L'extrémité est en forme de massue.
X 30.000.
Figures d et e : Coupes transversales de spermatozoïdes à différents niveaux.
Nous retrouvons de l'avant vers l'arrière du gamète les sections
suivantes: 1, montre l'acrosome et l'extrémité du noyau; 2,
montre l'acrosome et une vésicule claire; 3, montre la région
moyenne du noyau; 4, montre la base du noyau au niveau de la
partie antérieure du diverticule; le tubule central de l'axonème
plus en avant gue les autres apparaît au centre du diverticule; 5,
montre dans la région moyenne du diverticule, une section
transversale de l'axonème ; 6, montre le corps péricentriolaire
entourant l'axonème ; 7, montre le corps péritriolaire entourant
les dérivés mitochondriaux et l'axonème .; 9, montre l'extrémité
postérieure des dérivés ; la, les singulets commencent à
disparaître; Il, les singulets n'existent plus à ce niveau; 12, le
tubule central disparaît ; les astérisques montrent l'extrémité
postérieure du flagelle; il ne reste plus que quelques doublets au
niveau de l'axonème gui perd sa section circulaire. d X 54.500 ;
eX 34.500.
Figure f : Coupe transversale du spermatozoïde montrant : la paroi
limitante épaissie par le dépôt du glycocalyx (gD, les deux dérivés
mitochondriaux dont la cristallisation montre une certaine
périodicité et l'axonème du type 9 + 9 + "1". Des bras sont visibles
au niveau des singulets, au niveau de la zone de contact des
tubules A et B et sur les tubules A. X 167.000.
J
/e
..
l
.\\
) ,,-
./
; /
•
..
)
.;o.-
...
•
l
f
/
72
La partie antérieure de l'axonème est entourée par le corps péricentriolaire
(Pl. XX e). Cet axonème est du type 9 + 9 + 1. La figure 23 résume les
différentes étapes de sa formation. Il comporte ainsi de l'intérieur vers
l'extérieur: un microtubule central, 9 rayons terminés à leur extrémité
centrale par des
têtes de rayon bien individualisées, 9 doublets
périphériques et 9 singulets clairs. Le tubule central est plein et mesure 30
nm de diamètre. Le microtubule A mesure 25 nm, il est complet et possède
deux bras situés en direction du tubule B adjacent. Ce dernier est incomplet,
il est soudé au microtubule A et mesure également 25 nm de diamètre. Le
tubule central se prolonge à l'avant de l'axonème et nous le retrouvons
jusqu'au sommet de l'invagination postérieure du noyau (Pl. XX e). Il existe
également deux petits éléments associés au bord externe des doublets au
niveau de la cloison séparant les microtubules A et B. Les singulets
présentent également un prolongement latéral orienté à l'opposé des bras
classiques du tubule A (fig. 23 e). A l'extrémité distale du flagelle, l'axonème
se dissocie. Les singulets sont les premiers à disparaître puis le microtubule
central. L'axonème dépourvu de ces deux éléments perd sa section
circulaire. Les doublets s'appliquent sur la membrane plasmique à laquelle
ils sont associés. Le nombre des doublets va diminuer progressivement,
tandis que certains d'entre eux se simplifient. Un glycocalyx se dépose sur la
face externe de la membrane plasmique. La membrane limitante du
spermatozoïde devient plus épaisse. Elle mesure 40 nm d'épaisseur
(Pl. XX f).
DISCUSSION
Nous avons subdivisé la spermiogenèse du moustique Toxorynchites
en 13 stades. Tates (1971) et Stanley et al. (1972) avaient pour leur part
distinguer Il stades dans le développement spermiogénétique de la
drosophile. Ces stades tiennent compte de la mise en place graduelle des
différents constituants du spermatozoïde.
1 - Les jeunes spermatides
Nous qualifions de jeunes spermatides les stades de 1 à 4. Les jeunes
spermatides ont une forme ovalaire. Leur dimension est d'environ 9 j.lm x
6 j.lm . En comparaison, les jeunes spermatides de la drosophile mesurent
12j.lm x 14j.lm (Stanley et al., 1972).
a - Le noyau
Le noyau est sphérique ou ovoïde, ce qui est commun pour de jeunes
spermatides. Son diamètre est de 3,5 j.lm en moyenne. Breland et al (1966)
signalent un diamètre de 5 ~m chez un autre moustique Culiseta inornata.
Figure 23 : Spermiogenèse de T.
brevipalpis : la formation de
l'axonème : A, les 9 doublets sont constitués d'abord; B, deux bras
apparaissent au niveau du tubule A ; C, les 9 singulets débutent leur
formation par l'apparition d'éléments courbes associés aux tubules B ;
D, les singulets complètement constitués se détachent des tubules B en
même temps les rayons et les têtes de rayons se constituent; E, un bras
orienté vers le tubule A adjacent apparaît sur les singulets, deux
éléments disposés en "V" apparaissent extérieurement au niveau de la
zone de jonction des tubules A et B, le tubule central apparaît.
X 200.000.
A
B
74
Le noyau présente un léger aplatissement dans la région où se dépose le
saccule acrosomien. Les deux membranes de l'enveloppe nucléaire
demeurent individualisées. En général lorsque la vésicule acrosomienne
s'appuie sur le noyau, les deux membranes de l'enveloppe nucléaire
fusionnent en une formation dense, unique comme le remarquait par
exemple Tates (1971) chez la drosophile.
La chromatine de la jeune spermatide est finement granulaire, ce qui
est en accord avec les observations de Breland et al..(1966) chez le moustique
Culiseta
inornata
et Phillips (1970) chez un Culex. Dans les jeunes
spermatides d'autres insectes, la chromatine peut prendre des aspects divers.
Le nucléole du moustique a une forme sphérique et possède une
structure réticulée avec un diamètre de 1,4 ~m en moyenne. Chez la
drosophile, le nucléole est dense, amorphe et possède un diamètre de
0,5 ~m (Tates, 1971 ; Stanley et al., 1972 ; Ito, 1960).
b - L'acrosome
La formation de l'acrosome débute très tôt dans la jeune spermatide du
moustique. Cette apparition précoce de l'acrosome est rapportée chez
plusieurs autres insectes. Ainsi chez la drosophile, l'acrosome se forme dès
le "stade en oignon" (Tates, 1971). Pour Stanley et al. (1972), cette formation
a lieu au "stade 3". Chez le grillon, Kaye (1962), note que l'acrosome et le
nebenkern apparaissent en même temps. C'est ce que rapportent Hoage &
Kessel (1968), chez le faux-bourdon ainsi que Phillips (1970), chez la punaise
Euschistus et la sauterelle Conacephalus sp. Dans tous les cas, l'acrosome
apparaît très tôt comme un produit de l'appareil de Golgi. Le plus souvent,
plusieurs dictyosomes participent à l'élaboration de l'acrosome. Ainsi la
formation de l'acrosome débute par un rassemblement de plusieurs
dictyosomes. C'est ce que rapportent Burgos et al. (1955), Clay ton et al.
(1958), Gatenby et al. (1958), Gay et al.
(1960), Kaye (1962), Stanley et al.
(1972), Werner (1986) et Werner & Bawa (1988 a). Chez le moustique, un
seul dictyosome est à l'origine de l'acrosome. Un saccule de la face cis de
l'appareil de Golgi se sépare du dictyosome et se rapproche du noyau. Le
même phénomène a été décrit chez un autre moustique Aedes rnariae et
chez les Phlébotomes (Dallai et al. ,1984). Ce saccule plus dense que les
autres et appelé par Dallai et al. (1984), "Vésicule aplatie", constitue ainsi
une caractéristique des Culicidae. Chez d'autres Diptères, l'acrosome se
forme
de
façon
beaucoup
plus
classique à
partir
d'un
granule
proacrosomien produit par l'appareil de Golgi. C'est notamment le cas chez
la drosophile (Tates, 1971 ; Stanley et al., 1972), la mouche à viande (Warner,
1971), la mouche domestique (Gassner et al., 1972) et les Simulies (Bacceti et
al., 1974 a). Dans la jeune spermatide de Toxorhynchites, le saccule
acrosomien se dépose à la surface du noyau, dans la région postérieure de
celui-ci, non loin du centriole. Le nebenkern est également au voisinage de
75
cette région nucléaire. La situation postérieure de la formation qui donnera
l'acrosome est particulière à Toxorhynchites chez les Diptères. Chez ces
derniers, la mise en place du granule proacrosomien, se fait dans la région
antérieure du noyau (Tates, 1971 ; Stanley et al. (1972) ; Gassner et al. (1972)
et Dallai et al.
(1984).
La situation postérieure de la formation
proacrosomienne a été signalée dans d'autres familles d'insectes :
Orthoptères (Clayton et al., 1958 ; Kaye, 1962) et Thysanoures (Nath et al.,
1962). Chez un annelide également, Potswald (1967) signale que l'acrosome
apparaît dans un premier temps à l'arrière de la spermatide. Selon cet
auteur, trois possibilités peuvent expliquer la position antérieure finale de
l'acrosome : a) l'acrosome est attaché à la membrane plasmique et tous les
deux demeurent fixes alors que tout le contenu cellulaire effectue une
rotation de 90° ; b) le contenu cellulaire demeure figé alors que l'acrosome et
la membrane plasmique effectuent un déplacement de 90° ; c) tout le
contenu cellulaire sauf l'acrosome et la membrane plasmique, restent sur
place alors que l'acrosome décri t le long de la membrane plasmique un
angle de 90°. Mais Buckland-Nicks & Chia (1986) démontrent que seule la
troisième hypothèse reste valable.
c - Le nebenkern
La formation du nebenkern débute très tôt chez le moustique. Dans les
jeunes
spermatides,
le
nebenkern
est
représenté
par une
masse
mitochondriale unique, ovoïde ou sphérique. Selon les insectes, il a un
diamètre variable (tableau nO 2).
d - Le réticulum endoplasmique
Le réticulum endoplasmique est moins abondant que dans les
spermatocytes. Ceci a déjà été noté chez la drosophile (Tates, 1971; Stanley et
al., 1972). Gatenby & Tahmisian (1959) font la remarque inverse chez un
orthoptère. Le réticulum est principalement de type lisse comme le
remarquent Clay ton et al. (1958) chez le grillon et Tates (1971) et Stanley et
al. (1972) chez la drosophile. Les ribosomes sont généralement associés en
polysomes dans le cytoplasme.
e - Le centriole
Chez Toxorhynchites, la spermatide jeune possède un seul centriole.
C'est ce que rapportent Breland et al. (1966), chez d'autres moustiques, Tates
(1971) et Stanley et al. (1972), chez la drosophile, Warner (1971), chez la
mouche à viande, Gassner et al. (1972), chez la mouche domestique, Szôllôsi
(1975) chez un orthoptère, Friedland & Wahrman (1966) et Afzelius &
Dallai (1979) chez divers Névroptères, ]uberthie-]upeau et al. (1983), chez
des Coléoptères et Lee (1985), chez un hétéroptère. Ce centriole unique va
être à l'origine de l' axonème,
Tableau n02 : variations du diamètre du Nebenkern dans sa
phase sphèrique chez les insectes.
Ordres
Familles
Genres
Diamètre du
Auteurs
noyau en llm
Diptères
Drosophilidae
Drosophila
7
Tokuasu(1975)
4
Stanley et al. (1972)
7
Tates (1971)
"
Culicidae
Culiseta
3
Breland et al. (1966)
Toxorhynchi tes
3,3
Observation personnelle
"
Euschistus
4
Phillips (1970)
Hymenoptères
Apidae
Melipona
3,4
Da Cruz Landim & Silva
De Moraes (1980)
Orthoptères
Gryllidae
Acheta
3
Clayton et al. (1958)
5
Kaye (1962)
Lépidoptères
Pieridae
Pierides
7
André (1962)
77
f - Le corps péricentriolaire
Chez le moustique, le matériel dense péricentriolaire apparaît dès les
premiers stades de la spermiogenèse comme c'est le cas chez les autres
insectes.
2 - Les spermatides intermédiaires et âgées
Chez le moustique, nous avons identifié
six stades de spermatides
intermédiaires et deux stades de spermatides âgées.
a - Les modifications nùcléaires
Chez le moustique, nous avons noté deux modifications nucléaires
qui nous paraissent les plus marquantes. Il s'agit de l'élongation et la
condensation. Ces deux processus interviennent en même temps. Selon
Rebhun (1961), les changements nucléaires peuvent êtres classés en trois
phases: un aplatissement suivant le grand diamètre de la spermatide, une
élongation et une torsion. De même Gall & Bjorke (1958) notent chez deux
espèces de sauterelles (Dissosteira caro/ina et Me/anop/us fermurubrum)
l'existence de changements intranucléaires qui accompagnent l'élongation
de la spermatide. Selon ces auteurs, les changements intranucléaires mis en
cause, impliquent trois processus : un premier pendant lequel le contenu
nucléaire est fibreux, un deuxième pendant lequel les fibres nucléaires
s'associent en lamelles et un troisième où les lamelles se réunissent pour
former un corps cristallin. La chromatine subit de profonds remaniements.
Yasuzumi & Ishida (1957) font remarquer que cette réorganisation de la
chromatine ne s'arrête pas à une simple déshydratation. Elle va plus loin et
concerne les propriétés physiques et chimiques des chromosomes. Les
différentes étapes de cette réorganisation interne sont passées en revue par
Gibbons & Bradfield (1957) et Bawa (1964). Dans tous les cas, le résultat de
cette restructuration est une condensation de la chromatine en une masse
homogène opaque et dense.
b - La manchette
Chez Toxorhynchites la manchette est constituée par une rangée de
microtubules disposés autour du noyau et parallèles au grand axe de celui-
ci. Leur nombre est d'environ 50. Leur diamètre est de 24 nm. Nous n'avons
pas observé de ponts entre les microtubules qui sont néanmoins séparés par
un espace très faible d'environ 5 à la nm. Ils ne sont pas également en
contact avec l'enveloppe nucléaire. Nous n'avons pas ainsi observé les
ponts décrits par Stanley et al. (1972) en tre l'enveloppe nucléaire et les
microtubules. Une manchette constituée par une seule rangée de
microtubules a été décrite également chez d'autres Diptères comme la
78
drosophile (Tates, 1971 ; Stanley et al., 1972), la mouche à viande (Warner,
1971), chez la mouche domestique (Gassner ct al, 1972), des Odonates
(Kessel, 1966 b), des Coléoptères (Juberthie-Jupeau, 1983) et des Hétéroptères
(Lee, 1985). Par contre, une manchette à plusieurs rangées de micro tubules a
été décrite chez des Orthoptères (Yasuzumi et al. 1969; Szollosi, 1975).
En ce qui concerne le rôle de la manchette, les avis sont partagés. Pour
certains auteurs, la manchette jouerait un important rôle dans la
morphogenèse du noyau (Kessel, 1966 b ; Andersonet al., 1967 ; Yasuzumi
et al. 1969; Rattner & Brinkley,1972 ; Kondo et al, 1988). A ce propos, Shoup
(1967) et Wilkinson et al. (1974) ont montré que chez la drosophile, l'absence
de manchette due à la colchicine, empêche l'élongation nucléaire alors que
la condensation se poursuit normalement. Pour d'autres auteurs cependant
la manchette ne jouerait pas un rôle prépondérant dans la forme du noyau.
Ainsi pour Stanley (1971), la forme de la masse chromatinienne après
condensation serait le facteur principal de la morphogenèse nucléaire. C'est
ce que rapportent
aussi Fawcett et al. (1971) dans une étude faite sur les
Annelides, Insectes, Mammifères et Oiseaux. Cette hypothèse serait
renforcée par le fait que récemment, Phillips (1974 b) et Werner & Bawa
(1988 b) ont montré respectivement chez les Scorpions et Pseudo-scorpions,
que la morphogenèse du noyau peut s'effectuer en l'absence de la
manchette.
Quant à l'origine de la manchette, Rattner & Brinkley (1972) pensent
que des "vésicules latérales" absentes des stades où la manchette est
complètement formée, pourraient agir comme des sites d'assemblage des
sous-unités micro tubulaires avant leur incorporation dans la structure du
microtubule. Pour Kessel (1966 b), la manchette est d'origine nucléaire.
Anderson et al.
(1967) penchent plutôt quant à eux pour une origine
centriolaire.
c - Le corps péricentriolaire
Le corps péricentriolaire est une structure caractéristique des
spermatozoïdes d'insectes (Brel and et al. 1966 et 1968). Il a été décrit en
particulier chez des Diptères comme Sciara coprophila (Phillips, 1966 a),
Drosophila
melanogaster (Tates, 1971 ; Stanley et al., 1972), Sarcophaga
bullata (Warner, 1971) Musca domestica (Degrugillier & Léopold, 1976),
Odagmia
pontina (Baccetti et al., 1974 a), Plecia neartica (Trimble &
Thompson, 1974), des Phlébotomes (Dallai et al. 1984) et Eristalinus tarsalis
(Werner, 1986). Dans le cas des moustiques, le corps péricentriolaire a été
décrit chez Culiseta inornata (Breland et al. 1968), Culex pipiens (Nunez,
1963) Aedes
aegypti,
Anopheles
punctipennis,
Culex
molestus
et
Psorophora cyanescens
(Brel and et al. 1966). Ces structures sont décrites
sous des appellations différentes telles que "corps juxtanucléaire" (Sotelo &
Trujillo-Cenoz, 1958) "centriole adjunct" (Gatenby & Tahmisian (1959),
79
Il centriole basophile" (Ka ye, 1962), "Structure accessoire flagellaire"
(Kaye &
McMaster-Kaye, 1966), "matériel fibreux dense" (Phillips, 1966 c), "matériel
dense" (Anderson, 1967) et "anneau centriolaire" (Lommen, 1967).
L'importance de cette structure est variable (tableau 3). Chez de nombreuses
espèces, le corps péricentriolaire est peu développé chez la jeunes
spermatides. Il occuperait une surface de 1 ~m2 sur des sections de jeune
spermatide. Il devient plus important dans les spermatides intermédiaires,
régresse dans les spermatides âgées et disparaît dans les spermatozoïdes.
Chez Toxorhynchites, il demeure un reliquat dans le spermatozoïde.
Breland et al. (1966) avait fait la même observation chez d'autres
moustiques. Selon les auteurs, cette structure est granulaire (Kessel, 1966 et
1967 et Phillips, 1970), fibreuse (Kaye & McMaster-Kaye, 1966) ou lamellaire
(Lommen, 1967). Chez Toxorhynchites, elle est de nature granulaire. Quant
à sa nature biochimique, des méthodes histochimiques (Bacceti et al., 1969 ;
Yasuzumi et al., 1970 ; Gassner, 1970) ont révélé des ribonuc1éoprotéines.
Sotelo & Truji11o-Cenoz (1958) Gatenby & Tahmisian (1959) et
Cantacuzène (1970) pensent que le corps péricentriolaire provient du
centriole. Pour Hoage & Kessel (1968) il provient du noyau et du réticulum
endoplasmique.
Pour la plupart des auteurs, le corps péricentriolaire a un rôle
mécanique de fixation de l'axonème au noyau (Gatenby & Tahmisian, 1959 ;
Breland et al., 1966;
Fawcett et al., 1970). Selon Yasuzumi et al. (1970), le
corps péricentriolaire serait un lieu de concentration de substances qui
seront utilisées dans la morphogenèse de l'axonème.
d - L'acrosome
Chez Toxorhynchites, le saccule acrosomien se déplace pour atteindre
l'extrémité antérieure du noyau. Lorsque l'apex est atleint les seules
modifications intervenant vont concerner apparemment la forme et non la
structure. Il s'agit essentiellement d'une courbure qui devient de plus en
plus accentuée à mesure que le noyau s'allonge, se rétrécit et s'arrondit dans
sa portion apicale. Ainsi, dans sa forme définitive, l'acrosome du
moustique Toxorhynchites
qui est très simple, rappelle beaucoup celui
décrit par Dallai et al. (1984). Chez beaucoup d'autres Diptères cependant,
l'acrosome subit de profondes modifications concernant aussi bien la forme
que la structure (Kaye, 1962 ; Phillips, 1970). En celà, nous pouvons dire que
l'acrosome du moustique est du type simple. L'absence d'acrosome qui est
le terme ultime de cette simplification, serait illustrée chez des Diptères
Cecidomyiidae (Baccetii et al. , 1974a ; Dallai & Mazzini, 1983 a et b). Cette
absence serait aussi notée chez des Isoptères évolués (Baccetti, 1972) mais
également chez des Homoptères (Royer, 1970) et des Trichoptères (Phillips,
1970).
Tableau n03 : Dimensions du corps péricentriolaire chez divers insects
Ordre
Familles
Genres
Diamètre en
Longueur en
Stades de
Auteurs
!lm
!lm
développemen t
Anopheles
0,5
1,16
spermatide moyenne
Breland et al. (1966)
punctipennis
Culicidae
Culiseta
0,5
"
jeune spermatide
"
inornata
1
0,93
spermatide moyenne
Culex molestus
1
1,1
spermatozoïde
"
Toxorhynchites
0,55
1,1
jeune spermatide
Observations
brevipalpis
"
3,5
spermatide âgée
personnelles
Diptères
Simulidae
Odagmia
1,2
3,5
jeune spermatide
Baccetti et al. (1974 a)
pontina
DrosophiIa
0,58
0,3
spermatide moyenne
Breland et al. (1966)
melanoxaster
Drosophilidae
JI
0,84
1,2
jeune spermatide
Tates (1971)
"
0,59
0,42
jeune spermatide
Stanley et al. (1972)
0,68
0,4
spermatide âgée
"
0,58
0,3
spermatide moyenne
Breland et al. (1966)
Calliphoridae
Sarcophaga
1,5
1,83
jeune spermatide
Warner (1971)
bullata
Odonates
Argia sp.
0,83
1,83
jeune spermatide
Breland et al. (1966)
Dictyoptères
Blattoidea
Periplaneta
0,55
1,4
spermatide moyenne
Breland et al. (1968)
americana
Hétéroptères
Euschistus sp.
0,6
1,4
jeune spermatide
Phillips (1970)
0,8
1,4
spermatide moyenne
Phillips (1970)
Orthoptères
Acrididae
Nemobius
sp.
0,74
2,2
spermatide moyenne
Ga tenby & Tahmisian
(1959)
81
e - L'axonème
C'est Nuf\\ez (1963) qui pour la première fois établit en microscopie
électronique que l'axonème du moustique est du type 9 + 9 + 1. Par la suite,
le même modèle sera décrit chez plusieurs autres espèces de moustique
(Tableau 4). Il apparaît ainsi que le type 9 + 9 + 1 est une structure
homogène dans les trois sous-familles que sont les Anophelinae, les
Culicinea et les Toxorhynchitinea. Lesquelles sous-familles selon Knigth &
Stone (1977) constituent les seules composantes de la famille des Culicidae.
Ce qui fait dire à Justine & Mattei (1988) que l'axonème de type 9 + 9 + 1 est
une "synapomorphie" des Culicidae.
Chez Toxorhynchites comme chez les autres moustiques, le diamètre
du tubule central est plus important que celui des autres microtubules.
Selon Clément & Porter (1967), l'importance du diamètre du tubule central
s'explique par le fait qu'il s'ajouterait à celui-ci du matériel dense. Baccetti
(1972) estime que son diamètre varie de 20 à 30 nm. Dans nos mesures, nous
l'avons estimé à 30 nm chez Toxorhynchites. Les autres tubules de
l'axonème ont le même diamètre que celui des microtubules classiques
(25 nm). Malgré la similitude entre les microtubules des différents
axonèmes d'insectes, il faut noter que le modèle 9 + 9 + 1 est inhabituel chez
les Diptères. Selon Phillips (1971 b) le modèle 9 + 9 + 2 caractérise la
majorité des insesctes. Chez de nombreux Diptères comme les Bibionidae,
Ceratopogonidae, Ceci domyii dae, Sciaridae et Simuliidae nous retrouvons
d'autres modèles différents du type 9 + 9 + 1.
Sur le plan morphogénétique, comme tous les autres flagelles, celui du
moustique prend naissance à partir du centriole de la spermatide. Ce
dernier prolonge ses micro tubules A et B qui repoussent la membrane
flagellaire. Le centriole est lié à la membrane flagellaire. Le centriole est lié à
la membrane plasmique. Son déplacement vers le noyau entraîne la
formation d'un court canal cytoplasmique. Chez un moustique Culex,
Phillips (1970) montre que le flagelle s'organise à partir d'une vésicule
située à l'extrémité distale du centriole.
La séquence de mise en place des éléments constitutifs de l'axonème
chez un diptère (Warner, 1971) se déroule comme suit :
le - tubule A
2e - les liaisons radiales
3e - le tubule B
4e - les bras des tubules A
Se - les tubules centraux et la gaine centrale
6e - les singulets et les fibres les reliants entre eux.
Tableau n° 4 : Comparaison des axonèmes de divers diptères.
Familles
Genres et espèces
Axonème
Mobilité
Auteurs
Culex pipiens
9+9+1
M
Nunez 0%3)
..
Aedes aegypti
"
Breland et al. (966)
Clement & Porter (967)
Culex molestus
"
"
Breland et al. (966)
Culicidae
Psorophora cyanecens
"
"
"
Anopheles punctipennis
"
"
"
Culiseta inornata
"
"
Breland et al. ( 1966 et 1968)
Culex sp.
"
"
Phillips et al. 0969b, 1970 et 1971a)
Toxorhlfnchites
brevipalpis
"
"
Justine &Mattei (988)
Odagmia pontina
9+9+3
"
Baccetti et al. 0974a)
Simulidae
Oda~mia ornatana
"
"
"
Willelmia
mediterranea
"
"
"
Drosophilidae
Drosophila melanogaster
9+9+2
"
Kiefer (970), Tates (971), Baccetti et al.
(971), Stanley et al. (972)
..
..
Sarcophagidae
Sarcopha~a bullata
Wamer (1970 et 1971)
..
Ceratopogonidae
Cera tis capi ta
"
Baccetti et al. (971)
Muscidae
Musca domestica
"
"
Degrugillier & Leopold (976), Baccetti
(1977)
..
Phoridae
Megaselia scalaris
"
Curtis et al. (1984)
Phlebotomus papatasi
9+9+0
M
Dallai et al.
(1984)
..
..
..
Psychodidae
Phlebotomus perfiliewi
..
..
Phlebotomus permicrosus
"
Bibionidae
Plecia neartica
9+0
M
Trimble & Thompson (1974)
..
Contarina sp.
NM
Baccetti & Dallai (1976)
..
..
..
Lestodiblosis
sp.
..
..
..
Gephyraulus sp.
..
..
..
Prolasioptera berlesiana
..
..
..
Dryomya lichteustein
..
..
Cecidomyiidae
Asphondylia jaapi
50à 1000
doublets
..
..
..
Aphidoletes
aphidimiza
..
..
Diplolaboncus tumorificus
Baccetti et al. (1974b) Baccetti & Dallai
(1976)
..
Monarthropalpus buxi
150 tubules
Dallai & Mazzini (1983 a et b)
Sciaridae
Scia ra coprophila
70 tubules
Phillips (1966a)
83
Selon cet auteur, les singulets proviendraient des tubules C du
centriole.
Chez Toxorhynchites,
les 9 singulets naissent d'une excroissance
externe de chaque tubule B qui en forme de lame d'abord plane, se courbe et
se referme. Il se forme un cylindre qui se détache du tubule B. C'est le
même phénomène qui est rapporté par Juberthie-Jupeau et al. (1983) chez
des Coléoptères.
f - Les dérivés mitochondriaux
Chez Toxorhynchites, le nebenkern au stade 5 se divise en deux
dérivés mitochondriaux. Cette division intervient au stade 4 ou 6 chez la
drosophile (Tates, 1971, Stanley et al., 1972). Chez le moustique, les dérivés
mitochondriaux sont inégaux au début puis deviennent comparables au fur
et à mesure que le développement se poursuit. Chez beaucoup de Diptères,
tels que les Drosophilidae (Tates, 1971, Stanley et aL, 1972), les Muscidae
(Degrugillier & Léopold, 1976 ; Baccetti, 1977) et les Syrphidae et Sepsidae
(Phillips, 1970) les dérivés demeurent inégaux tout le long de leur
développement. Chez d'autres Diptères comme les Sciaridae (Phillips, 1970),
les Cecidomyiidae (Zagrodzinska & Dallai, 1988) et les Bibionidae (Trimble
& Thompson, 1974), la division n'a pas eu lieu et il n'existe de ce fait qu'un
seul dérivé mitochondrial. Chez la plupart des Diptères exceptés les
Psychodidae (Baccetti et al., 1973 ), les dérivés mitochondriaux montrent très
tôt des granulations denses qui vont constitué un corps cristallin plus
compact. Selon les insectes, cette cristallisation peut être complète ou non.
Ainsi Rosati et al. (1976) classifient les dérivés mitochondriaux en "dérivés
non cristallisés" (chez les Odonates), "dérivés partiellement cristallisés"
(chez les Hémiptères), "dérivés largement cristallisés" (chez les Blattoidea et
Coléoptères) et en "dérivés entièrement cristallisés" (chez les Diptères). Il
existe cependant des cas où les mitochondries ne s'organisent pas en
dérivés. Il s'agit notamment de certains insectes appartenants aux groupes
des Protoures et Diploures (Baccetti & Dallai, 1973 ), Thysanoures (Baccetti,
1972) et Ephémeroptère (Baccetti et al., 1969). Ceci se produit également chez
quelques rares insectes supérieurs comme les Isoptères (Baccetti et al., 1974 ).
Dans ces cas les mitochondries des spermatozoïdes gardent leur aspect
con ven tionnel.
3 - Les spermatozoïdes
Chez Toxorhynchites, nous avons fait la distinction entre le
spermatozoïde dans le testicule et le spermatozoïde dans les vésicules
séminales. Dans les testicules, nous avons montré que la membrane
limitante du spermatozoïde est dépourvue de glycocalyx.
84
Les tubules B et les singulets de l'axonème du spermatozoïde des
testicules sont denses comme le tubule central. Le tubule A demeure clair.
Pour ce qui concerne l'aspect du tubule central, il rejoint celui d'autres
Diptères décrit par Bairati & Baccetti (1965), Phillips (1966 a) et Perotti (1969).
L'aspect dense du tubule B, qui n'est que transitoire s'expliquerait par le fait
que selon Baccetti (1972), ce sont les mêmes éléments que l'on retrouve au
niveau des singulets. Pour cet auteur ces singulets ont souvent le même
aspect que le tubule central. Chez le moustique Toxorhynchites, ce
phénomène qui n'est observable que dans le spermatozoïde au niveau du
testicule pourrait traduire la différence qui existe entre le tubule A et le
tubule B. En effet selon Phillips (1966 b) le tubule B n'est pas un véritable
tubule, mais un élément en forme de "c" accolé au tubule A. A cette
différence morphologique Behnkhe & Forer (1967) ajoutent d'autres
disparités chimiques entre les deux tubules. Par ailleurs, Mattei et al. (1979)
ont montré des différences entre les deux tubules d'un même flagelle. Mais
dans ce cas, ce sont les tubules A qui présentent des cloisons au niveau des
doublets l, 2, 5 et 6 des flagelles de spermatozoïdes de poisson.
Les dérivés mitochondriaux révèlent une cristallisation encore
incomplète.
L'acrosome
du
spermatozoïde
de
Toxorhynchites est
comparable à celui des Phlébotomes décrit par Dallai et al. (1984). Il est
constitué d'un simple saccule qui constitue une "cloche" au sommet du
noyau. Entre l'acrosome et le noyau, il existe un espace qui est occupé par
un matériel indéfini dont nous n'avons pas déterminé exactement, s'il était
compris dans une vésicule. Dallai et al., (1984) considèrent cette formation
comme un perforatorium. L'acrosome d'Aedes qui appartient comme
Toxorhynchites à la famille des Culicidae est différent. Il est constitué d'une
formation plus importante apposées à l'extrémité antérieure du noyau.
Selon Baccetti (1978), l'acrosome des spermatozoïdes de Diptère est une
formation peu complexe par rapport à celui des autres insectes.
- Le spermatozoïde au niveau des vésicules séminale est long et
filiforme. n mesure 300 à 400 ~m de longueur, le noyau ne représente que 5
à 6 % de la longueur
totale. Chez d'autres Diptères comme les
Drosophilidae (Meyer, 1964 ; Takamori & Kurokawa, 1986), les Psychodidae
(Baccetti et al. 1973), les Cecidomyiidae (Dallai & Mazzini, 1983 a) et les
Phoridae (Curtis et al, 1989), les spermatozoïdes mesurent respectivement
1760 ~m, 200 ~m, 200 ~m et 1417 !lm . Dans tous ces cas le noyau représente
une faible partie de cette longueur. Chez les Phoridae par exemple le noyau
mesure 18,7 ~m (Curtis et al., 1989). Chez Toxorhynchites, nous avons
utilisé la technique de Breland & Gassner
(1964) pour observer les
spermatozoïdes au microscope photonique. Mais contrairement à leurs
observations, nous n'avons pas constaté une dissociation du flagelle. Par
rapport aux spermatozoïdes dans les testicules, l'acrosome n'a pas
apparemment varié.
85
Les deux dérivés mitochondriaux égaux sont entièrement cristallisés.
Selon Nuf\\ez (1963) chez un moustique et Warner (1971) chez la mouche à
viande, le réseau paracristallin ainsi obtenu, possède une période de 80 A.
Ces résultats sont confirmés par Jamieson (1987). Le volume occupé par les
dérivés est très important par rapport à la dimension globale du
spermatozoïde. Cette importance quantitative des dérivés a fait opté Meyer
(1964) et Phillips (1974 a) pour un rôle mécanique de stabilisation plutôt
qu'un rôle enzymatique comme proposé par André (1962). Perotti (1973)
considère pour sa part, que les dérivés constituent surtout une réserve
protéique pour l'embryon. Quant à la nature biochimique des dérivés,
Baccetti et al.
(1977) pensent qu'elle est constituée de protéines qu'ils
nomment "Crystallomitin".
L'axonème des spermatozoïdes observé dans les vésicules séminales
possède des doublets et des singulets d'aspect un peu plus clair. Seul le
tubule central demeure dense. Selon Justine & Mattei (1981), ce tubule
central n'est pas un véritable tubule. Pour bien préciser cette singularité, ils
proposent la dénomination de 9 + 9 + "1" pour le modèle flagellaire de
Toxorhynchites. La structure flagellaire avec un véritable tubule central
existe chez les Acanthocéphales (Marchand & Mattei, 1976 et 1977). Mais
dans ce cas précis, le nombre de tubules centraux varie de 0 à 5.
La membrane limitante du spermatozoïde des vésicules séminales est
épaisse. Chez Toxorhynchites, elle mesure 200 à 300 A. Chez Culex
(Jamieson, 1987), elle mesure entre 80 et 90 A. Cette membrane limitante a
été étudiée dans les détails chez des Diptères comme Ceratitis capita et
Drosophila melanogaster par Baccetti et al., 1971).
LES SPERMATHEQUES
Le moustique femelle possède trois spermathèques (fig. 24). Il existe
deux spermathèques dont le diamètre moyen est de 75 ~m. Les deux
conduits de ces deux spermathèques se réunissent en un seul. La troisième
spermathèque est plus grande avec un diamètre moyen de 120 ~m. Son
conduit fusionne avec le conduit unique précédent donnant un canal plus
volumineux qui aboutit à l'oviducte commun. Chaque spermathèque se
présente globalement comme une chambre sphérique d'où part un canal
évacuateur et collecteur.
1 - Evolution des spermathèques
A - Chez le moustique à la naissance
A l'éclosion du moustique femelle, les spermathèques se présentent
comme des éléments arrondis. Elles sont constituées de deux assises
cellulaires concentriques limitant une lumière centrale (fig. 25 a et Pl. XXI
86
a). La couche cellulaire périphérique est de nature glandulaire, la couche
interne est un épithélium simple.
1. - Les cellules glandulaires
Ce sont des cellules très allongées pouvant atteindre 25 Jlm de long. Il
existe des cellules au contenu clair et des cellules au contenu sombre
(Pl. XXI b). Le noyau des cellules glandulaires est globulaire et mesure 5 Jlm
de diamètre. Le nucléoplasme contient de nombreux amas chromatiniens et
un nucléole.
Le cytoplasme des cellules glandulaires est abondant. Le fait le plus
caractéristique demeure les nombreuses vésicules claires éparpillées dans
tout le cytoplasme. Parfois les petites vésicules se réunissent pour constituer
de très grandes entités vésiculaires de 5 Jlm de diamètre. Les mitochondries
sont nombreuses et sont localisées dans la région située près de la
membrane externe des spermathèques. Ces mitochondries sont de forme
arrondie et mesurent 0,4 Ilm de diamètre. Des éléments sphériques ou
allongés sont associés aux mitochondries. Leur taille est sensiblement la
même que celle des mitochondries. Leur contenu très dense renferme des
structures semblabes à des crêtes mitochondriales. Dans certains cas, ces
"crêtes" prennent un aspect lamellaire qui donne à ces éléments un aspect
dégénéré (Pl. XXI e à g).
Le réticulum endoplasmique est bien développé. Il existe un réticulum
endoplasmique granulaire et un réticulum lisse. L'extrémité apicale des
cellules glandulaires constitue un système "riche en microvillosités" (Pl.
XXI b). Cette extrémité s'ouvre dans la lumière de la spermathèque par des
canalicules qui traversent les cellules épithéliales (Pl. XXI d). Extérieu-
rement, les cellules glandulaires sont recouvertes par une membrane
externe de 70 nm d'épaisseur (Pl. XXI b).
2. - Les cellules épithéliales
Elles sont beaucoup plus petites que les cellules glandulaires (pl. XXI c).
Leur surface en contact avec la lumière de la spermathèque est recouverte
par une intima chitineuse. Leur noyau est de petite taille. Il mesure environ
2 Jlm de diamètre (Pl. XXI c). Le nucléoplasme montre des amas
chromatiniens et un nucléole. Le cytoplasme est dense. Ceci est dl1
principalement aux nombreux ribosomes qui sont soit libres soit associés au
réticul um endoplasmique.
3. - L'intima chitineuse
Les cellules épithéliales reposent sur l'intima chitineuse qu'elles
secrètent (Pl. XXII a). L'intima chitineuse mesure 200 nm d'épaisseur.
Figure 24 : L'appareil génital femelle de T. brevipalpis. .11 comprend
deux ovaires (ov) reliés à une oviducte commun (oc) par deux
ooïductes latéraux (01). C'est au niveau de l'oviducte principal que
s'ouvrent les conduits évacuateurs des trois spermathèques (sp) et des
deux glandes accessoires (ga). X 70.
\\.4-_sp
l4--ga
Figure 25 : Les spermathèques de T. brevipalpis. A, spermathèque
jeune et vierge montrant des cellules glandulaires claires (Cc), des
cellules glandulaires sombres (Cs), des cellules épithéliales (Ce) qui
secrètent l'intima chitineuse délimitant la lumière (lu) encore peu
développée. Les cellules glandulaires sont recouvertes extérieurement
par une membrane externe (flêche) ; B, spermathèque âgée et fécondée
contenant des spermatozoïdes (5). L'intima chitineuse (i) s'est épaissie
aux dépens des cellules épithéliales. Dans les deux cas, les cellules
glandulaires sont absentes au niveau du pôle opposé au canal
évacuateur de la spermathèque. Ce phénomène est plus marqué dans la
spermathèque âgée. A x 1.000; B x 800.
A
B
Planche XXI
Les spermathèques chez un moustique jeune.
Figure a : Coupe de spermathèque jeune et vierge vue au microscope
photonique après coloration au paragon. Cg, cellules grandulaires.
Lu, lumière. X 600.
Figure: Cellules glandulaires vues au microscope électronique. Les cellules
glandulaires sombres (Cs) et les cellules glandulaires claires (Cc)
montrent de nombreuses vésicules (v). Les noyaux (N) des
cellules glandulaires sont localisés à la périphérie. Chaque cellule
possède au niveau de son extrémité centrale un système de
microvillosités (mi) entourant un canal (flêches). Cette structure
terminale en forme d'ampoule permet l'évacuation des produits
de sécrétion vers la lumière de la spermathèque. X 4.900.
Figure c : Coupe au niveau de la lumière (lu) montrant que celle-ci est
remplie par une substance claire. X 4.700.
Figure d : Coupes montrant les canalicules (étoiles) issus de l'invagination
en doigt de gant de l'intima chitineuse (i). Ces canalicules
traversent les cellules épithéliales (ce) et drainent les produits de
sécrétion en provenance des cellules glandulaires. 18.000.
Figure e : Coupe au niveau de la région périphérique montrant le noyau (N)
et des éléments (m) qui ressemblent à des mitochondries. X 8.500.
Figure f : Détail des éléments ressemblant à des mitochondries (m). Ces
éléments sont d'aspect sombre et dégénérescent. X 24.000.
Figure g : Les éléments d'aspect sombre et dégénérescent sont à côté des
mitochondries (m) d'aspect plus clair. X 55.700.
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Planche XXII
Les spermathèques chez des moustiques jeunes et des moustiques âgé.
Figure a : Coupe d'une spermathèque jeune et vierge : les cellules
épi théliales (cs) sont riches en réticulum endoplasmique
granulaire. L'intima chitineuse 0) est sinueuse. X 16.000.
Figure b : Coupe d'une spermathèque fécondée contenant de nombreux
spermatozoïdes (s). L'intima chitineuse 0) est devenue très
épaisse. X 5.000.
Figures c et d : Coupes de spermatozoïdes à l'intérieur de la spermathèque.
Les spermatozoïdes baignent dans une substance hétérogène (sh).
Le revêtement de glycocalyx n'existe plus autour du noyau (N) et
du flagelle (f). Au niveau de la figure d, les flêches indiquent les
singulets dont le diamètre s'est agrandi. C x 14.000 ; d x 30.000.
sh
-s ....
d ;
91
Elle est constituée de deux parties: une couche superficielle plus dense peu
épaisse (50 nm) constitue l'épicuticule associée à une couche moins dense
plus épaisse (150 nm) qui constitue l'endocuticule. L'intima chitineuse est
très sinueuse et elle constitue de nombreux replis. Elle forme des
invaginations en doigt de gant qui relient l'extrémité des cellules
grandulaires à la lumière de la spermathèque. Dans la lumière des
spermathèques, nous observons une substance peu dense aux électrons.
B - Chez le moustique adulte
Après la fécondation, la lumière de la spermathèque se présente
comme une chambre sphérique. Les cellules glandulaires sont situées dans
la région distale de la spermathèque en rapport avec le canal évacuateur
(fig. 25 b). La partie proximale en est dépourvue. Les cellules épithéliales
sont plus étroites et leur cytoplasme se résoud à une fine couche qui tapisse
l'intima chitineuse. Cette dernière est devenue plus importante et mesure 1
J.1m d'épaisseur.
La lumière de la spermathèque contient de très nombreux
spermatozoïdes qui baignent dans une substance peu dense aux électrons
(Pl. XXII b). Par rapport aux spermatozoïdes observés dans les vésicules
séminales, ceux-ci sont modifiés. En effet, ils ont perdu leur revêtement de
glycocalyx. De plus, les singulets de l'axonème ont un diamètre (40 à 50 nm)
(Pl. XXII c et d) supérieur au diamètre (30 nm) des singulets observés dans
les vésicules séminales.
II - DISCUSSION
Le nombre de spermathèques est de trois chez le moustique
Toxorhynchites
brevipalpis. Clements et Porter (1967) font la même
observation chez un autre moustique: Aedes aegypti. Chez le moustique
Anopheles gambiae, nos propres observations ont montré l'existence d'une
seule spermathèque volumineuse. Cependant chez d'autres Diptères
comme la drosophile( Filosi & Perotti, 1975) et la mouche tsé-tsé (Kokwaro
&
Dhiambo, 1981) le nombre de spermathèques est de deux. Les
spermathèques du moustique Toxorhynchites brevipalpis qui mesurent
entre 75 et 120 J.1m sont légèrement plus volumineuses que celles d'Aedes
aegypti (Clements & Porter, 1967) qui mesurent entre 70 et 100 J.1m.
Nous avons étudié l'évolution de la spermathèque en fonction de
l'âge du moustique. Ainsi, nous avons pu constater chez un moustique qui
vient d'éclore que la structure de la spermathèque rappelle beaucoup celle
d'une simple glande telle qu'elle est décrite par Suzzoni (1972). Seule la
fonction sécrétoire est alors assurée. Dans cette spermathèque immature, la
chambre de stockage est encore peu développée. Les cellules épithéliales
forment une couche épaisse. L'intima chitineuse encore incomplète est très
92
sinueuse. Pour Clements & Porter (1967) la spermathèque qui commence
son développement comme une invagination épidermique en arrière du
huitième sternite, devrait avoir terminé son organisation avec l'éclosion. Si
chez le moustique Toxorhynchites brevipalpis l'organogenèse des sperma-
thèques semble se poursuivre après l'éclosion, il n'en demeure pas moins
que déjà tous les éléments cellulaires sont en place. En effet, nous pouvons
observer des cellules sécrétrices sombres et claires comme l'ont rapporté
dans des spermathèques âgées Clements & Porter (1967) chez un autre
moustique, Gupta & Smith (1969) chez la blatte et Conti et al. (1972), chez le
dytique. Selon Filosi & Perotti (1975), l'existence de cellules sombres et
claires s'explique par les différents stades d'une activité sécrétoire cyclique.
L'ultrastructure des cellules sombres est par exemple typique des cellules
qui synthétisent des protéines. Ainsi la phase active se traduit par la
présence d'un réticulum endoplasmique développé et de ribosomes libres.
Celle-ci alterne avec une phase de repos caractéristique des cellules claires.
Ces cellules glandulaires sont recouvertes extérieurement par une
membrane externe. Suzzoni (1972) précise que cette "lame basale" est
pénétrée par de nombreuses trachéoles. Mais pour l'auteur, le caractère le
plus remarquable de ces cellules, est la présence d'une "cavité
extracellulaire" qu'il
nomme "vacuole",
Cette structure en forme
d'ampoule correspond à ce que les auteurs anglophones appellent "end-
apparatus" (Clements & Porter, 1967 ; Filosi & Perotti, 1975). Cette "ampoule
collectrice" est reliée à la lumière par un long canalicule. Les canalicules
résultent d'invaginations en doigt de gant de l'épicuticule de l'intima qui
traverse l'endocuticule puis
les cellules épithéliales.
L'autre fait
remarquable que nous avons noté dans les cellules sécrétrices des jeunes
spermathèques, demeure, les nombreuses vésicules claires. Lorsque la
spermathèque devient plus âgée, les vésicules claires sont remplacées par de
nombreux granules de sécrétion denses. En effet, pour Kitajima & Paraense
(1983), ces granules denses n'apparaissent que dans les spermathèques
mûres. Selon Gupta & Smith (1969), ces granules qui constituent des
produits de sécrétion vont devenir clairs sous l'effet d'une dilution avant
d'être déversés dans la lumière de la spermathèque. Cette lumière qui
s'élargit avec l'âge de la spermathèque est entourée par l'intima chitineuse
qui s'épaissit de plus en plus aux dépens des cellules épithéliales.
Chez le moustique Toxorhynchites brevipalpis, l'intima chitineuse
mesure 1 Jlm d'épaisseur. L'intima chitineuse est très répandue dans les
spermathèques d'insectes (Clements & Porter, 1967 ; Davey & Webster, 1967
; Gupta & Smith, 1969 ; Conti et al., 1972; Suzzoni, 1972 ; Filosi & Perotti,
1975 ; Kokwaro et al.,
1981). Elle est également observée dans d'autres
glandes ( Kitajima & Paraense, 1983). L'intima possède, selon Clements &
Porter (1967), une structure lamellaire. Pour Conti
et al. (1972), elle est
constituée par un feuillet interne de 20 nm d'épaisseur, dense et amorphe,
de nature lipoprotéique et un feuillet externe de 0,25 Jlm d'épaisseur de
nature protéique. Suzzoni (1972) rapporte quant à lui, une "intima
93
chitineuse" constituée par une couche d'endocuticule plus ou moins
laminée de 1 à 2 Jlm d'épaisseur et une couche régulière d'épicuticule de
0,2 Jlm d'épaisseur comprenant comme dans le canalicule une fine couche
dense aux électrons d'épicuticule externe et une couche beaucoup plus
épaisse et moins dense d'épicuticule interne. Dans la spermathèque mûre,
cette épaisse paroi va constituer une coque sphérique qui va recevoir les
spermatozoïdes. En effet, lorsqu'un moustique femelle ayant atteint la
maturité sexuelle est fécondé, les spermatozoïdes gagnent les sperma-
thèques à travers le fin conduit qui relie celles-ci à l'oviducte commun
après un trajet qui dure environ cinq minutes (Clements & Porter, 1967).
Pour expliquer l'entrée des spermatozoïdes dans la spermathèque,
Gupta & Smith (1969) proposent plusieurs mécanismes: par leur mobilité
propre, par chimiotactisme, par contraction des muscles du tractus génital
et/ou par contraction des muscles du conduit des spermathèques. Dans les
spermathèques, les spermatozoïdes sont mélangés aux sécrétions des
cellules glandulaires qui leur servent de réserve. Dans nos observations, le
contenu des spermathèques apparaît comme une substance hétérogène. Ces
résultats sont conformes à ceux de Clements & Porter (1967) et Kitajima &
Paraense (1983) qui pensent que le contenu est gélatineux. Chez la
drosophile, les produits de la sécrétion sont morphologiquement différents
de ceux du moustique. En effet Filosi & Perotti (1975) rapportent chez la
drosophile un contenu spermathécal, constitué de nombreuses lamelles de
80 A qui se spiralisent pour donner des éléments plus épais. Selon ces
auteurs, ces sécrétions sont de nature lipoprotéique, alors que pour Conti
et al., (1972), Gupta et Smith (1969) et Kokwaro et al. (1981), le contenu de la
spermathèque est constitué de protéines et de polysaccharides. C'est grâce à
cette substance que les spermatozoïdes vont pouvoir demeurer longtemps
dans la spermathèque.
Selon Clement & Porter (1967), le stockage des spermatozoïdes peut
durer une heure à quelques mois et exceptionnellement quelques années
dans le cas de l'abeille. Chez la mouche tsé-tsé, Kokwaro et al., (1981)
rapportent une durée de
160 jours.
Dans le cas du
moustique
Toxorhynchites tous les moustiques femelles que nous avons observés ont
un âge (moins d'un mois) inférieur aux durées rapportées plus haut. Selon
Kitajima & Paraense (1983) des dégradations par des "phagosomes" finissent
par apparaître lorsque la durée de stockage est trop longue. Chez le
moustique Aedes aegypti Clements & Porter (1967) n'avaient pour leur part
signalé aucune modification des spermatozoïdes dans les spermathèques.
Chez le moustique Toxorhynchites
nous avons par contre rapporté des
modifications qui ne sont pas liées à une longue durée de stockage. Ces
résultats sont conformes à ceux de Renieri & Vegni (cités par Baccetti &
Afzelius, 1976) qui ont montré que le revêtement des spermatozoïdes de la
sauterelle est digéré dans les voies génitales femelles. En effet Baccetti &
Afzelius (1976) signalent que d'une manière générale, les transformations
94
les plus manifestes sont notées au niveau des glycoprotéines recouvrant la
membrane plasmique.
CONCLUSION
Cette étude portant sur l'ultrastructure de la gamétogenèse mâle chez
le moustique Toxorhynchites brevipalpis, nous a permis de comparer nos
résultats à ceux rapportés par plusieurs auteurs chez d'autres Diptères en
général et particulièrement chez quelques moustiques. Nous pouvons ainsi
dire que les différentes étapes de cette spermatogenèse se confondent avec le
schéma général des autres Diptères dans ses grandes lignes.
Néanmoins, dans les détails, nous pouvons retenir certaines
particularités: Au niveau de l'appareil génital mâle, nous avons noté une
évolution dans le temps jusqu'ici jamais rapportée chez un moustique; au
niveau de la spermatogenèse, certains détails ont retenu également notre
attention. Ainsi la morphogenèse de l'acrosome du moustique est
différente de celle de l'acrosome des autres Diptères; l'existence d'un type
particulier de réticulum endoplasmique ; l'existence d'un corps hétérogène
dans toutes les étapes de la spermatogenèse; la présence d'un flagelle de
type 9 + 9 + "1" caractéristique des Culicidae mais inhabituel chez les autres
Diptères; les modifications du spermatozoïdes dans les spermathèques.
Mais des points comme: l'élimination du cytoplasme; la morphologie
et le devenir du réticulum spécial; le rôle et la nature chimique du corps
hétérogène; La différence entre l'acrosome de Toxorhynchites et celui
d'Aesdes
rapporté par Dallai et al., (1984) ; les modifications des
spermatozoïdes au niveau des spermathèques, nécessitent des recherches
supplémentaires. C'est pourquoi nous envisageons d'étendre notre étude à
d'autres moustiques de la sous-région tout en insistant sur les détails que
nous venons de signaler.
95
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