Université Cheikh Anla Di op
FGOUlté d•• Sclue••
THE SE
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f
,
•
p.....nt•• a ta Faculte d•• ~I.nc••
pour obt.nir le grade d,
DOCTEUR DE 3- CYCLE DE'BJO~OGIE ANIMALE
ETUDE UlTRASTRUCTURA~E DE
LA GAMETOGE.NESE DES CYPRt,.ODONTIDAE
(POISSONS TELEOSTEE"S)
"- ',.
- . - ",'~/~ ,
par
Omar Thi om TH lA-W'
aout.nue le 12 Mor. 1987 devant 10 Commi ••ion ('Examen
Jury
MM. X. MATT E 1
.
Pré.ld.nt
R. FOLL 10 T----_
-- A••••••ur.
8. NARCHAND----
AVANT - PROPOS
0 - - -
J'adresse mes remerciements les plus sincères à toutes les
personnes qui ont permis la réalisation de Ce travail.
Monsieur le Profess~ur MATTEI, j'ai encore vivant en mémoire
•
votre cours de Reproduction. Vous avez dirigé ce travail avec votre effi-
cacité empreinte de simplicité et votre bonne humeur habituelle. Votre
attitude bienveillante et vos conseils avisés m'ont permis de tirer profit
de votre grande expérience dans le domaine de la Spermatologie Comparée.
Enfin, vous m'avez fait l'honneur de bien vouloir présider le jury de cette
thèse ; je suis particulièrement heureux de vous exprimer ma profonde et
respectueuse gratitude.
Vous m'avez, Monsieur le Professeur FOLLIOT, accueilli en France
dans votre laboratoire de Cytologie Expérimentale. Vous avez contribué ainsi
que votre équipe à rendre mon séjour utile et agréable ; je vous en suis
profondément reconnaissant. Vos conseils éclairés et vop
encouragements
qui ont continué à me parvenir malgré la distance, m'ont beaucoup réconforté
Vous avez bien voulu vous déplacer à Dakar pour juger ce travail, je vous en
,,
sais particulièrement gré.
Vous avez, Monsieur le ~rofesseur MARCHAND, par vos suggestions
'1
pertinentes, beaucoup contribué à! faciliter ma tâche. Vous avez contribué
à la finition de ce travail: pour ceci et pour avoir accepté d'être membre
de ce Jury, Je vous exprime ma sincère gratitude.
J'adresse mes meilleurs sentiments à M. ROMAND, Maître de
Conférences qui est l'instigateur de l'étude des Cyprinodontidae dans
le Département de Biologie Animale. Il m'a fait profiter de sa grande
compétence dans le domaine de la pêche et de l'aquaculture des'Cypri-
nodontidae.
J'adresse mes vifs remerciements à tous mes collègues qui ont
tenu à s'associer à la réa1isation de cette thèse: Mlles AGBOGBA et
LEITE pour la rédaction, M. FAYE pour ses déplacements à Hann, Mme BA
pour la mise en page, M. PANDARE pour m'avoir fourni quelques espèces.
Je voudrais ainsi remercier ceux qui m'ont aidé à la réalisation
matérielle de ce travail. Je pense à MM. D. NGOM, C. CHAUVE et M. NDAO,
Techniciens en Microscopie Electronique, M. Em. COLY pour le sérieux de
son travail de fixation, M. Ed. COLY qui a bien voulu réaliser le tirage
des planches photographiques, M. M. WADE pour le tirage du texte, Mme
R. DIOUF/SENGHOR pour la dactylographie et enfin 1. DIOUF qui s'est sou-
vent occupé de mes élevages.
J'ai trouvé un appui précieux auprès de nombreuses personnes et
de certains organismes comme l'O.M.S et l'Inspection Régionale des Eaux
et Forêts de Dakar. Je voudrais exprimer à tous ma gratitude et particu-
lièrement
à
- M. Le Coordonnateur O.M.S. à Dakar pour son soutien compréhensif
à la veille de notre ~ission au Cameroun ;
- M. MBAYE qui a mis à ma disposition des citernes d'eau pour
remplir les puits où vivent les larves de moustiques ;
- MM. D. POLIAK et M. CHAUCHE qui m'ont fourni de nombreux échan-
tillons de poissons
- ~m. A. SECK et O. DIOP pour aVOlr facilité mes sorties répétées
à Hann.
_Le Laboratoire de Physiologie Animale pour sa disponibilité
constante.
•
Je voudrais enfin, dire toute ma gratitude à Mr et Mme NDONG
pour leur sympathie et leur compréhension affectueuse.
SOMMAIRE
1
INTRODUCTION
II
MATERIEL ET METHODES
- Mat€riel
2 - Méthodes
2-1 - Individus mâles
2-1-1 - Microscopie ~ contraste de phase
2-1-2 - Microscopie électronique l transmission
2-2 - Individus feme lIes
t~I ! . ~,'-.
2-2-1 - Microscopie électronique ~ tran8ùdssidh
2-2-2 - Microscopie électronique 1 balayage
III
RESULTATS
La Gam~togen~se mile
A. Le testicule
- Introduction
2 - Observations
2-1 - Le testicule d'un Cyprinodontidae
Aphyoeemion guignardi
2-2 - Etude comparative dans la famille
3 - Discussion
B. La spermatogenèse
1 - La maturation
1-1 - Observations
/
1-1-1 - Les Spermatogonies
al Etude chez un Cyprinodontidae : Aphyosemion splendbpZeuPe (Ekondo-Titi)
bl Etude comparative dans la famille
1-1-2 - Les Spermatocytes 1 et II
al ~tude chez un Cyprinodontidae : Aphyosemion splendbpteure (Ekondo-Titi)
bl Btude comparative dans la famille
]-2 - Discussion
2 - La spermiogen~se
2-1 - Chez un Cyprinodontidae
Aphyosemion spZendbpZeure (Ekondo-Titi)
2-]-1 - La jeune spermatide
2-]-2 - L'évolution de la jeune spermatide
2-2 - Etude comparative dans la famille
2-2-] - Le noyau
2-2-2 - Le canal cytoplasmique
2-2-3 - Les centrio1es
2-2-4 - L'élimination du cytoplasme excédentaire
2-2-5 - Microtubu1es et Macrotubu1es
2-3 - Discussion
2-3-] - Le noyau
2-3-2 - Le canal cytoplasmique
2-3-3 - L'élimination du cytoplasme
2-3-4 - Microtubu1es et Macrotubu1es
2-4 - Conclusion
C. Le spermatozoïde
1 - Observations
]-] - Le spermatozoïde d'un Cyprinodontidae
Aphyosemion riggenbaahi (Somakak)
1-]-1 - La tête
]-]-2 - La pièce intermédiaire
1-1-3 - Le flagelle
1-2 - Etude comparative dans la famille
1~2-1
La variation au niveau de la tête
1-2-2 - L5 variation au niveau de la pièce intermédiaire
]-2-3 - La variation au niveau du flagelle
2 - Discussion
3 - ~0~~lu8ion
D. Conclusion sur la gamétogenèse mâle
La Gamétogenèse femelle
A. Les Ovaires
B. L'Ovogenèse
- Introduction
2
Evolution des structures du follicule ovarien chez un Cyprinodontidae
Aplooheiliohthys lamberti
2-1 - La prévitellogenèse
2-1-1 - L'ovocyte
2-1-2 - L'enveloppe vitelline
2-1-3 - Le revêtement externe
2-2 - La vitellogenèse glycoprotéique
2-2-1 - L'ovocyte
2-2-2 - L'enveloppe vitelline
2-2-3 - Le revêtement externe
2-3 - La vitellogenèse dite protéique
2-3-1 - L'ovocyte
2-3-2 - L'enveloppe vitelline
2-3-3 - Le revêtement externe
2-4 - La morphogenèse des filaments d'attache
2-4-1 - Leur origine
2-4-2 - Elongation et structure
3 - La maturation chez Aphyosemion geryi et Epiplatys ohaperi
3-1 - L'ovocyte
3-2 - L'enveloppe vitelline
3-3 - Le revêtement externe
4 - L'appareil micropylaire chez FunduZosoma thierryi
4-1 - Le micropyle
4-2 - Les filaments d'attache
--"""""'II!
A mes parents,
A mes amis.
5 - Evolution des structures du follicule chez les Cyprinodontidae
étude
comparative
5-} - L'ovocyte
5-}-} - Les ovocytes à vitellus glycoprotéique
5-}-2 - Les ovocytes à vitellus protéique
5-2 - L'enveloppe vitelline
5-3 - Le revêtement externe
6 - Discussion
6-} - L'ovocyte
6-}-} - La prévitellogenèse
6-}-2 - La vitellogenèse
6-}-3 - La maturation
6-2 - L'enveloppe vitelline
6-2-} - Structure
6-2-2 - Origine
6-3 - Le revêtement externe
6-4 - L'appareil micropylaire
C. Conclusion sur la gamétogenèse femelle
IV
CONCLUSION GENERALE
l - INTRODUCTION
Notre travail porte sur des poissons vivant dans les eaux douces, chaudes
et tempérées. Ils appartiennent ~ la famille des Cyprinodontidae et forment avec
les Poeciiiidae, les 2 principales familles des Athériniformes. C'est dans cette
famille de Téléostéens que se rencontrent les principaux poissons larvivores. Ils
présentent par conséquent un intérêt pratique considérable dans la lutte contre
les moustiques propagateurs du paludisme et de la fièvre jaune.
Dans ce sens, l'organisation ~ndiale de la santé <O.M.S.) a établi des program-
mes de recherche en vue de l'utilisation de ces poissons dans la lutte contre le
paludisme par action larvivore. Le Département de Biologie Animale a obtenu une
subvention de cet organisme, ce qui nous a permis de nous rendre au Cameroun en
vue de récolter des échantillons.
Les Cyprinodontidae sont essentiellement ovipares. Ils se répartissent
en 2 groupes
- 1. Les non fouisseurs qui pondent leurs oeufs sur les racines des plantes
flottantes. Nous conservons en élevage au laboratoire les genres
Aphyosemion, AplocheiZichthys, Aplocheilus et Epiplatys
- 2. Les fouisseurs qui enfouissent leurs oeufs dans la vase au fond des
étangs. Nous disposons des espèces : Fundulosoma thierryi et NOtho-
bra:n.chius steinforti.
Les Cyprinodontidae non fouisseurs vivent 1 à 2 ans dans des mares per-
sistantes tandis que ceux qui enfouissent leurs oeufs sont saisonniers.
Les Cyprinodontidae fouisseurs périssent par asphyxie quand les mares
se tarissent à la saison sèche. Auparavant le couple a pris soin d'enfouir ses
oeufs dans la vase. Ils y demeurent pendant toute la saison sèche et éclosent
au début de la saison humide. Pour élever ces poissons au laboratoire, les aqua-
riums sont aménagés ~vec une couche de tourbe recouvrant le fond. Après la ponte,
la tourbe est filtrée avec un filtre en Nylon qui retient les oeufs. Ces derniers
sont placés dans du terreau et mis ~ sécher ~ l'air pendant quelq~es jours. Un
-
2 -
couvercle est ensuite placé sur la boîte contenant les oeufs. Ces oeufs sont main-
tenus entre 20° et 21°C pendant 16 semaines. Si de l'eau lég~rement acide est a-
joutée au terreau contenant les oeufs, des alevins éclosent en 12 heures (Cust et
Bird, 1971).
Dans les conditions naturelles, la reproduction est caractéris~e par
l'activité ovulatoire continue des femelles mâtures chez les Cyprinodontidae non
fouisseurs. Chez les fouisseurs l'activité ovulatoire ne dure que quelques mois.
Au laboratoire, nous avons maintenu cette activit~ chez toutes les espèces en
notre possession. L'étude de la gamètogenèse mâle et femelle des Cyprinodontidae
a port~ jusqu'à présent sur quelques espèces : Epiplatys senegalensis (Mattei,
1969), Fundulus heterocUtus et CypPinodon vaPiegatus (Yasuzumi, 1971) et Ory2ias
latipes (Anderson, 1967 ; Tesoriero, 1977a, b ; Yamamoto, 1963), mais aucune étude
comparative n'a encore été r~alisée dans cette famillè.
Nous présentons dans ce travail, une étude ultrastructurale de la sper-
matogenèse et de l'ovogenèse dans la famille des Cyprinodontidae.
Comme nous avions à notre disposition de nombreux représentants de la
famille, nous avons choisi pour illustrer les différentes étapes de la gamètoge-
n~se, les espèces qui nous ont montré cette évolution avec le plus de précision.
Nous avons pu mettre en évidence par une étude comparative, une grande variation
au sein de cette famille.
- 3 -
II - MATERIEL ET METHODES
1 - Matériel
Notre étude porte sur 7 genres et 19 espèces appartenant à la famille
des Cyprinodontidae. Les deux genres Aphyosemion et EpipZatys seront désignés
dans le texte respectivement par A.et E. La liste des échantillons étudiés ainsi
que leur origine est portée sur le Tableau 1. Pour dénolIlDer les diverses popula-
tions de A. riggenbaahi et A. spZendopZeure, nous avons ajouté au nom de l' es-
pèce et entre parenthèses, le nom de la localité d'origine.
La plupart des échantillons a été fournie par R. ROMAND, spécialiste
de la systématique de cette famille. Nous avons, pour notre part effectué des
récoltes lors d'une mission au Cameroun en Janvier 1986.
2 - Méthodes
2-1 - Individus mâles
Les observations sont faites au microscope à contraste de phase et
aux microscopes électroniques à transmission.
2-1-1 - Microscopie à contraste de phase
Des fragments de testicules sont écrasés dans une goutte d'eau entre
lame et lamelle et observés au microscope à contraste de phase afin de véri-
fier la mobilité des spermatozoïdes.
Tableau 1
Liste des échantillons étudiés et de leur origine.
GENRE
ESPECE
POPULATION
ORIGINE
:-------------------:-------------------:-------------------:-------------------:
Aphyosemion
bivittatum
Camaroun
•
"
geryi
Sénégal
"
guignal'di
Guinée
"
hel'zogi
Guyane
"
nigrifluvi
Gabon
"
riggenbaahi
(Ndokama)
Camaroun
"
"
(Somakak)
"
"
"
(Yabassi)
"
"
splendopleure
(Ekondo-Titl.)
"
•
"
"
(Mémé)
"
"
"
(Tiko)
"
"
"
(Yato)
"
•Ap Zochei Zichthys
lanibel'ti
Guinée
"
normani
Sénégal
Aplocheilus
Zineatus
Inde
Cynolebias
ù1ittei
Brésil
Epiplatys
ansol'gei
Gabon
Ir
bifasciatus
Sénégal
•
"
chaperi
Côte d'Ivoire
"
fasciolatus
Guinée
•
"
singa
"
spilargyreus
•Fundulosoma
thierrvi
Burkina Faso
Nothobl'anallidJs
steinfol'ti
Tanzanie
•Esp~ces chez lesquelles la gamètogenèse femelle a été étudiée.
- 4 -
Porter Blum MTl puis contrastées à l'acétate d'uranyle et au citrate de plomb.
Les observations sont faites aux microscopes électroniques Siemens
Elmiskop lOI et JEOL 100 C X II du service de microscopie électronique de l'Uni-
versité de Dakar.
- Technique particulière
Pour la mise en évidence de la pinocytose, des fragments de testicules
sont incubés pendant 30 mn à 1 heure dans une solution de rouge de ruthénium à
1 % dans de l'eau physiologique. Ils sont ensuite rincés dans du tampon cacody-
late puis traités comme précédemment.
2-2 - Individus femelles
Nous avons étudié les follicules ovariens au microscope électronique
à transmission et au microscope électronique à balayage.
2-2-1 - Microscopie électronique à transmission
a) Fragments d'ovaires in toto
- Technique classique
Nous avons utilisé la même technique que pour les testicules en modi-
fiant uniquement la post fixation que nous avons prolongée durant 3 heures dans
du tétroxyde d'osmium à 5 % pour une meilleure pénétration aux travers des mem-
branes ovocytaires.
- Cytochimie ultrastructurale
~!~!~E~!Q~_~~~l~~!g~~_~~~_E!Q~~!~~!(MOnneron, 1966 ; Monneron et
Bernhard, 1966). Les échantillons sont inclus à l'épon. Les coupes sont récu-
pérées sur des grilles en or puis traitées selon la technique suivante : les
grilles sont mises à flotter dans une solution d'acide périodique à 1 % dans
l'eau distillée. Elles sont ensuite incubées sur une solution de pronase
(calbiochem) à 0,5 % dans du tampon phosphate 0,1 M. (pH 7,4) à une tempéra-
ture comprise entre 37 et 40°C pendant 1 heure, 2 heures, 3 heures ou 6 heures.
Les coupes sont ensuite colorées à l'acétate d'uranyle et au citrate
de plomb, carbonn~es puis observées.
- 5 -
- Mise en ~vidence des polysaccharides (tbiery. 1967).
Les ~chanti11ons sont pr~par~s selon la m~thode courante de fixation.
Des coupes sont r~a1is~es puis mises à flotter successivement sur de l'acide
p~riodique, du thiosemicarbazide (T.S.C.) et du protéinate d'argent. Des t~-
moins sont r~a1is~s en omettant l'action de 1 racide p~riodique ou en le rem-
plaçant par l'eau oxygén~e. Le s~jour dans le T.S.C. est de 12 à 48 heures.
b) Follicules
Les ovaires de femelles mâtures sont ouverts et les follicules sont
collectés et s~parés en 4 classes de taille puis fix~s, d~shydratés et inclus
selon la méthode décrite précédemment.
Tableau II
Diamètre des follicules ovariens en um (~)
1
2
3
4
:-------------------------:-----------:------------:----~-------:------------:
:Ap Zoahei Ziahthys Zambel'ti:
0~200
200<0~800: 8OO<~~500:
~> 1500
•
•
e
e
e
e
.
. . . . .
:Autres espi!ces
0~ 50
50<0 ~150: 150<~C750:
~>
750
2-2-2 - Microscopie électronique à balayage
Des follicules mâtures fraîchement pré1ev~s dans les ovaires sont fix~8
par une solution de glutara1dehyde à 2,5 % dans le tampon cacodylate de sodium
pendant 12 l 24 heures. Apr~s un rinçage drune heure environ dans le tampon, les
~chanti11ons sont déshydrat~s dans des solutions d'acétone de plus en plus con-
centrées. Ils sont p1ac~s ensuite dans de l'acétone pur pendant une nuit puis
traités selon la méthode du point critique. Ils sont fixés sur des plots, mé-
ta11is~s puis observés au microscope JEOL J.S.M. 35 C.F. du service de micro-
scopie ~lectronique de l'Universit~ de Dakar.
- 6 -
III - RESULTATS
LA GAMETOGENESE MALE
A. Le tes ticu1e
1 - Introduction
L'organisation du testicule des Poissons téléostéens a fait l'objet de
nombreux travaux dont les résultats ont conduit à une certaine confusion dans
la terminologie. Lofts et Marshall (1957), Lofts et Bern (1972) puis Billard
(1982) distinguent le testicule lobulaire du testicule tubulaire.
D'autres
auteurs (Henderson, 1962 ; Da1e1a et al., 1976, 1977 ; Sanwal et Khanna, 1972 ;
Leather1and et Sonstegard, 1978 ; Shrestha et Khanna, 1976, 1978) utilisent
indifféremment l'un ou l'autre terme. Grier et al., (1980) en examinant
la
structure du testicule de plusieurs familles de poissons dont les Cyprinodon-
tidae, n'y ont reconnu que la structure tubulaire. Cependant ils distinguent
l'existence de 2 types de tubules qui diffèrent par la distribution spatiale
des spermatogonies. Selon ces auteurs, les spermatogonies des Cyprinodontidae
sont localisées à l'extrémité distale des tubules, juste sous la tunique albu-
ginée.
2 - Observations
2-1 - Le testicule chez une espèce : A. ~ardi
Il présente des tubules tapissés A l'extérieur par une couche
discon-
tinue de cellules pavimenteuses di tes ''boundary ce 11 11 • La paroi de chaque
tu-
bule est constituée de cellules de Serto1i qui envoient des expansions à l'in-
térieur du tubule. Ces expansions forment des cloisons qui délimitent des cys-
tes. A l'origine, chaque cyste est constitué d'une cellule germinale unique
associée à une cellule de Serto1i (Pl. l, fig. a). Après plusieurs divisions
mitotiques dont le nombre est inconnu~ la dernière génération
de cellules
- 7 -
germinales s'accroit pour donner des spermatocytes primaires, qui subissent la
m'iose. Chaque spermatocyte primaire donne ainsi naissance à 4 spermatides
sph~riques. Au sein d'un cyste, toutes les cellules sont au même stade d'6vo-
1ution.
Une seule cellule de Serto1i peut se ramifier plusieurs fois
pour
former la paroi de plusieurs cystes voisins (Pl. l, fig. b). Dans les espace.
qui s6parent des cystes, se trouvent des cellules contenant un r€ticu1um
.,~.
abondant. Ce sont des cellules de Leydig. Elles sont séparées dei cellules de
Serto1i par une lame basale.
2-2 - Etude cOmparative du testicule dans la famille ..
La structure tubulaire avec formation de cys tes à paroi sertolienne
et la pr€sence
de cellules de Leydig dans les espaces intercystiques sont dei
caract€ristiques
communes à toutes les esp~ces que nous avons examinées. Chez
A. spl6ndbpleUPe (Ekondo-Titi) les cellules de Leydig poss~dent un r~ticulum
endop1asmique particulièrement d6ve1oppé. Certains saccules sont lisses d'au-
tres sont rugueux. Les citernes du r€ticu1um
lisse sont souvent dilatées en
vésicule (Pl. l, fig. dl. Ces cellules sont riches en ribosomes libre••
Les cellules de Serto1i qui d61imitent les cys tes montrent des expan-
sions qui semblent intervenir dans le phénomène de phagocytose des corps rési-
duels et des cellules germinales avortées (Pl. l, fig. cl.
3 - Discussion,
De nombreux auteurs se sont int6ressés à l'organisation des testi-
cules des poissons t6léost6ens. En d6pit de la grande confusion longtemps en-
tretenue en raison de la non uniformité de la terminologie utilisée,
il est
devenu clair que le testicule de ce groupe est de type tubulaire (Grier et at.
1980). Notre 6tude du testicule des Cyprinodontidae, confirme largement
les
conclusions de Billard et al. (1971), Billard (1982) et de Crier et al. (1980).
Ce testicule comporte donc une eouche discontinue de cellules bordantes (baun-
- 8 -
dary cell), et une paroi continue constituée de cellules de Sertoli délimitant
des cystes, entre lesquels se trouvent des cellules de Leydig (Grier et aZ.,
1980 ; Mattei et aZ., 1982
Billard, 1982).
Grier et aZ. (1980) ont noté chez les représentants des 4 ordres qu'ils
ont examinés, (Salmoniformes, Cypriniformes, Perciformes, Athériniformes)
la
phagocytose de corps résiduels au niveau de la paroi. Notre étude montre
qu'il
en est également ainsi chez les Cyprinodontidae.
B. La spermatogen~se,
C'est le processus par lequ~l, les cellules germinales, après
une
phase de maturation complexe, se différencient.
1 - La maturation
1-1 - Observations.
1-1-1 - Les spermatogoni~s.
a) Dans l'espèce A. spZendopZeu~ (Ekondo-Titi), les spermatogonies
remplissent la lumière du cyste. La cellule primordiale est caractérisée par
ses nombreuses mitochondries que l'or. trouve rassemblées autour des centrioles.
Ces mitochondries sont dépourvues de crêtes et leur matrice est claire (Pl. l,
fig. e). Des globules opaques aux électrons sont visibles au sein du cytoplasme
qui est par ailleurs très riche en ribosomes. Le réticulum endoplasmique
est
bien développé et il est associé par endroit à un syst~me de lamelles annelées.
Les dictyosomes de l'appareil de Golgi ne présentent que quelques sac-
cules tr~s courts autour desquels on voit de nombreuses vésicules.
De nombreux microtubules sont présents dans le cytoplasme. Le
noyau
est tr~s volumineux et contient un nucléole excentré. Les globules opaques aux
électrons disparaissent rapidement au cours de la multiplication des spermato-
gonies.
- 9 -
b) Etude comparative dans la famille
L'examen des spermatogonies des poissons que nous avons étudiés a ré-
vélé une grande uniformité dans leur u1trastructure. Les cellules primordiales
se caractérisent comme chez A. splendopleu~ (Ekondo-Titi) par la
présence
d'un abondant chondriome~ d'un système lamellaire fortement développé et
par
les globules opaques aux électrons (Pl. II, fig. a) visibles uniquement
dans
les spermatogonies primaires.
1-1-2 - Les spermatocytes l et II
a) Chez A. splendSPleu~ (Ekondo-Titi)
Les spermatocytes primaires se reconnaissent très aisément au stade
pachytène grâce à la présence de complexes synaptonémaux (Pl. II, fig. b). La
citerne nucléaire est d'épaisseur variable. Elle se dilate par endroit~ don-
nant ainsi à l'enveloppe nucléaire un aspect irrégulier.
Le spermatocyte primaire au stade pachytène est une cellule polarisée.
Le noyau est légèrement déporté vers un pôle de la cellule et son enveloppe
présente de nombreux pbres situés surtout au pôle opposé. Les deux centrio1es
qui constituent le dip1osome sont entourés par des mitochondries et des
dic-
tyosomes. Nous avons noté dans cette région la présence de 2 types de tubules
(Pl. II, fig. cl. Les premiers ont un diamètre de 20 à 25 um. Ils sont recti-
lignes ou incurvés et correspondent aux microtubu1es cytoplasmiques classiques
(Pl. II, fig. dl. Les seconds sont rectilignes et isolés ou groupés en nombre
très variable. Leur diamètre varie entre 30 et 60 nm (Pl. II, fig. el.
Nous
les avons dénommés macrotubu1es. Certains possèdent un axe central.
Le fuseau de division s'organise entre les dip1osomes. En métaphase,
les microtubu1es montrent un arrangement en fuseau classique entre les deux
dip1osomes. Certains d'entre eux sont associés aux chromosomes par l'intermé-
diaire des kinétochores. Les macrotubu1es sont également présents mais
uni-
quement dans la région centrio1aire et à la périphérie du fuseau (Pl. III,
-
10 -
figs. a~ b et c). Ils ne montrent aucun contact avec les chromosomes. L'angle
qu'ils forment avec l'axe du fuseau est toujours sup~rieur à celui formé par
les microtubu1es et cet axe.
Dans les spermatocytes secondaires, on ne voit pas d'association
entre les macro tubules et les dip10somes. Les macrotubu1es présents sont dis-
posés au hasard dans le cytoplasme. Les spermatocytes secondaires sont
des
cellules de petite taille et sont surtout reconnaissables par l'élimination
en surface de vésicules étranglées à leur base (Pl. III, fip,. d). L'appareil
de Golgi est parfois très développé. La face trans de chaque diplo8ome
est
associée à de nombreuses vésicules à contenu clair.
d) Etude comparative au sein de la famille.
Le déroulement de 1a,4Îiéioseest identique dans toutes
les espèces
étudiées. Une différence existe au niveau ~u fuseau de division : les macro-
tubules ne sont pas présents dans toutes les espèces. Nous les avons obser-
vés associés au fuseau et avec la même disposition chez
A. splendopleuzoe
(Tiko) tandis qu'ils n'existent pas chez A. spZendopZeupe (Mémé). A la fin
de la deuxième division de méiose, les microtubu1es qui organisaient le fu-
seau ont disparu. Les macrotubu1es qui étaient présents, ne disparaissent pas
et nous les retrouvons dans la jeune spermatide.
Dans le groupe des Cyprinodontidae t seules
A. geryi
et A • PÏggen-
bachi (Somakak) montrent comme A • spZendopZeuroe (Ekondo-Titi) une ~limination
de cytoplasme par le spermatocyte secondaire. Le mode d'élimination est iden-
tique chez les 3 espèces (Pl. III, fig. e).
1-2 - Discussion
L'étude des spermatocytes l et II des poissons de cette famille nous
a permis de mettre en évidence deux phénomènes particuliers : la formation de
macrotubu1es et l'élimination de cytoplasme par des cellules aussi jeunes que
les spermatocytes II.
- 11 -
Dans la littérature, il a été mentionné l'apparition de macrotubu1es
1iéé à divers procédés expérimentaux tels que la température basse (Ti1ney et
Porter, 1967) et les traitements par la colchicine (Ti1ney, 1968), la hya1uro-
nidase (Burton et Fernandez, 1973), la digitonine (Hanze1y et 01ah, 1970), la
vincristine (Neve et al., 1972), la vinb1astine (Tyson et Bu1ger, 1972, 1973)
et des anesthésiques volatiles (A11ison et al., 1970 ; Hink1ey, 1976). Ces trai-
tements entrainent la production de macrotubu1es et s'accompagnent d'une réduc-
tion du nombre de microtubu1es voire de leur disparition (Wisniewski et al.,
1968 ; Huebner et Anderson, 1970 ; Fernandez et al., 1971 ; Stebbings, 1971 ;
Tyson et Bu1gcr, 1973 ; Hink1ey, 1976).
Ceci a conduit Hink1ey et Samson (1972), Ti1ney
et Porter
(1967),
Tyson et Bu1ger (1973) et Hink1ey (1976) à admettre que les macrotubu1es pro-
viennent des protéines (tubu1ines et protéines associées) constitutives des mi-
crotubu1es.
Dans les conditions expérimentales, il y a donc cocpétition entre les
processus de formation des macrotubu1es et des nicrotubu1es. Chez A. splendo-
pleure (Ekondo-Titi), dans les conditions naturelles, la tubu1ine se polymérise
simultanément en microtubu1es et en macrotubu1es. A notre connaissance, c'est
la preci~re fois que des macrotubu1es ont été observés dans de telles conditions.
Pickett-Heaps (1975) a propos~ le terme de "nicrotubu1es organizing
center" (MTOC) pour désigner les régions au niveau desquelles est induite l'élon-
gation des microtubu1eso Celles-ci sont form~es le plus souvent de
matériel
dense associé aux centrio1es, aux corps basaux, à l'enveloppe nucléaire,
aux
pôles de l'appareil mitotique etc .0. (Dustin, 1978 ; Tucker, 1984). Les macro-
tubules sont en relation avec les pôles du fuseau. Nous pensons que ceux-ci
constituent les centres organisateurs de Macrotubu1es (MacroTOC). Nos observa-
tions ne nous ont pas permis de voir une induction de macrotubu1es
par
les
pôles du fuseau de division des spermatocytes II. Les macrotubu1es
se fome-
raient uniquement dans les sperMatocytes 1. Comme ils ne se dépolymérisent pas
lors de la disparition des rnicrotubu1es du fuseau, ils se distribuent
co~
- 12 ~
les autres organites classiques dans les cellules filles.
Les spermatocytes II de A. splendopleuro (Ekondo-Titi)" A. gepYi et
A • nggenbachi (Somakak) éliminent du cytoplasme sous forme de vésicules. Une
observation similaire a d~jà été faite dans les spermatocytes de CalpodBa
ethliua (Lai-Fook, 1982). Cette élimination précoce de cytoplasme est en con-
tradiction avec les r~sultats classiques qui mentionnent que le rejet de cyto-
plasme résiduel se fait par les spermatides en fin de spermiogenèse. Mattei
et al. (1978) ont décrit une ~limination précoce de cytoplasme dès le début de
la spermiogenèse de Citharinus sp. et Lampanyctus sp.
2 - La spermiogenèse
2-1 - La spermiogenèse de A. splendopleure (Ekondo-Titi)
2-1-1 - La jeune spermatide
Les jeunes spermatides sont sensiblement sphériques. Elles sont reliées
par des ponts cytoplasmiques qui persistent jusqu'au stade spermatides
âgées.
Le noyau occupe une position centrale et contient de la chromatine l répartition
hétérogène : il existe des plages de nucléoplasme clair entourées par
de. la
chromatine cotonneuse dense. Dans la moitié antérieure du noyau. il existe gé-
néralement une bande d'environ 300 nm d'épaisseur, complétement
dépourvue de
chromatine (Pl. III. fig. f).
Le cytoplasme renferme de rares vésicules à contenu clair. Les mito-
chondries sont réparties au hasard. Les macrotubules sont organisés
en fais-
ceaux latéraux (Pl. III, fig. f). Le diplosome est constitué de 2 centrioles
parallèles et légèrement décalés l'un par rapport à l'autre. Le centriole dis-
tal est lié à la membrane plasmique. Son axe est oblique par rapport à l'axe
antéro-postérieur du noyau (Figure J).
2-1-2 - L'évolution de la jeune spermatide
a) Le noyau :Le noyau migre vers la région antérieure de la
sper-
matide. La bande claire antérieure de nucléoplasme disparaît. La
chromatine
- 13 -
devient granulaire et les plages de nucléoplasme clair s'élargissent (Pl. IV,
figs. a, b). Dans les spermatides moyennement âgées, la région antérieure du
noyau est plaquée contre la membrane plasmique. La chromatine'granulaire se ré-
partit de façon uniforme dans le nucléoplasme. Dans les spermatides âgées, la
chromatine se densifie progressivement. Les grains de chromatine fusionnent et
devienn~nt de plus en plus importants (Pl. IV, fig. d et Figure Id)
jusqu'à
former dans le spermatozoïde une masse compacte qui emplit le noyau et au sein
de laquelle quelques plages claires sont toujours visibles.
b) Le canal cytoplasmique : Dès le début de l'évolution de la
sper-
matide~ le centriole distal donne naissance à un flagelle résultant de l'élon-
gation des tubules A et B du centriole. Lors de la croissance de l'axonème, le
diplosome migre dans le cytoplasme et les centrioles viennent se placer au voi-
sinage immédiat du noyau là, où l'envelo?pe nucléaire s'invagine pour consti-
tuer une légère dépression (Figure lb). Celle-ci se situe au niveau de l'axe an-
téro-postérieur du noyau. L'axe de l'axonème est oblique par rapport à celui du
noyau. Lors de sa migration, le centriole distal entraine la membrane plasmiq~e
à laquelle il est relié. Il en résulte un canal en cul de sac qui est le canal
cytoplasmique (Pl. IV, fig. b). Dans les'spermatides moyennement âgées, il se
produit une rotation du noyau et son axe antéro-postérieur coincide alors avec
celui du flagelle (Pl. IV, figs. c, d).
c) L'élimination du cytoplasme résiduel : Chez A • 8plendbpleu~
(Ekondo-Titi), les modalités de cette élimination sont originales. Le dispo-
sitif de rejet est évolutif et se met en place dès le début de l'évolution de
la jeune spermatide. Le cytoplasme de la spermatide contient quelques
vési-
cules de taille variable (Pl. IV, fig. a et Figure lb). Les plus petites sont
nombreuses et couvertes de microprojectiou. ou clathrines. On les rencontre
presque exclusivement dans le cytoplasme postérieur. Elles ont un
contenu
moyennement dense. Nous avons observé plusieurs de ces vésicules
fusionner
avec des vésicules de plus grande taille. Elles se forment par invagination
-
14 -
de la membrane plasmique ; certaines se forment même au niveau du canal cyto-
plasmique (Pl. IV, fig. e). Dans les spermatides moyennement âgées, ces vési-
cules fusionnent, perdent leurs c1athrines et leur contenu devient clair
(FIGURE le). Celles-ci fusionnent à leur tour et forcent des vésicules encore
plue voluai.uuses (Pl. IV, fig. 'Ci}. -te mode -de -coaleseence des ~aiculea. ap-
paraît très nettement ; les vésicules .deviennent piriformes et fusionnent. "P6r'
leurs extrémités amincies. Des cordons de communications s~étaolissen~entre
elles ce qui donne une structure multiple formée de plusieurs vésicules de
taille généralement variable (Pl. IV~ fig. f). Cette fusion se fait
tout
d'abord dans toutes les dir.ectionS' puis .elle devient orientée suivant l'axe
antéra-postérieur de la spermatide. La coalescence orientée des Wsi-cules
«>t\\cen\\e d'abord lesvé-sicu1ea pé.rinucléaires et s.e pours.uit parles
Yési...
-cules de la région postérieure (Pl. V, figs. a, e et FIGtmE l-d). Ce-ei abou-
tit à. la forma·tion de -citernes périuucléaire& incornpUtes -dans la -régiou- poa--
térieure (Pl. V, figs. c, d). La région antéri.eure du noyau.,. pl"écédenJ:Den.t o4p-
ternes. La membrane de la eitet'ne .appliquée contr'6 le noyau et plue précisé-
zoide. Dans la régian postérieure de la spermatide a les vési-œlee ~1u& nom-
finisaent. par emplir tou-t l.e cyt<>pl.wme. I l ne reste plus .du. hys.loplas.me de
la spermatide. âgée .qu'un réseau de doubles membrenea concentriques (P1. V,
fig. e et FIGURES le, f). Les doubles membr8fteS ont une ~paisseur de 20- nm.
Noua avons eonataté que la eonfluenee. des vésicules -eet interrOl!lJtw.1
dans les régions .contenant des organi tes comme le. mitcchondriea et. l.es- fais-
ceaux de ~crotubules (Pl. V, fig. f). A ce niveau, il demeure toujours un peu
de hyaloplasme et les ~ésiculea coe:ltistent les unes à côté des autres ; généra-
lement un espace de 40 nm les sépare. A la fin de la 1Iperrniogenès.e, la lumiùe
du cys te contient des éléments correspondant au cytoplasme résiduel détaché de
la spermatide et des spermatozoides libri:!S... Ces corps résiduels sout constitués.
·J"
.),-
, "
,
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..: '
, • i
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FIGURE 1
, ~ --'
: :Flagellogénèse et EliI:!ination de cytoplasme résiduel chez A. spZendopZeure
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',' (Ekondo-Ti tH " ,i, (
. 1 . \\
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Jeun~ .spe~matide.
i ' '. •
. b : Spermatide, en début de flagellogenèse. Les vésicules de pino-
cytose &pparaissent.
"
. i
' ,.~ :.'
C
Sperr13tide ,moye~~ment âgée à cytoplasme spongieux.
;
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Sp~rmatide âgée : les vésicules ont fusionné pour réaliser une
1 p
~·.1"
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citerne, pGrinucléairc.
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:'sp~~at~zoide entouré"de doubl~~ membranes.
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f : Corps résiduel fOrM~ de doubles membranes concentriques.
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•
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d
-
-
•
f
-
- 15 -
par un réseau membranaire et par un peu de cytoplasme où l'on reconnaît encore
des macrotubules et des mitochondries (Pl. V, fig. f)~ Ces corps résiduels se
désorganisent par vésiculisation puis par fragmentation à l'intérieur des cystes.
d) Microtubules et macro tubules
La région centriolaire de la jeune spermatide organise des microtu-
bules. Ceux-ci existent en nombre très réduit et sont fugaces. Ils disparaissent
rapidement sans former de manchette. Les microtubules sont en rapport avec le
matériel dense associé aux centrioles (Pl. VI, fig. a). Ils ne sont plus visi-
bles dans la spermatide moyennement âgée.
Les macrotubules qui ont été formés dans les spermatocytes 1 sont par
contre stables et présents durantç, toute la spermiogenèse. Ils sont àssociés
en faisceaux dont le nol'lbre d'unités est variable (Pl. VI, fig. b). Dans
cer-
tains faiscea~ nous avons compté plus de 200 macrotubules. Dans les sperma-
tides et les corps résiduels, nous avons remarqué que la longueur des macro tu-
bules est plus grande que dans les spermatocytes. Ceci suggère une élongation
des tubules préexistants par la mobilisation de la tubuline présente
dans le
cytoplasme. Dans les spermatides âgées et les corps résiduels, la longueur des
macrotubules peut atteindre 5 ume Des tubules peuvent ainsi s'~tendre d'un pôle
à l'autre de la cellule et provoquer des d~formations de la membrane plasmique
(Pl. VI, fig. c).
2-2 - Etude comparative de la spermiogenèse dans la famille
2-2-1 - Le noyau (FIGURE 2)
Le noyau est sphérique. Dans la région postérieure, il présente une
invagination plus ou moins développée ou fossette nucléaire. Généralement le
centriole proximal se dispose dans cette fossette. Dans le cas particulier du
genre ApZocheiZichthys, la fossette est double et contient les deux centrioles.
Le noyau est limité par une enveloppe nucléaire sur laquelle s'applique
la
membrane plasmique. Lors de l'excentration du noyau chez A • spZendopZeure
(Ekondo-Titi), A. riggenbachi (Somakak) et ApZocheiUchthys nomani,
des
- 16 -
membranes sont emprisonnées entre le noyau et la membrane plasmique. Ces empi-
lements s'étendent jusque dans la région postérieure du noyau de la spermatide
(Pl. VI, fig. d). Le noyau renferme de la chromatine d'aspect différent selon
les espèces (Tableau III). Nous avons déterminé quatre formes de chromatine
dans la spermatide âgée :
a) Noyau à chromatine granulaire uniformément réparti~ (FIGURE 2d)
La condensation de la chromatine en granules uniformément répartis dans le nu-
cléoplasme est observée dans le genre Aphyosemion à l'exception de A . ge!'!Ji et
A. nigrijtuvi. Cette chromatine se présente comme celle de la spermatide de
A. splendopl.eure (Ekondo-Titi).
b) Noyau à chromatine présentant un aspect cotonneux (FIGURE 2e).
La chromatine des spermatides de A. nigrijtuvi~ Fundulo8oma thier!'!Ji~
tNotho-
branehius steinforti et des espèces du genre EpiplatY8 se présente sous la
forme d'amas d'aspect cotonneux avec de grandes plages de nucléoplasme clair
(Pl. VI, fig. e et FIGL1Π2e).
c) Noyau à chromatine en mottes denses (FIGURE 2, g, h).
Cette particularité s'observe uniquement dans le genre Aploaheil.iahthys. Les
spermatides jeunes de Aploaheiliahthys normani et de Aploaheiliahthys lamberti
montrent une chromatine granulaire. Chez Aploaheiliahthys normani, cette chro-
matine évolue rapidement dans les spermatides moyennement âgées en courtes ba-
guettes (Pl. VII, fig. a et FIGURE 2h) qui s'empatent progressivement, d'abord
dans les 2/3 antérieurs du noyau. Dans la spermatide âgée, la chromatine se
présente sous forme de mottes denses. Chez AploahailiahthY8 lamberti, ce sont
les granules qui évoluent directement en mottes denses (FIGURE 2g).
d) Noyau à chromatine granulaire irrégulièrement répartie (FIGURE 2f).
De toutes les espèces étudiées, seule A. ge~i présente la particularité
de
montrer de la chromatine granulaire répartie irrégulièrement dans le nucléo-
plasme. Les granules peuvent former des amas denses situés le plus souvent
Tableau III
Aspect de la chromatiae dans le noyau de la spermatide âgée
des Cyprinodontidae.
:Chromatine:Chromatine~Chromatine
Chromatine:
ESPECES
:granulaire~granulaire:cotonneuse:en mottes:
uniforme :irrégulière
denses:
_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ 0
-
e
•
•
•
0
lJ
•
III
•
Aphyosemion bi
_ _ vi
_ _ ttaturn
_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ ~
+
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guignardi
_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ ._~
+
•
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0
o
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D
•
Il
nigrifiuvi
---------------------~----------;----------:----------~----------:
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riggenbaahi
+
---------------------: ----_._----- ~ ---------- ~ -,-----_...._- : ---------- :
spZendopZeure
+
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0
-
o
Q
0
_
0
•
ApZoaheiZiahthys Zamberti
+
----------------Q----------~--------------------_._---
~
0
~
0
-------0
normani
+
:------------------~----~-----------~--~-------:----------:~------~--:----------:
EpipZatys anso~ei
+
~----~-----------------:p~---------:----------:----------~----------:
li
bifasaiatus
+
-~---------------------~-_.~-------:----------~----------:----------:
fa8cio Zatus
+
:-----------------------------------~~---------:----------:----------:----------:
FunduZosoma thierryi
+
:------~-----~----------~-----------~---~------:-~--------:----------:-----~----:
Nothobranahius steinforti
+
-
17 -
autour de la fossette nucléaire (Pl. VII~ fig. c).
2-2-2 - Le canal cytoplasmique
Chez la plupart des espèces étudiées, le canal cytoplasmique s'orga-
nise de la même façon que chez A . spZendopZeure (Ekondo-Titi). A. gel'Yi pr~
sente un mécanisme de flagellogenèse particulier. Chez cette esp~ce~ le
cen-
trio le distal n'entraine pas la membrane plasmique au cours de sa migration
dans le cytoplasme et n'organise donc pas directement le canal cytoplasmique.
L'axonème se forme de façon classique mais il est nu dans le cytoplasme
(Pl. VII, fig. d et FIGURE 3). Par la suite, des vésicules se mettent en place
autour de l'axonème et leur fusion donne naissance au canal cytoplasmique
(Pl. VII~ fig. d).
2-2-3 - Les centrioles
La disposition relative des deux centrioles est variable (Tableau IV).
Ils sont généralement parallèles, mais il existe des exceptions: les centrioles
sont orthogonaux chez E. chapel'i. Dans le genre ApZocheiZichthys, ils sont obli-
ques. Chez A. geryi, ils sont soit paralUles, soit obliques ou orthogonaux.
2-2-4 - L'élimination de cytoplasme excédentaire
Elle se fait globalement suivant 2 ~odalités : soit par ~limination
faisant intervenir la coalescence de v~sicules~ soit par formation d'un sillon
de rejet (Tableau V).
a) Elimination par coalescence de vésicules : Ces vésicules provien-
nent du réticulum endop1asmique, de l'appareil de Golgi et de la pinocytose.
Dans certains cas~ des vacuoles apparaissent tardivement et leur origine nous
est inconnue (Tableau VI). Tous ces mécanismes interviennent simultanément.
Certains ont un rôle prépondérant par rapport aux autres.
C'est ainsi que dans le genre Aphyosemion~ les vésicules se forment
essentiellement par pinocytose et par modification des lamelles du réticulum
endop1asmique. Dans l'espèce A. spZendopZeure, l'essentiel des vésicules
se
FIGURE 2
Evolution de la chro~tine au cours de la spermiogenèse des Cyprinodontidae.
a
SperrJatide en début de fln~ellogenèse de A. her2ogi~ A. bivit-
tatum~ A. guignardi~ A. nigrifluvi:J A. riggenbac:hi~ A. splen-
dop le ure ~ Fundulosoma thierryi et des diverses espèces d' Epi-
platys. La chromatine a un aspect cotonneux.
b
Spermatide en dùbut èe flaeellogenèse de A. geryi. La chromatine
est répartie de façon hétérogène.
c
Spermatide en d6but de flagellog~nèse de ApLoc:heiLichthys. La
chromatine est granulaire et uniforme.
d
Spermatide âgée de A. bivittatum~ A. guignardi!) A. her2ogi~
A. riggenbac:hi et A. spLendopZeure. La chromatine est granu-
laire et uniforme.
e
Spermatide âgée de A. nigrif2uvi, FundULoBoma thierryi, Notho-
branchius steinfol'ti et des espèces du r,enre EpipZatys.
f
Spermatide âg~e de A. geryi.
g
Spermatide âgée de AplocheiLichthys ~erti. Les grains chro-
matiniens deviennent plus importants.
h
Spermatide âgée de AplocheiLichthys normani.
i
Spermatozoïde des genres étudias à l'exception du genre Aplo-
cheilichthys
j
Spermatozoïde à chromatine en oasses denses des espèces du genre
Ap lochei Liah thys •
a
c
d ' \\
- \\
1 e
1
\\
! -
\\
1
1
/i
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1
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1
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1
/
1
/
"
t ,
a
b
FIGURE 3
FlaBellogenèse chez A • gCl~&
a
Jeune spermatide. L'axonème est nu dans le cytoplasme et il est
entouré de vésicules.
b
Spermatide moyennement âgée. Les vésicules fusionnent et forment
le canal cytoplasmique.
- 18 -
forme par pinocytose. Dans la population A. splendbpleure (~mé) les v~sicules
proviennent du r~ticulum endoplasmique et de la pinocytose.
Des fragments de testicules de A . riggenbachi incub~s dans une solu-
tion de rouge de ruth~nium présentent ce colorant dans les grandes vésicules
cytoplasmiques t ce qui met en ~vidence l'importance de la pinocytose dans le
phénomène de vésiculisation du cytoplasme (Pl. VII, fig. e). Les vésicules
provenant de la modification du réticulum s'observent plus particuli~rement
dans les spermatides de A. bivittatwn et riggenbachi (Yabassi). Chez ce der-
nier poisson, les lamelles sont emplies de matériel dense. On observe souvent
une dilatation des extrémités des lamelles (Pl. VII, fig. f). Dans le cas de
A. bivittatwn, les lamelles sont incurvées et montrent un contenu moyennement
dense (Pl. VIII, fig. a). Elles s'éclaircissent dans les spermatides âg~es.
Les v~sicules d'origine golgienne s'observent chez Nothobranchius
steinforti et FUndulosoma thier~i. Les dictyosomes sont dans ces cas aSSOC~~8
à de nombreuses vésicules fortement dilatées (Pl. VIII, fig. b). Au voisinage
de l'empil~nt des saccules, on observe des lamelles présentant des dilata-
tions dans leurs parties médianes tandis que les extrémités sont souvent lon-
gues et aplaties. Ces lamelles se ferment souvent sur elles-mêmes en piégeant
un corps cytoplasmique (Pl. VIII, fig. b). Chez A. ge~i les vésicules s'crga-
nisent dans la spermatide âgée et nous n'avons pas pu déterminer leur origine.
Les vésicules cytoplasmiques, quelle que soit leur origine, ont
ten-
dance à fusionner et à présenter un contenu transparent aux électrons.
Cette vésiculisation se poursuit par une élimination de cytoplasme
excédentaire à la fin de la spermiogenèse, selon 3 modalités :
- les vésicules organisent des membranes concentriques. Des amas membra-
naires contenant peu de hyaloplasme se détachent de la spermatide âgée
(A. splendbpZeure (Ekondo-Titi).
- les vesicules forment des citernes qui confluent avec le canal cytoplas-
mique. Des fragments de cytoplasme sont libérés dans la lumière du cyste
et sont phagocytés par les cellules de Sertoli {A. spZendopZeure (Méœ)
Tableau IV
Disposition relative des centrioles dans les spermatides et
spermatozoïdes des Cyprinodontidae.
ESPECES ET POPULATIONS
CENTRIOLES
~-----------------------------------------------:-----
----------------------:
Aphyosemion bivittatum
Parallèles
_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ e
•
·
...
rI
Disposition variable
.
--------------------------------_._-------------------~
·
-------.
"
guignarodi
ParalUles
_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ e
e
·
Ir
.
"
nigrifluvi
_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ e
e
·
.
"
riggenbachi (Ndokama)
"
- - - - - - - - -
e
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·
Ir
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"
"
(Somakak)
--------------------_._--.------------------------
·
Il
.
"
"
(Yabassi)
--------------------------------:------------------------_...----:
"
spZendopZeure (Ekondo-Titi)
Ir
_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ •
e
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(Mémé)
Ir
-------------------:---------------------------:
(Tiko
Ir
------------------_._-------------------------_.
·
.
(Yato
.._---------------------------------------------_._--------------------~----_.
. .
ApZocheiZichthys Zambepti
Obliques
----------------------------:---------------------------:
"
nomani
"
:-----------------------------------------------:---------------------------:
Ap Zochei Zus lineatus
Parallèles
._---------------------------------------------_._-------------------------_.
.
. .
Cyno Zebias
wittei
Ir
:-----------------------------------------------:---------------------------:
EpipZatys ansorgei
Ir
_ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ _ e
•
.
.
-~
"
bi fasC'Ïatw3
n
-----------------------------------:---------------------------:
rr
chaperi
Orthogonaux
-----------------------------------:---------------------------:
"
lasci-o Zatw3
Parallèles
-----------------------------------:---------------------------:
If
"
:-----------------------------------------------:---------------------------:
FUnduZosoma thierryi
n
:-----------------_._----------------------------:---------------------------:
Nothobl'anchius steinforti
Ir
Tableau V
Modalités de l'élimination du cytoplasme résiduel dans les es-
pèces où nous avons pu mettre en évidence ce phénomène.
Elimination par vésicules coalescentes:
Elimination par sillon de rejet
e
e
-
.
.
.
Aphyosemion bivittatum
E • bifasciatus
"
geryi
A • nigri fiuvi
"
guignarodi
"
riggenbaahi
"
sptendopleul'e
Aploaheiliahthys Lamberti
"
norrnani
EPiplatys ansorgei
"
ahaperi
FunduZosoma thie~i
Nothobranahius steinforti
- 19 -
et E. ansorgei) (Pl. VI, fig. e).
l'élimination du cytoplasme excédentaire se fait en deux temps chez Notho-
branohius steinfol'ti et Fundulosorra thiel'l'Yi. Le premier temps est sem-
blable ~ l'élimination chez A • splendopleul'e (Ekondo-Titi) pour
Notho-
branohius steinfol'ti. Dans le cas de Fundulosoma thiel'l'IJi, la première
U imination se fai t comme chez E • ansol'gei.
A la fin de cette phase, la spermatide âgée possède encore une quan-
tité importante de cytoplasme dans sa région postérieure où sont rassemblées
les mitochondries (Pl. VIII, fig. d).
Dans la deuxième phase, des vésicules apparaissent dans la région
postérieure de la spermatide ; elles confluent et détachent des fragments de
cytoplasme renfermant des mitochondries. Ces vésicules sont généralement dou-
blées par des canalicules de réticulum endoplasmique lisse (Pl. VIII, fig. e).
b) L'élimination par formation d'un sillon de rejet (A. nigl'ifluvi
et E. bifasoiatus) : Ce sillon débute dans la région antérieure de la sperma-
tide puis s'étend vers la base du noyau où il conflue avec le canal cytoplas-
mique. Le cytoplaeme
est ainsi éliminé en masse (Pl. VIII, fig. f).
2-2-5 - Microtubules et macro tubules
a) Les microtubules
Chez tous les poissons que nous avons étudiés, il existe quelques mi-
'crotubules qui s'organisent à partir de la région centriolaire. Dans la plu-
part des espèces, ces microtubules avortent rapidement et les spermatides
moyennement âgées en sont dépourvues.
Dans le cas de A. guignal'di~ A. nigl'ifZuvi~ A. gertji et de E. bifas-
oiatus, les spermatides contiennent de nombreux microtubules qui persistent
au cours de la spermiogenèse. Ils se développent et forment généralement un
faisceau de plusieurs centaines d'éléments disposés latéralement par rapport
au noyau (Tableau VII) ; (Pl. VII, fig. c et Pl. IX, fig. a). Ces micro tu-
bules n'organisent jamais de structure périnucléaire pouvant faire penser ~
Tableau VI
Origine des vésicules intervenant dans le phénomène de rejet
du cytoplasme résiduel.
:l7
0 .
_
-~-
ORIGINE DES
~eticulum: Appareil :Pinocytose~ Origine
ESPECE ET
~ ••VE.SICULES
endoplas-:
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Nothobranchius steinforti
+
- - - - -
..- - - - - - - - -
- 20 -
une manchette. Ils ne sont éliminés qu'i la fin de la spermiogen~se avec le
corps résiduel. Chez les esp~ces comme A. geP!fi dont le cytoplasme est habi-
tuellement occupé par des vésicules, les zones renfermant ces microtubules ne
sont pas vésiculeuses (Pl. IX, fig. b), et sont éliminées en une masse rési-
duelle i la suite de la mise en place de vésicules disposées en une rangée au-
tour du faisceau (Pl. IX, fig. b). Dans la lumière du cyste, DOUS retrouvona des
éléments isolés constitués d'un amas de microtubules limités par une membrane.
Chez ApZocheiUchthys normani et E. fascioZatus, les spermatides qui
évoluent normalement sont dépourvues de microtubules. Dans les spermatides
dégénérescentes, il existe une grande quantité de microtubules qui remplissent
le cytoplasme. Ils divergent i partir de la région centriolaire (Pl. IX, fig. c).
Dans le cas particulier de E • fascio Zatus, certains microtubules appa-
raissent en coupe transversale comme des cercles associés à 1, 2 ou 3 éléments
latéraux. Ces éléments sont constitués d'un granule relié au tubule par un fin
p~oncule (Pl. IX, fig. cf~·-."
b) Les macrotubules '-
Des mac~otubules ont été observés dans les spermatides de certaines
esp~ces (Tableau VII).
Sur les 7 genres étudiés, seuls Aphyosemion et ApZocheiZichthys pré-
sentent des maceotubules. Dans le genre Aphyosemion, sur les 7 esp~ces exami-
nées, seules A • spZendopZeure et A. riggenhachi en poss~dent. Chez
A. spZen-
dbpZeure, 3 populations (Ekondo-Titi, Tiko et Yato) sur les 4 étudiées en sont
pourwes. Chez A. Piggenhachi, seule A . Piggenbachi (Yabassi) sur les 3 popu-
lations examinées en présentent.
Dans le genre ApZocheiZichthys, sur les 2 espèces étudiées, seule
ApZocheiZichthys Zamberti possède des macrotubules.
2-3 - Discussion
2-3-1 - Le noyau
L'étude de la spermiogenèse a révélé dans les spermatides des Cypri-
Tableau VII
Récapitulatif de la présence de Macrotubules et de Microtubules
dans les spermatides âgées de Cyprinodontidae.
GENRE
ESPECE
POPULATION
MACROTUBULES
MICROTUBULES
~------_ ..--------~--------------:--------------:--------------~~-------------:
Aphyosenrion
bivittatwn
Fungé
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dégénérescence:
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Uneatus
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--------:--------------:
Cynolebias
: lJittei
:----------------:--------------:----~-----~---:------
--------:--------------;
Epiplatys
ansorgei
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fascio latus
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·
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spilargyreus
:---------~------:--------------:--------------:--------------:~-------------:
Pundulosorrr:z
thierrryi
.•---------------- ~• ----_._-------- .•---------------- ...-------------- ..1;1 --------------_.•
Nothobranchius
steinforti
- 21 -
nodontidae 3 aspects de la chromatine. La chromatine a une structure gfn~rale-
ment constante au niveau du genre. Cependant chez A • nigrifiurn t la chromatine
est différente de celle des autres esp~ces étudiées appartenant au genre
Aphyosemion.
Dans le genre Aploaheiliahthyst la chromatine se condense sous la
forme de mottes denses mais la mise en place de ces mottes de chromatine
se
fait de façon différente dans les deux espèces étudiées. Chez Aploaheitiahthys
tambepti les granules de chromatine dispersées dans la jeune spermatide
fu-
sionnent en amas plus importants. Cela
déjà été décrit chez d'autres téléos-
téens Pomadasys jubelini et Galeoides deaadaatylus (Hattei t 1969) t Haploahromis
multiaolop (Thiaw, 1984). Chez Aploaheiliahthys n01fTlani, la chromatine granu-
laire va s'organiser tout d'abord en courtes baguettes qui secondairement don-
nent des mottes densea.
Dans tous les caSt ~ la fin de la spermiogenèse, quel que soit l'as-
pect de la chromatine, le noyau se condense en une masse plus ou moins compacte
ou en croutelles dans lesquelles persist~nt quelques plages de ~ucléoplasme
clair.
2-3-2 - Le canal cytoplasmique
Chez les Cyprinodontidae, nous avons observé deux mécanismes de forma-
tion du canal cytoplasmique.
Le mécanisme le plus fréquent procède par une invagination de la mem-
brane lors de la migration du diplosome. Ce processus est commun chez les téléos-
téens (Billard et Fléchon, 1969 ; Mattei et Mattei, 1976 ; Vaupel, 1929) •
•
Le deuxième mécanisme est observé uniqu~ment chez A • ge1"lJi. Le canal
cytoplasmique résulte de la coalescence de vésicules disposées autour de l'axo-
nème qui est nu après sa migration dans le cytoplasme. Ce processus n'a été dé-
crit que chez 2 téléostéens : 01"lJzias latipes (Sakai, 1976) et plus récemment
chez Salmo gaiT'dneri (Billard, 1983). Dans le cas de 01"lJzias latipes,
Sakai
(1976) indique que les vésicules qui forment le canal cytoplasmique sont
- 22 -
d'origine golgienne. Il est possible qu'il en soit de m~me dans le cas dB
A. gerryi •
2-3-3 - L'élimination dU cytoplasme r~siduel.
~'élimination de corps résiduels, à la fin de la spermiogenèse, a fait
l'objet de nombreux travaux: ( Nicander, 1968 ; Pisano et Adler, 1968 ; Posala-
ki et al., 1968 ; Fawcett et Philipps~ 1969 ; Baccetti et al., 1973 ~ Pladello-
rens et Subirana, 1975 ; Arsenault et al., 1980 ; Grier et al'
1980),
3
Dans certains cas, cette élimination se fait avec la participation des
cellules somatiques de la paroi. Les modalités de cette élimination sont très
varées.
Chez les Cyprinodontidae, une vésiculisation du cytoplasme est à 1'0-
rigine de l'élimination du cytoplasme résiduel. Ces vésicules ont des origines
diverses et proviennent du réticulum endoplasmique, de l'appareil de Golgi et
des vésicules de pinocytose.
Juberthie et Manier (1977a, b) mentionnent la participation du rétiéu-
lum endoplasmique dans l'élimination du cytoplasme dans les spermatides d'Opi-
lions. Des vésicules provenant du réticulum endoplasmique organisent une citer-
ne intracytoplasmique qui fusionne avec la meCbrane plasmique, éliminant en
bloc le cytoplasme excédentaire.
Baccetti et al. (1973) décrivent un processus similaire dans lequel, la
citerne
intracytoplasmique s'organise à partir des vésicules d'origine gol-
gienne.
L'intervention des vésicules de pinocytose dans le processus de v~si-
culisation et de rejet du cytoplasme résiduel n'a pas ét~ mentionnée.aupara-
vante Ce phénomène est constant dans les spermatides des Cyprinodontidae. Il
semble même que dans le cas particulier de A. ,s p lendop leure , la vésiculisation
du cytoplasme aurait pour origine uniquement les vésicules de pinocytose.
La présence de ces vésicules dans les corps résiduels nous incite à
penser que la pinocytose est un phénomène durable qui est encore actif après
l'élimination du cytoplasme excédentaire.
- 23 -
Chez A. splendopleure (Ekondo-Titi), le corps résiduel est constitué de
doubles membranes concentriques. La confluence orientée des vésicules avec diges-
tion presque complète du hyaloplasme n'a pas été décrite à notre connaissance.
Chez les autres spermatides de Cyprinodontidae à cytoplasme spongieuse,
le corps résiduel est constitué de fragments plus ou moins importants de cyto-
plasme qui seront phagocytés par les cellules de Sertoli. C'est notamment le
cas de A. splendopleure (Mémé) et de E. ansorgei. Cc phénomène de phagocytose
est commun chez les téléostéens ($cler~t aZ., 1960 ; Billard, 1982 ; Mattei
et al., 1982).
L'élimination cytoplasmique s'effectue en 2 temps chez Nothobranchius
steinforti et Fundulosoma thier~i. Dans un premier temps c'est presque
uni-
quement du hyaloplasme qui est éliminé. La deuxième élimination concerne une
partie des mitochondries agglomérées dans la région péricentriolaire. L'élimi-
nation de cytoplasme en deux temps est une notion très peu répandue. Cependant
Stanley (1983) a admis chez Hyàrolagus aoZliei que le manchon qui entoure
la
région proximale du flagelle est un reste de cytoplasme. Des structures
se~
blables, appelées gouttelettes cytoplasmiques ont été déjà décrites (Gresson.
et Zlotnik, 1945). Elles sont éliminées secondairement lors du transit
du
spermatozoïde dans le tractus génital. Il n'est pas aberrant de parler dans
ce cas de 2 éliminations. Il existe cependant une différence majeure
entre
nos observations et ce qui a été décrit par ces auteurs. Le rejet en deux
temps chez les 2 Cyprinodontidae se fait dans la lumière du cyste
et donc,
dans le testicule alors que l'élimination des gouttelettes cytoplasmiques se
fait en dehors des testic~les dans les voies génitales mâles.
Une variation intragénérique réside dans le mode d'élimination
de
cytoplasme chez A. nigrifZuvi et E. bifasmatus. En effet, l'existence d'un
sillon de rupture chez ces espèces est une différence supplémentaire remar-
quable dans les genres Aphyoserrrion et EpipZlltys.
- - - - - - " 1 .
- 24 -
2-3-4 - Microtubules et macro tubules
a) Les microtubules
Les microtubules des spermatides des Cyprinodontidae sont induits par
le matériel qui entoure le diplosome. Des observations semblables ont été faites
dans les spermatides de plusieurs espèces animales. Certaines fois, il est rap-
porté que c'est le centriole proximal qui est impliqué dans la formation
des
microtubules. C'est le cas de Lebistes retiaulatus (Mattei et Boisson, 1966 ;
Gronberg et Telkka, 1968). Le matériel qui entoure le centriole distal induit
également des microtubules. Les microtubules des spermatides des Cyprinodon-
tidae sont induits par l'un ou l'autre centriole.
Il est connu que ces microtubules sont généralement transitoires. Dans
cette famille nous avons mis en évidence des microtubules stables dans les
spermatides de A. (Jeryi, A . nigri.,-t'luvi et E. bifasciatus. Ces microtubules ne
sont éliminés qu'à la fin de la spermiogenèse.
Toutes les fois que des microtubules ont été observés dans les sper-
matides, ils ont été interprétés comme des éléments formant une manchette plus
ou moins développée (Boisson et Mattei, 1965 ; Burgos et Fawcett, 1955 ;
Anderson et al., 1967 ; Charnier et al., 1967 ; Boisson et aZ., 1968b).
Les microtubules persistants chez ces 3 Cyprinodontidae ne forment
pas de manchette. Ils forment des faisceaux sans rapport avec une quelconque
structure cellulaire connue. Nous ne voyons pas quel pourrait être leur rôle
exact dans les spermatides. Nous pensons qu'ils résultent tout simplement
d'une polymérisation aberrante de la tubuline.
Les microtubules persistants des spermatides de Aploaheiliahthys
norrmani et de E. fasciolatus sont, quand à eux liés au phénomène de dégéné-
rescence des spermatides. Ils témoignent d'une polymérisation aberrante de
la tubuline dans les conditions qui prévalent dans ces spermatides.
Les
spermatides qui se développent normalement ne
présentent pas
de
micro-
tubules.
- 25 -
b) Les macro tubules
Il est remarquable de constater que les macrotubu1es, une fois formés,
se comportent comme les autres organites de la spermatide et sont conservés
durant toute la spermiogenèse. Leur présence dans les spermatides et les corps
résiduels témoigne de leur grande stabilité. Le fait qu'ils soient capables de
s'allonger dans les spermatides suggère que certaines conditions dans les-
quelles, ils se sont formés, prévalent encore dans les spermatides.
Stephens
(1968) et Weisenberg (1972) ont mentionné que dans les conditions expérimen-
tales appropriées, on peut noter une élongation de fragments matrices de mi-
crotubu1es. Chez les poissons dont les spermatides les contiennent, les macro-
tubules ne s'allongent qu'après la disparition des microtubu1es. On peut con-
cevoir que c'est la tubu1ine devenue libre dans le cytoplasme qui est mobili-
sée dans l'élongation des macrotubu1es. Nous notons en outre que les macrotu-
bu1es ne sont présents dans les cellules germinales que pendant les phases de
maturation et de différenciation de celles-ci. Les conditions physiologiques,
dans ces deux phases~ ne sont p~ut-être pas étrangères
à la formation
des
macrotubu1es.
4 - Conclusion
L'étude de la spermiogenèse de représentants de la famille des Cypri-
nodontidae a révélé de nombreuses variations. Ces variations résident dans
l'aspect du noyau, le mode de formation du canal cytoplasmique, les modalités
d'élimination du cytoplasme résiduel et la présence de microtubu1es ou de ma-
crotubu1es.
Au terme de cette étude nous avons remarqué que dans le genre Aphyo-
semion, A. ge~i est assez é10~gnée de toutes les autres espèces de par
le
mode de formation du canal cytoplasmique, la disposition relative des cen-
trio1es, l'origine très différente des vésicules cytoplasmiques et l'aspect
de la chromatine. C'est également le cas de A • nig!~fluvi qui présente une
chromatine de type EpipZatys et un mode d'élimination de cytoplasme tout à
- 26 -
fait particulier. Ce sont d'ailleurs les seules esp~ces du genre qui présen-
tent les microtubules stables.
D. Le spermatozoïde
1 - Observations
1-1 - Le spermatozoïde de A. riggenbaahi (Somakak)
Il comporte 3 parties : une tête, une courte pièce intermédiaire et
un flagelle. Il est mobile dans une goutte d'eau entre lame et lamelle.
1-1-1 - La tête
Le noyau est sphérique et condent une masse de chromatine fortement
condensée. Il existe une bande de nucléoplasme clair qui s'étend sur les
3/4
antérieurs de la circonférence du noyau (Pl. IX, fig. f). La fossette nucléaire
est si~le et peu profonde. Le centriole proximal se trouve juste en face
de
cette fossette. Dans la région antérieure, des lamelles forment un empilement
entre l'enveloppe nucléaire et la membrane plasmique.
1-}-2 - La pièce intermédiaire
Elle est réduite à une relique de cytoplasme contenant un nombre tr~s
réduit de mitochondries péricentriolaires. Le centriole distal est parallèle
au centriole proximal et légèrement décalé par rapport à lui. Il est toujours
en dehors de la fossette nucléaire. Il n'existe pas de canal cytoplasœique
(Pl. X, fig. f).
1-1-3 - Le flagelle
Il comporte l'axonème qui est entouré de la membrane flagellaire.
1-2 - Etude comparative dans la famille
Les spermatozoïdes des Cyprinodontidae présentent un noyau sphérique
ou ovoïde, une pièce interoédiaire courte et un flagelle libre. Les
sperma-
tozoïdes des poissons que nous avons eKamiaés sont tous mobiles. Comme
chez
- 27 -
la plupart des téléostéens, il n'existe pas d'acrosome. Nous avons remarqué
dans cette famille des variations décelables au niveau de toutes les parties
du spermatozoïde. Ces variations sout remarquables au niveau du flagelle.
1-2-1 - La variation au niveau ~e la tête (Tableau VIII et
FIGURE 4)
L'empilement de lamelles entre la membrane plasmique et l'enveloppe
nucléaire existe chez A . spZendopZeure (Ekondo-Titi), A. l'iggenbaahi (Somakak)
et ApZoaheiZiahthys nomzani. Chez les autres Cyprinodontidae la membrane plas-
mique s'applique directement contre l'enveloppe nucléaire (Pl. X, fig. b). La
fossette nucléaire se présente généralement comme celle de A • l'iggenbaahi
(Somakak). Cependant dans le genre ApZoaheiZiohthys, elle est double. L'inva-
gination contenant le centriole proximal est disposée latéralement. C'est la
cavité qui contient le centriole distal qui se trouve sur l'axe ant~ro-posté
rieur du spermatozoïde (Pl. X, fig. c). La position relative des centrioles
dans le spermatozoïde est la mêrne que dans les spermatides. Chez le plupar,.
des espèces, la chromatine dense épouse intimement les contours de l'enve-
loppe nucléaire. C'est le cas notamment dans les genres ApZoaheiZiahthY8~
EpipZatys, chez ApZoaheiZUB ZineatUB~ cynoZebias wittei~ FUnduZosoma thie~i
et A. gerryi (Pl. X, figs. b, c).
Les individus des espèces A. spZendopZeu'l'e et A • l'iggenbaahi ont une
bande de nucléoplasme clair en phériphérie du noyau. En général dans le noyau
du spermatozoïde des Cyprinodontidae, on remarque la présence d'une ou de plu-
sieurs enclaves claires aux électrons (Pl. X, fig. a).
1-2-2 - La variation au niveau de la pièce intermédiaire
(Tableau VIII, FIGURE 4)
Chez les Cyprinodontidae, la pièce intermédiaire est courte et con-
tient quelques mitochondries. Chez A. gerryi~ ApZoaheiZiahthys normani
et
ApZoaheiZiahthys Zambe'l'ti, il existe un canal cytoplasmique plus ou
moins
long (Pl. X, figs. b, c). Chez tous les autres poissons que nous avons ~tudi~s,
Tableau VIII
Le spermatozoïde des Cyprinodontidae : pr~sence d'un canal
cytoplasmique, de lamelles associées au noyau et aspect de
la fossette nucléaire.
ESPECES ET POPULATIONS
CANAL
FOSSETTE
I.AMELLES ASSO-:
CYTOPLASMIQUE
CtEES AU NOYAU:
:---------------------------------:---------------:--------------:---------------:
A. hivi ttatum
simple
Il
gerryi
+
"
"
nigri jluvi
"
"
riggenbachi (Ndokama)
"
"
"
(Somakak)
"
+
"
"
(Yabassi)
"
+
"
spZendopZeupe (Ekondo-Titi)
"
"
rI
(Mémé)
"
"
"
(Tiko)
"
"
"
(Yato)
"
ApZocheiZichthys Zambel'ti
+
bilobée
"
no~ani
+
"
+
ApZocheiZus Zineatus
simple
CynoZehias ùJittei
"
E •
ansol'gei
"
"
hi fas ciatus
"
fascio Zatù8
il
"
spiZargyreus
"
FUnduZosoma thierrryi
"
Nothobl'anchius steinfol'ti
"
- 28 -
il n'en existe pas (Pl. IX, fig. f). La pi~ce intermédiaire est longue de 0,65 um
chez AploaheiZiahthys norrmani celle de AploaheiZiahthys larriberti mesure 1,6 um de
longueur. La présence chez cette espèce, de mitochondries très volumineuses est a
l'origine du développement de cette partie du spermatozoide. La matrice de
ces
mitochondries s'est fortement éclaircie. Dans certains cas les mitochondries sont
étroitement appliquées les unes contre les autres, c'est le cas par exemple de
Fundulosoma et Nothobl'aYlahius mais elles nE: fusionnent jamais. Dans le sperœto-
zoide de Aploaheiliahthys lamberti, la pièce intermédiaire contient également des
globules denses aux électrons. C'est la seule espèce chez laquelle nous avons
fait cette observation (FIGURE 4a).
1-2-3 - La variation de la structure du flagelle
Le flagelle des spermatozoides se distingue du flagelle des spermatides
par la densité du hyaloplasme qu'il renferme. Cette densité, faible dans
les
spermatides, devient très i~ortante dans le spermatozoïde (Pl. X, figs. d, e).
Sur des coupes transversales de flagelles, nous avons pu mettre en évidence que
des structures particulières se mettent en place au cours de la spermiogen~se.
C'est ainsi que la membrane flagellaire organise des expansions latérales sous
la forme d'ailettes. Au niveau de l'axonème des différenciations intratubulaires
(DIT) apparaissent progressivement tA. splendbpleure (Ekondo-Titi) (Pl. X,
fig. e).
Nous étudions la variation de ces structures après leur mise en place
dans le spermatozoide.
a) Les ailettes flagellaires
Le nombre de ces ailettes est variable. Nous avons pratiqué des comp-
tages sur des coupes transversales de flagelles spermatiques (Tableau IX). Il
ressort de ce tableau que chez certaines espèces comme A. l'iggenbaahi' (Pl. X,'
fig. f). A. splendbpleul'e, Cynolebias wittei et Nothobranahius steinforti, les
flagelles peuvent présenter une ou deux ailettes. Dans certains cas, les fla-
gelles à deux ailettes sont les plus fréquents, exemple: Aploaheilus lineatus,
Tableau IX
Nombre d'ailettes sur les coupes transversales de flagelles de
spermat~".;oides.
ESPECES ET POPULATIONS
2
3
:-----------------------------------------------------:-------:-------:-------:
Aphyosemion guignardi
393
2
0
"
her20gi
3
273
"
"
nigrijluvi
182
0
"
"
riggenbaohi (Ndokama)
66
273
"
"
"
(Somakak)
29
253
"
"
"
(Yabassi)
225
443
"
"
splendOpleure (Ekondo-Titi)
99
47
"
"
"
(Mémé)
15
112
"
"
"
(Tiko)
112
III
"
"
"
(Yato)
93
127
"
Aplooheiliohthys lamberti
3
138
"
"
normani
5
404
Il
Ap loohei lus Uneatus
60
385
"
cynolebias wittei
137
291
"
Epiplatys ansorgei
149
5
"
if
bifasoiatus
8
619
4
"
ohaperi
33
784
11
fi
fasoiolatus
3
210
267
rundulosoma thierp,yi
164
0
0
Nothobranohius steinforti
282
186
0
- 29·
A • zoiggenbachi (Ndokama). Dans certaines esp~ces les flagelles pr~sentent presque
exclusivement une ailette : A. guignardi, A. nigzoi[Zuvi, FunduZ080rm.
thiel'zvi
(Pl. XI, fig. a) ou deux: A. herzogi, E. bifasciatus. Dans le cas particulier
de E. fascioZatus, on trouve presque exclusivement des flagelles ~ deux et trois
ailettes avec prédominance des seconds (Pl. XI, fig. b).
b) L'axonème
Les doublets flagellaires sont pourvus d'un seul bras en position
ex-
terné à l'exception de 2 espèces: A. guignardi (Pl. XI, fig. c) et
ApZocheiZUB
Zineatus dont les doublets sont totalement d~pourvus de bras.
Le contenu des tubules de l'axonème est variable (Tableau X). Dans cer-
taines espèces, les tubules A et B sont dépourws de DIT: A • guignardi (PL n,
fig. c), A. herzogi, A. nigrifZuvi (Pl. XI, fig. d), A. spZendopZewoe
(Yato),
ApZocheiZus Zineatus et les diverses espèces d'EpipZatys &tudiées (Pl. XI, fig.
e). Une DIT peut exister dans les tubules A. Elle se présente comme un granule
dense appliqué contre la paroi séparant les deux tubules chez A. spZendopZeure
(Mémé) (Pl. XI, fig. f). Elle peut être plus importante et opacifier plus
ou
moins complètement le tubule A chez CynoZebias mttei, FunduZosoma thienoyi
(Pl. XI, fig. g), A • sp Zendop Zeure (Ekondo-Ti ti et Tiko) (Pl. XI, fig. h). Dans
le cas particulier dé A • riggenhachi, nous avons retrouvé dans les trois popu-
lations étudiées (Ndmtama, Somakak et Yabassi) une variation du nombre, de la
forme et de la distribution des DIT. Elles peuvent ne concerner que certains
doublets (Pl. XII, figs. a et b) ou bien concerner tous les 9, mais de manière
hé~érog~ne (Pl. XII, figs. c et d).
Dans tous les cas, il est remarquable de noter que si
trois doublets
sont seuls concernés, ce sont toujours les nO l, 5 et 6 et que s'ils le sont tous,
les nO l, 5 et 6 possèdent une DIT plus importante pouvant opacifier tout
le
~ubule.
Dans les 2 espèces du genre ApZocheiZichthys, la disposition des DIT
est très variable (Pl. XlI, figs. "
et f).
' , ;
.
1 r
FIGURE 4
Différentes fo~me8 de spermatozoïdes chez les Cyprinodontidae.
a
Spermatozoïde de ApZoaheiZiahthys Zambe~ti. (Flèche)
,. ,
amas dense.
"
b: Sp~rma.tozoïde de A. geryi.
·c
Sper~~tozoïde de E. chape~.
d
Spematozoide de ApZocheiZus ZirzeatuB
PunduZosoma thierryi
3
3
.Nothobmnchius steinfo~ti et des espèces des genres Aphllosemion
et EpipZatys.
.......
e
Spermatozoïde de 2 populations d'espèces appartenant au genre
. ~
'.',
Aphyosemion
A. nggenbachi (Soœkak) et A. spZendopZeure
3
(Ekondo-Titi).
f
Spermatozoïde de Ap'tooheiZichthys normani.
a
c
d
e
f
Tableau X
Variation de l'axonème du spermatozoïde. Les DIT peuvent être
absentes (O)~ présentes sur tous les doublets (T) ou sur certains
uni~uement. Dans ce dernier cas cette disposition peut être fixe
et concerner toujours les mêmes doublets (1, 5~ 6) ou bien être
variable (V). Seule Nothobranohius steinforti présente une DIT
dans les 2 tubules centraux (+).
DIT
~----------=----------:----------:
Tubules
Tubules
Tubules
A
B
centraux
:----------------~---------------------------~----------~----------:----------:
Aphyosemion guignardi
0
0
0
rt
herzogi
,;
i.
! ~
;,
nigrifluvi
H
t,
Il
1'1
riggenbaohi (Ndokarna)
1.5.6
;1
r;
!/
li
(Somakak)
;;;
~ ~
l i
fi
1/
(Yabassi)
f'
t;
\\:
Il
sp Zendop Zeure (Ekondo-Titi)
T
Ct
1:
rI
fi
(Mémé)
T
Il
li
..
li
il
(Tiko)
T
h
If
;1
(Yato)
0
il
li
ApZooheiZiohthys Zarriberti
V
"
l i
ft'
normani
V
IV
17
ApZooheiZus Uneatus
0
r:
li
C7JYLO Zebias wittei
T
;1
li
EpipZatys ansorgei
0
ii ~
\\:
fi
bifas oia tus
"
Il
"
r/
chaperi
l '
Il
Il
. (
fasoioZatus
"
1:
li
F'vmduZosoma thierrryi
T
~ ~
Il
Nothobranohius steinforti
0
T
+
- ~ -
Dans le cas particulier de /bthobranchius 8teinfo~ti, nous avons obser-
vé une DIT dans le tubule B de tous les doublets. Il s'agit d'une cloison
qui
traverse complètement le tubule (Pl. XII, figs. g et h). Les tubules centraux
présentent également dans cette espèce un axe dense.
2 - Discussion
Les spermatozoïdes des Cyprinodontidae sont dépourvus
dVacrosome.
Cette particularité est commune à tous les T€léostéens.
Cependant certains au-
teurs ont décrit des structures membranaires associées à
la région
anté-
rieure du spermatozoïde. Ce sont soit une densification de l'enveloppe
nuclé-
aire (~Attei et Mattei, 1978 ; Billard~ 1983) ou un empilement de membranes as-
sociées à l'envelop~e nucléaire et disposées entre la membrane plasmique et le
noyau (Mattei et Mattei, 1976 ; Baccetti, 19~6).
Nous avons retrouvé un empilement membranairc dans la région
anté-
rieure du spermatozoïde de A. Piggenbachi (Somakak), A. spZendopZeure (Ekondo-
Titi) et ApZocheiZichthys no~ani.
Mattei et Mattei (1978) interprétent la densification de l'enveloppe
nucléaire du téléostéen Lepadogaste~ Zepadoga8te~ comme le vestige du site d'un
acrosome perdu chez les Téléostéens au cours de l'évolution. Baccetti
(1986)
émet l'hyp~thèse que le système membranaire associé au noyau spermatique
de
Gambusia serait plutôt une formation nouvelle à fonction acrosomienne. Il as-
socie cette particularité à l'absence de micropyle chez Gambusia.
Nos obser-
vations chez les 3 Cyprinodontidae qui possèdent une formation membranaire as-
sociée au noyau du spermatozoïde et un micropyle au niveau de l'oeuf
sont en
contradiction avec cette hypothèse.
Idelman (1967) et Mattei (1969) remarquent que des variations, percep-
tibles en microscopie électronique, existent dans les différentes parties
des
gamètes. Dans la famille des Cyprinodontidae, le spermatozoïde montre une grande
variation de structure et chaque genre, espèce, et dans certains cas, chaque po-
pulation va se singulariser par un caractère propre.
- 31 -
~e genre ApZocheiZiohthys présente une chromatine qui n'est pas com-
pacte mais qui se présente sous la forme de mottes denses ; la fossette
nu-
cléaire est bilobée.
Dans le genre Aphyosemion, l'espèce A. gerryi est la seule à montrer
un canal cytoplasmique bien que l'élimination du cytoplasme résiduel se fasse
de la même manière eu niveau du genre.
ApZocheiZichthys Zamberti se singularise par la présence de mitochon-
dries volumineuses et à matrice claire.
-'1
mothobranchius et FUnduZosoma montrent des mitochondries accolées for-
tement les unes contre les autres au niveau de la pièce intermédiaire.
Le flagelle spermatique montre également une très grande variation au
niveau de la membrane flagellaire et de l'axonème.
Les ailettes associées au flagelle ont été décrites dans les spermato-
zoides de quelques invertébrés aquatiques: Ophiures, Polychètes et Mollusques
(Afzelius
1982) et de divers poissons Crossoptérigiens (Tuzet et Millot, 1959)
5
Dipneustes (Jespersen, 1971 ; Boisson et aZ'
1967), Chondrostéens (Ginsburg,
5
1977), Holostéens (Afzelius, 1978) et Téléostéens (Billard, 1970 ; Nicander,
1970 ; Gardiner, 1978). Elles sont généralement au nombre de 2 sauf chez
Eso~
Zucius (Billard, 1970 ; Nicander, 1970) où le flagelle spermatique présente une
seule ailette. Billard (1970) précise que chez la truite, il existe également
quelques flagelles à 3 ailettes à côté des flagelles classiques à 2 ailettes.
Dans la famille des Cyprinodontidae, le nombre des ailettes associées
aux flagelles spermatiques n'est pas homogène. Des différences significatives
peuvent être observées entre les divers genres de la famille, et quelquefois,
entre les différentes espèces d'un même genre. Par contre les différences
ob-
servées entre populations d'une même espèce ne nous paraissent pas significatives.
La variation est encore plus évidente entre les espèces du genre Epi-
pZatys où certaines présentent exclusivement des flagelles spermatiques pourvus
d'une seule ailette (E. ansorgei), tandis que d'autres ont des spermatozoïdes à
2 ailettes (E. bifasciatus et E. chapel'i) et d'autres enfin ont des spermato-
- 32 -
zoides pourvus de 2 et 3 ailettes (E. fasciolatus).
De nombreux auteurs remarquent que les ailettes doivent augmenter l'ef-
ficacité du battement flagellaire. Si tel était bien le cas, pour une forme
donnée de spermatozoïde au sein d'une même famille, un type particulier d'ai-
lette aurait vraisemblablement dG s'imposer.
La variation au niveau de l'axonème intéresse le nombre de bras asso-
ciés aux doublets et la présence de différenciation intratubulaire.
Les doublets flagellaires dans cette famille n'ont jamais de bras in-
terne et peuvent même être dépourvus de bras externe.
Néanmoins le flagelle de tous ces spermatozoides est parfaitement mo-
bile. Des flagelles mobiles dépourvus de bras ont déjà été décrits chez des Pyc-
nogonides (Deurs, 1974). Cette absence de bras impliquerait comme le remarquait
Deurs (1974) que si l'ATPase est bien nécessaire à la mobilité flagellaire, elle
pourrait être localisée sur des structures autres que les bras. Baccetti
(I985)
précise en effet que si la dynéine est bien distribuée sur les bras, elle
est
présente également sur d'autres structures flagellaires.
La présence de DIT dans les tubules A a d'abord été mentionnée comme
une densification touchant tous les doublets
aussi bien dans des cils que dans
de nombreux flagelles spermatiques (Mattei et aZ., 1979). La DIT peut
corres-
pondre à un épaississement de la paroi flagellaire entre les tubules A et
B
(André, 1961 ; Burton, 1967) à un corps central (Swiderski, 1968), ou à une
cloison dans le prolongement du bras interne (Cameron, 1965
Shay, 1972). Cette
particularité peut n'intéresser.que quelques uns des doublets; ce que certains
auteurs ont schématisé, sur des coupes transversales de flagelles, en ne
dis-
posant des DIT que dans 2 ou 4 doublets distribués au hasard et ne tenant au-
cun compte de la numérotation de Afze1ius (1959). Mattei et aZ (1979) ont pré-
cisé dans plusieurs familles de poissons téléostéens que les doublets portant
une DIT n'étaient pas distribués au hasard mais correspondaient aux numéros 1,
2, 5 et 6. Ces auteurs ont dans un premier temps, émis l'hypothèse que
cette
hétérogénéité flagellaire était liée à la structure particulière des spermato-
- 33 -
zoïdes de ces poissons où l'axe flagellaire demeure parallèle! la base du noyau.
Ils ont par la suite décrit une nouvelle hétérogénéité flagellaire se rapportant
aux doublets l, 2, 3, 5, 6 et 7 (Mattei et aZ., 1981), en remarquant que les
spermatozoïdes concernés possédaient tous une mitochondrie unique annulaire. Fai-
sant une révision de la structure des flagelles spermatiGues dans le règne ani-
mal, Afzelius (1981) remarque que l'hétérogénéité flagellaire liée! certains
doublets (l, 5 et 6), (l, 2, 5, 6 et 7) et (l, 2, 6 et 7) se retrouve chez des
animaux phy10génétiquement très éloignés et chez lesquels les spermatozoïdes ont
des structures très différentes. Etant donné que le plan passant par les
dou-
blets l, 2, 5 et 6 coincide presque exactement avec le plan d'ondulation du fla-
gelle, cette hétérogénéité a été supposée liée au fonctionnement du
flagelle
(Af ze l ius , 1981).
Des DIT ont également été décrites dans les tubules B de chacun des 9
doublets flagellaires de quelques Trypanosomatidae (Anderson et Ellis, 1965
Brooker~
1971 ; Fuge, 1969) ainsi que dans les tubules B des doublets l, 5 et
6 des flagelles de certaines algues vertes (Evans et Christie, 1970 ; Mica1ef
et Gayra1, 1972
Witman et al., 1972 ; Hoops et al., 1982; Boops et Witman, 1983).
Hoops et Witman (1983) constatent que lorsque dans un flagelle certains
doublets contiennent une DIT, aussi bien dans le tubule A que dans le tubule B,
les doublets l, 5 et 6 sont toujours concernés. De plus comme cette particula-
rité se retrouve dans de nombreux organismes phy10génétiquement très éloignés,
ils suggèrent que ces doublets particuliers jouent un rôle important dans
la
morphogenèse ou le fonctionnement du flagelle.
Les Cyprinodontidae bien que formant une entité systématiquement homo-
gène montrent une grande diversité dans la répartition des DIT. Cette diversité
est décelable selon le cas au niveau du genre, de l'espèce voire de la population.
Il ne nous a été donné d'étudier la variation intragénérique
de
la
structure f1ag~11aire que dans les genres Aphyosemion et EpipZatys. Dans les deux
cas, nous avons pu observer une grande hétérogénéité de la structure flagellaire.
Dans les quatre espèces du genre EpipZatys l'hétérogénéité porte principalement
-
34 -
sur le nombre d'ailettes tandis que dans les 7 espèces du genre
Aphyosemion,
elle porte à la fois sur les DIT, sur les bras des doublets et sur les ailettes.
Parmi cette diversité structurale, nous retrouvons l'hétérogénéité
concernant les doublets 1, 2 et 6 chez A. Piggenbaahi. Il ne semble cependant
pas possible de relier cette hétérogénéité à la structure du spermatozoïde, à
la morphogenèse du flagelle ou à son fonctionnement. En effet cette particula-
rité ne se trouve pas dans les espèces voisines qui ont pourtant des gamètes
dont la morphogenèse est quasiment identique.
Les DIT sont probablement des protéines surnuméraires apparues à la
suite de mutations ponctuelles. Ceci expliquerait que parmi les populations
d'une même espèce, certaines puissent présenter une DIT dans tous les tubules
A: A. splendopleuro (Ekondo-Titi ; Mémé et Tiko) tandis qu'une autre en soit
totalement dépourvue: A • splendopleUl'e (Yato).
Il est remarquable de noter que, lorsque dans un flagelle seuls cer-
tains doublets sont porteurs d'une DIT (aussi bien dans le tubule A que dans le
tubule B), ce soient les doublets nO 1, 5 et 6 qui sont le plus souvent concer-
nés. Par contre les doublets 4, 8 et 9 restent le plus généralement intacts.
Ils ne présentent une DIT que si le flagelle est homogène et donc si tous
les
autres doublets en portent également une.
Une protéine surnuméraire dans les doublets 1, 5 et 6 est donc faci-
lement acceptée
tandis qu'elle ne l'est que rarement dans les doublets 4, 8
et 9. Il est remarquable de constater que les doublets 4, 8 et 9 acceptant le
moins facilement des DIT soient diamétralement opposés comme le sont également
les doublets 1, 5 et 6 acceptant le plus facilement des DIT. Ces 6 doublets
délimitent deux plans qui font entre eux un angle de 60°. L'absence de DIT dans
les doublets 4, 8 et 9 avait déjà été remarquée dans les autres flagelles sper-
matiques hétérogènes précédemment étudiés (Af~elius, 1981).
3 - Conclusion
Le spermatozoïde montre une grande diversité dans la famille des Cypri-
- n -
nodontidae. Au niveau du noyau, la diversité porte sur la membrane plasmique,
13 fossette nucléaire et l'état de condensation de la chromatine. La diversité
paraît moins importante au niveau de la pièce intermédiaire et concerne l'o-
rientation des centrioles et l'aspect des mitochondries. Au niveau du flagelle,
la diversité est énorme. Elle porte sur le nombre d'ailettes, le nombre de bras,
la présence ou l'absence de DIT dans les tubules A, B ou centraux et la répar-
tition de ces DIT. Toutes ces variations concernant le flagelle sont compatibles
avec la mobilité du spermatozoïde. Elles sont vraisemblement dues à des
muta-
tions neutres.
Il ne nous paraît pas possible de relier la variation concernant les
bras, les ailettes et les DIT à la structure du spermatozoïde, à la morphogenèse
du flagelle ou à son fonctionnement.
D. Conclusion sur la gamétogenèse mâle
L'étude de la spermatogenèse des Cyprinodontidae nous a permis de mettre
en évidence les éléments suivants
- le testicule est tubulaire. Les tubules sont constitués de cystes et sont
limités par des cellules de Sertoli ;
- au cours de l'évolution spermatogénétique, la tubuline va polymériser sous
la forme de microtubules et de macrotubules. Les microtubules vont organi-
ser les fuseaux au cours de la méiose puis disparaissent à la fin de cette
division. Dans le cytoplasme de certaines espèces au cours du développe-
ment normal de la spermatide des faisceaux de microtubules s'organisent
sans former de manchette périnucléaire. Dans d'autres espèces seules les
spermatides avortées montreront un cytoplasme empli d'un enchevêtrement
de microtubules.
Une polymérisation anormale de la tubuline fait apparaître dans
les
spermatocytes de certaines espèces des macrotubules très stables qui seront con-
servés dans les générations cellulaires suivantes :
le processus de la spermiogenèse montre des variations au niveau de la
- 36 -
formation du flagelle et du canal cytoplasmique, de la condensation de la
chromatine et du mode d'élimination du cytoplasme résiduel ;
- les spermatozoïdes peuvent présenter un canal cytoplasmique ou en être
dépourvus ;
- le flagelle montre une grande diversité de structure touchant l'aspect de
la membrane flagellaire, les bras des doublets périphériques et les dif-
férenciations intratubulaires. Toutes ces variations sont compatibles
avec la mobilité du gamète.
LA GAMETOGENESE FEMELLE
A. Les ovaires
L'appareil génital femelle des Cyprinodontidae est constitué d'une paire
d'ovaires également développés. Ils sont maintenus en place par deux cordons
blanchâtres ou mésovarium. Les ovaires sont en position dorsale et reposent sur
le rein. Chaque ovaire est un organe creux contenant une multitude de follicules
ovariens de toutes les tailles. Les follicules ne sont pas disposés en séquence
linéaire de maturation. On peut voir de jeunes follicules situés près de folli-
cules beaucoup âgés. La taille du follicule mûr de ces poissons varie. Chez
ApZocheiZichthys Zamberti, l'ovocyte à la ponte a 2 mm de diamètre. Chez toutes
les autres espèces que nous avons étudiées la taille est d'environ 1 mm.
Ces
ovocytes sont sphériques.
Les ovaires se prolongent par deux courts oviductes qui fusionnent réa-
lisant un oviducte impair qui s'ouvre dans le cloaque de même que l'intestin et
les uretères.
B. L'ovogenèse
1 - Introduction
Le jeune ovocyte des poissons téléostéens est une cellule bloquée
en
- 37 -
1
prophase de premièr~ division de méiose (Busson-Mabi110t, 1973 ; Jalabert et
Zohar, 1982). Pendant cette phas~, la membrane plasmique des cellules fo11icu-
1aires et la membrane plasmique de l'ovocyte sont lisses et parallèles (BU8&On-
Mabillot, 1973; Tésoriero, 1977a; Hirose, 1972).
Dès le début de l'évolution du follicule ovarien, la membrane p1asmi-
que de l'ovocyte différencie des microvi110sités entre lesquelles se déposent
les substances constitutives de l'enveloppe vitelline qui est constituée de la
zone pellucide et du "cell coat". Les différentes phases de l'évolution de 1'0-
vocyte coincident avec celles de l'enveloppe vitelline et du revêtement externe
(thèque + épithélium folliculaire). Ces phases nous serviront de références ?our
l'étude de l'ensemble des structures du follicule ovarien.
Il existe 4 phases
- la prévite110genèse : elle est caractérisée par l'apparition des micro-
villosités et la mise en place de la première couche ("ceU coat")
de
l'enveloppe vitelline
- la vite110genèse glycoprotéique
durant cette phase, les rfserves
vi-
te11ines de nature glycoprotéique se constituent. Elles ont une origine
endogène et sont dites réserves autosynthétiques ;
- la vite110genèse dite protéique: des réserves d'origine exogène (hétéro-
synthétique) et parfois endogène (autosynthétique) s'accumulent dans 1'0-
vocyte. Le vitellus hétérosynthétique est accumulé par pinocytose et est
de nature protéique et lipidique. (Greene, 1926 ; Bai1ey, 1952;
Brown,
1957). Les réserves autosynthétiques sont de nature glycoprotéique
(Anderson, 1974). Pendant cette phase, la zone pellucide lamellaire ou
interne se met en place ;
- la phase de maturation : elle correspond à la ségrégation des réserves
glycoprotéiques et des réserves protéiques. Un espace de préovu1ation
résultant de la fusion des alvéoles corticales se constitue. La zone pe1-
lucide lamellaire devient compacte. L'épithélium folliculaire se détruit.
A terme, l'ovocyte est libéré dans la cavité de l'ovaire.
- 38 -
Nous décrirons les 3 premières phases chez ApZocheiZichthys. tamberti,
la phase de maturation chez A. geryi et EpipZatys chaperi. L'appareil micropy-
laire sera examiné chez FunduZosoma thierryi.
2 - Evolution des structures du follicule ovarien
2-1 - La prévitellogenèse
Follicule de diamètre inférieur ou égal à 200 ume
2-1-1 - L'ovocyte
Il est constitué d'une zone périphérique de cytoplasme relativement
homogène ne renfermant que
quelques lamelles de réticulum endoplasmique. Cette
zone corticale de 1 um d'épaisseur est limitée intérieurement par une bande de
même épaisseur où sont groupées des mitochondries. Une troisième zone, épaisse
de 5 um s'étend ensuite jusqu'au noyau qui est fortement lobé (FIGURE 5
et
Pl. XIII, fig. a). Elle contient de nombreux saccules de réticulum endoplasmi-
que. A la fin de la prévitellogenèse des amas denses apparaissent autour
du
noyau. Les dictyosomes sont disposés à la phériphérie de cette zone. Le noyau
contient quelques nucléoles périphériques.
Dans l'ovocyte en fin de prévitcllogenèse, des vésicules de 50 nm
sont visibles dans le cytoplasme cortical (FIGURE 5).
Nous pensons que ces vésicules sont à l'origine de la première couche
de la =one pellucide qui se met en place à la fin de la prévitellogenèse.
Des
vésicules à contenu granulaire de diamètre compris entre 0,8 um et 2 um
sont
visibles à la périphérie de l'ovocyte (Pl. XIII, fig. a). Elles disparaissent
dans les stades ultérieurs.
2-1-2 - L'enveloppe vitelline
Dès le début de ce stade, la membrane plasmique de l'ovocyte diffé-
rencie des microvil1osités courtes et très irrégulières. Ces microvillosites
baignent dans une substance filamenteuse lâche qui occupe tout l'espace pério-
vocytaire. Cette substance adhère aux microvillosités et constitue le "cell
- 39 -
coat" (Pl. XIII, fig. b et FIGURE 6).
2-1-3 - Le revêtement externe
Chez Aploaheiliahthys lamberti, la th~que est constitu~e d'une seule
assise de cellules aplaties, fusiformes. Leurs extrêmités minces, se chevau-
chent. Les noyaux sont ~ga1ement allongés et occupent une position centrale
(FIGURE 6). Elle repose sur une lame basale.
L'épithélium folliculaire est formé d'une strate de cellules pavi-
menteuses et allongées qui contiennent un noyau cylindrique tr~s volumineux.
Le nuc1éop1asme est finement granulaire et le cytoplasme est pauvre en orga-
nites (Pl. XIII, fig. b).
2-2 - La vite11ogen~se glycoprot~ique
2-2-1 - L'ovocyte
Le noyau renferme à ce stade de nombreux nuc1~oles phériph~riques.
L'enveloppe nucléaire est perforée de tr~s nombreux pores (Pl. XIII, fig. c).
La région périnuc1éaire montre des amas de substances denses associés à des
lamelles de réticulum endop1asmique et de tr~s nombreux micro tubules de 20 nm
de diamètre, entourés d'un halo clair.
Sous la zone contenant des mitochondries, le cytoplasme central ren~
ferme des dictyosomes formés de 4 à 5 saccules associ~s à des vésicules. Au
voisinage immédiat de la face cis de chaque dictyosome se disposent quelques
lamelles de r~ticu1um endop1asmique s~par~es du dictyosome par des v~sicu1es
de transition dont le contenu a une densit~ identique à celui des saccules
golgiens externes (Pl. XIII, fig. d et FIGURE 6). Les saccules internes du
dictyosome ont un contenu peu dense ; leurs extrêmit~s sont di1at~es et des
vésicules s'en détachent. Elles contiennent un matériel filamenteux tr~s lâche
(Pl. XIII, fig. e). Ces vésicules sont connues sous le nom de v~sicu1es vitel-
lines glycoprot~iques ou mucopo1ysaccharidiques.
L'~vo1ution des vésicules vitellines mucopo1ysaccharidiques se fait
par coalescence. Les grandes vésicules migrent vers le centre de l'ovocyte
- 40 -
où elles poursuivent leur croissance et deviennent des alvéoles vitellines au
contenu plus ou moins différencié. Certaines de ces alvéoles présentent un con-
tenu enti~rement transformé en filaments concentriques ou enchevêtrés (Pl. XIV,
fig. a). D'autres ont un contenu amorphe peu dense aux électrons et ne renfer-
ment que quelques filaments ainsi qu'une petite formation globulaire dense aux
électrons (Pl. XIV, fig. b). Les lamelles de réticulum endoplasmique sont poly-
morphes. Elles sont associées à un empilement de lamelles annelées. Un espace
de 100 nm sépare les lamelles annelées les unes des autres (Pl. XIV, fig. c).
Le cytoplasme cortical renferme de nombreuses petites vésicules sphé-
r~ques ou allongées. Elles contiennent un granule opaque aux électrons.
Ces
vésicules fusionnent avec la membrane plasmique de l'ovocyte et lib~rent ainsi
leur contenu à la surface de l'ovocyte. Ce sont des vésicules d'exocytose. Enfin
d'autres vésicules sont couvertes de clathrines. Elles se forment par pinocytose
et constituent les premiers éléments de l'hétérosynth~se.
2-2-2 - L'enveloppe vitelline
Dès le début de ce stade~ les microvillosités deviennent plus
nom-
breuses
elles s'allongent et présentent un aspect plus régulier. A la fin de
ce stade, les microvillosités se développent et s'insinuent dans l'épithélium
folliculaire soit au niveau des espaces intercellulaires, soit en invaginant
la membrane plasmique des cellules folliculaires (FIGURE 7). L'épaisseur
de
l'espace périovocytaire s'est accrue et atteint maintenant environ 1,5 um.
Le fond des espaces intervilleux est coupé par un matériel homog~ne
moyennement dense aux électrons. C'est la première couche de la zone pellucide
ou zone pellucide externe. Elle se dispose à la surface de l'ovocyte
et
re-
pousse le "cell coat" vers l'épithélium folliculaire (Pl. XIV, figs. e, f et
FIGURE 6). Une zone pellucide moyenne ou intermédiaire apparaît ensuite entre
la membrane plasmique et la zone pellucide externe. Elle est constituée d'un
matériel homogène tr~s dense aux électrons. Ce matériel n'adh~re pas
à
la
membrane plasmique; un espace clair de 30 nm environ l'en sépare. Son épais-
seur est de 250 nm.
OVOGENESE CHEZ APLOCHEILICHTHYS LAI1BERTI
FIGURE 5
Follicule ovarien en fin de Prévitellogenèse.
.1
FIGURE 6
Follicule ovarien en Vitellogenèse glycoprotéique
EF
Epithéliun folliculaire
CP
Cytoplasme périphérique
'. CPr
Cytoplas~1e profond
E
Enveloppe ~ucléairc
1
G
Appareil de Golgi
Gr
Partie basale granulaire
Lb
Lame basale
M
Hitochondrie
Mo
Microvillosité ovocytaire
N
Noyau
PF
Précurseur de filament
RE
RGticulum endoplasmique
T
Partie distale tubulàire
Th
Thèque
Vp,
Vésicule granulaire de 0.8 um à 2 um
ZE
Zone pellucide externe
, )
Flèche
Amas dense p~rinucléaire
Triangle;Vésicule de 50 nm
Etoile ; Cell coat
- 41 ~.
L'épaisseur de la zone pellucide externe apparaît variable. Il existe
des niveaux de 350 Dm qui alternent régulièrement avec des niveaux de 550 nm
d'épaisseur. La période de cette alternance est de 800 um. (Pl. XIV, fig. d).
2-2-3 - Le revêtement externe
Le cytoplasme et le noyau des cellules thécales et folliculaires se
densifient (FIGURE 7). Dans les cellules de la thèque, les mitochondries pré-
sentent des crêtes tubulaires et parallèles à leur grand axe. La membrane des
cellules folliculaires qui limite l'espace périovocytaire émet des diverti-
cules qui s'insinuent dans l'espace périovocytaire. Ces diverticules
sont
transitoires et disparaissent dans les stades ultérieurs. Les espaces inter-
cellulaires entre cellules folliculaires ont une épaisseur constante de 30 nm
environ.
2-3 - La vitellog9nèse dite protéique
Follicule de diamètre compris entre 800 um et 1500 um.
2-3-1 - L'ovocyte
Chez Aploaheiliahthys lamberti, les réserves vitellines accumulées
pendant la vitellogenèse protéique, résultent de l 'hétérosynthèse et de l '.au-
tosynthèse.
a) L'hétérosynthèse
Elle se manifeste par l'apparition de vésicules de pinocytose au
niveau de la membrane plasmique de l'ovocyte. Chez ce poisson, l'hétérosyn-
thèse débute peu avant l'apparition de la zone pellucide lamellaire (Pl. XIV,
fig. d). Elle est très discrète. Les vésicules, après s'être détachées de la
membrane plasmique de l'ovocyte perdent leurs clathrines et migrent sans fu-
sionner au centre de l'ovocyte.
b) L'autosynthèse
Elle a lieu au niveau des dictyosomes du cytoplasme central. Des
saccules golgiens se dilatent à leurs extrêmités pour former des vésicules
.' .:
OVOGENESr: CHEZ APLOCHEILICHTHYS LAUBERTI
FIGURE 7
Follicule ovarien en fin de Vitellogenèse elycoprot~ique.
FIGURE 8
Follicule ovarien en d~but ùe Vitellogenèse dite protéique.
AM
Alv~ole mucopolysaccharid1que
EF
Epithélium folliculaire
En
V~sicule d'endocytose
Ex
Vésicule J/exocytose
F
Coupe transversale de filament d'attache
G
Dictyosome de l'appareil de,Golgi
Gp
Globule protéique
Lb
Lame basale
N
Noyau
RE
R~tièulum ~ndo~lasmique
Th
Thèque
V
Vacuole de sénescence
VH
Vésicule mucopolysaccharidique
Vp
Vésicule protéique
ZE
Zone pellucide externe
ZI
Zone pellucide interne
ZM
Zone pellucide mGdiane
Etoile
'ICell coat lÎ
Flèche
Alévole co~ticale
Lb
Th
- 42 -
au contenu dense (Pl. XV, fig. a et FIGURE 8) qui se détachent puis migrent
en profondeur.
c) Formation des globules vitellins
Les vésicules hétérosynthétiques et autosynthétiques forment des glo-
bules vitellins de taille et d'aspect variables (Pl. XV, figs. b, c). Certains
globules sont de petite taille et peuvent renfermer un granule dense (Pl. XI,
fig. c). Des globules de plus grande taille sont limités par une membrane
épaisse et dense aux électrons et contiennent une substance amorphe. Certains
d'entre eux renferment des vésicules (Pl. XV, fig. d). Ces globules forment
le vitellus protéique. Son origine est autosynthétique et hétérosynthétique.
Nous n'avons pas pu déterminer s'il existe deux types de globules vitellins,
les uns d'origine autosynthétique et les autres hétérosynthétiques. Plus vrai-
semblablement tous ces globules ont une double origine.
d) Migration centrifuge et confluence des alvéoles mucopolysacchari-
diques
Pendant que les réserves vitellines protéiques s'accumulent au centre
de l'ovocyte les alvéoles mucopo1ysaccharidiques synthétisées auparavant migrent
à la périphérie. Certaines se disposent en une rangée réguli~re, dans le cyto-
plasme cortical (Pl. XV, fig. e et FIGURE 8). Leur diamètre est en moyenne de
1 ume
Elles présentent un contenu hétérogène et ont tendance à fusionner pour
former une couche continue (Pl. XV, fig. f et FIGURE 9). D'autres, en position
plus interne fusionnent et forment des vacuoles dont le contenu se densifie.
Ultérieurement, ces vacuoles fusionnent entre elles et avec des
la-
melles de réticulum endoplasmique pour donner de grandes enclaves qui occupent
l'essentiel du cytoplasme central de l'ovocyte (Pl. XVI, fig. a). Ces enclaves
constituent des réserves vitellines. Le hyaloplasme se réduit progressivement
et forme entre les enclaves, des cordons renfermant des organites allongés et
orientés dans une même direction (FIGURE 9).
- 43 -
A la fin de ce stade, il est possible d'évaluer les quantités relatives
de réserves vitellines provenant de la vite110genèse glycoprotéique et celles
issues de la vite110genèse protéique compte tenu de leurs emplacements diffé-
rents dans l'ovocyte.
Chez Aplocheilichthys lamberti. les réserves vitellines glycoprotéi-
ques sont largement plus abondantes que les réserves protéiques.
2~3-2 - L'enveloppe vitelline
Au début de cette phase, une nouvelle couche apparaît dans les espaces
intervi11eux, entre la zone pellucide dense et la membrane plasmique de l'ovo-
cyte dont elle est toujours séparée par un espace de 30 nm. Cette couthe est
constituée d'empilements radiaires réguliers de lamelles opaques aux
é1ec-
trons (Pl. XV, fig. e et FIGURES 8, 9). Ces lamelles se forment à partir des
vésicules à granules denses qui sont présentes dans le cytoplasme cortical. Les
lamelles nouvellement formées, se mettent en place en repoussant les plus an-
ciennes vers la zone pellucide dense. Celle-ci est repoussée à son tour. La
zone pellucide externe est entraînée dans ce mouvement vers le "cell coat" dont
l'épaisseur se réduit progressivement.
Ce processus se poursuit jusqu'à la formation complète de la zone la-
mellaire. Au total, ce sont 12 lamelles qui composent la zone interne.
Elles
sont fenestrées et leur épaisseur décroît en partant de la membrane plasmique
de l'ovocyte vers la zone pellucide dense (Pl. XVI. fig. b).
L'espace libre qui existe entre chaque microvi1losité et les
diffé-
rentes couches forme un canal qui traverse toute la zone pellucide. L'ensemble
de ces canaux donne une structure poreuse à cette zone (Pl. XVI, fig. b).
En
coupe tangentielle, on voit que le canal de chaque pore ne contient qu'une seule
2
cicrovi11osité qui est d'origine ovocytaire. Leur densité est de 6 par um
(Pl. XVI, fig. c).
2-3~~ - Le revêtement externe
Les cellules folliculaires se compriment au début de la vite110genèse
OVOGENESE CHEZ LBS CYPRINODONTIDAE
FIGURE
9
Follicule ovarien vera la fin de la vitellogen~se prot'ique
de Ap~ocheilichthY8 lambem.
FIGURE 10 : ·Ovule de E. Chapen.
EM
Enclave mucopolysacebaridique
IP
Espace p~rivitel1in
G<:
Granules corticaux fusionn's
CL
Vitellus glycoprot~ique
.Cp
Globules vitellins fusionnés
PR
Vi tellus protéique
V
Vaeuole de sénescence
ZE
Zone pellucide externe
ZI
Zone pellucide interne
..
ZM . Zone pellucide moyenne
lJ)
Lame basale
ZM
ZI
1
g. , GL
1
1
,
·---1
~
- 44 -
prot~ique et deviennent cubiques. Les noyaux sont globulaires et se trouvent
excentr~s vers la membrane plasmique en contact avec la lame basale. De nom-
breuses lacunes apparaissent dans les cellules de la thèque et de l'épith~-
lium folliculaire. Elles constituent les premières vacuoles de sénescence du
rev~tement externe. Ces vacuoles ont tendance à confluer entre elles et avec
l'espace périovocytaire (Pl. XVI, fig. d et FIGURE 9).
2-4 - La morphogenèse des filaments d'attache
2-4-1 - Origine
L'ovocyte en fin de prévitellogenèse renferme des v~sicules au contenu
granulaire et de diamètre compris entre 0,8 et 2 ume A ce stade, ces vésicules
sont g~néralement rencontrées dans le cytoplasme périph~rique, à proximité de
la membrane plasmique de l'ovocyte (Pl. à~II, fig. a ; Pl. XVI, fig. e
et
FIGURE 5). Certaines d'entre elles peuvent être observées au voisinage immé~
diat des dictyosomes au début de la vitellogenèse glycoprot~ique (Pl.
XIII,
fig. e). Ces vésicules se déversent à l'extérieur de la cellule lors de
la
vitellogenèse. Les éléments externes qui en résultent comportent 2 parties ;
une partie basale et une partie apicale. La partie basale est granulaire et
entièrement contenue dans l'espace périovocytaire. Au contact de cet ~lément,
la membrane plasmique de l'ovocyte ne différencie pas de microvillosités. La
partie apicale est constituée de tubules parallèles et s'engage dans les es-
paces intercellulaires de l'épithélium folliculaire (Pl. XVI, fig. f
et
FIGutŒ 5). Ces éléments s'éloignent ultérieurement de la membrane plasmique
de l'ovocyte et des microvillosités se constituent au niveau de l'ancienne
zone de contact (Pl. XVII, fig. a).
2-4-2 - Elongation et structure
Les précurseurs des filaments s'allongent pour donner des éléments
qui atteignent plusieurs um de long. Les espaces intercellulaires se dilatent
sur toute la longueur de chaque filament. L'espace qui s~pare les filaments
l f
- 45 -
des membranes des cellules folliculaires à la même épaisseur (30 nm) que
les
espaces intercellulaires. Entre les cellules folliculaires, les filaments sont
le plus souvent repliés sur eux-mêmes et les nombreuses sections transversales,
longitudinales et tangentielles que l'on observe, ne permettent pas de dire
s'il s'agit d'un ou de plusieurs filaments (Pl. XVI, figs. d, g).
Chaque filament est constitué de nombreux tubules parallèles de 18 nm
de diamètre extérieur. Les tubules sont séparés les uns des autres par une subs-
tance amorphe opaque aux électrons. Les filaments ne sont pas limités par une
membrane (Pl. XVII, FIGURE 6).
3 - La maturation chez A • gel";li et E. ahaperi
3-1 - L'ovocyte
3-1-1 - Formation de la couche de préovulation chez E. ahaperi.
A la fin de la vitellogenèse protéique, toutes les réserves autosyn-
thétiques et hétérosynthétiques sont constituées. L'ovocyte présente une cou-
che de cytoplasme cortical où sont disposées les alvéoles glycoprotéiques. Sous
cette zones il existe par endroit des empilements de mitochondries,
on
peut
voir un réseau de lamelles de réticulum endoplasmique plus ou moins dilatées.
Pendant cette phase de maturaticn,les alvéoles corticales fusionnent
pour former une couche continue qui s'applique sur la zone pellucide interne.
Cette couche constitue la couche de préovulation (Pl. XVII, fig. c et FIGURE
10) •
Sous le tapis mitochondrial, les alvéoles mucopolysaccharidiques plus
internes ont fusionné et constituent des enclaves qui augmentent de taille puis
fusionnent en une couche de réserves glycoprotéique (FIGURE 10).
3-1-2 - Evolution des globules vitellins chez A. gep'yi.
Les globules vitellins fusionnent en globules plus importants qui oc-
cupent le centre de l'ovocyte. Ces globules ne sont séparés que par
de fines
- 46 -
travées de cytoplasme (Pl. XVII, fig. d). Peu avant l'ovulation, ils fusionnent
en réalisant progressivement une masse amorphe fortement opaque aux électrons.
3-2 - L'enveloppe vitelline
La maturation de la zone pellucide débute par la dilatation des
la-
melles de la zone interne 9ui atteint alors son épaisseur maximale. Chez
E.
chaperi , cette épaisseur est de 9 um (Pl. XVII, fig. e). Les lamelles devien-
nent compactes et se soudent les unes aux autres, en obstruant p~ogressivement
les canaux qui entouraient les microvillosités. Ces dernières se retirent, mais
des fragments restent emprisonnés dans les pores en cours de fermeture. Ce pro-
cessus de soudure des lamelles se poursuit tandis qu'elles s'aplatissent régu-
lièrement. Lorsque les alvéoles corticales commencent à fusionner, l'épaisseur
de la zone pellucide n'est plus que 2 um (Pl. XVII, fig. f). Peu avant l'ovu-
lation, cette épaisseur est de 1,5 um (Pl. XVII, fig. c). Chez A. geryi comme
chez E. chaperi les lamelles apparaissent moins opaques aux électrons que les
zones de soudure (Pl. XIX, fig. a).
Le "cell coat" se réduit régulièrement et disparaît complètement avec
le revêtement externe (Pl. XIX, fig. a).
Chez E. chaperi, nous avons observé à ce stade, le mode de fixation
des filaments sur la zone pellucide. C'est la
base plus ou moins modifiée de
chaque filament qui s'applique contre la zone pellucide externe. Celle-ci se
soulève légèrement et entoure la base du filament qui est ainsi fortement
ancrle dans la zone pellucide (Pl. XIX, fig. b).
3-3 - Le revêtement externe
Pendant ce stade, les lacunes apparues dans le revêtement externe au
début de la vitellogenèse protéique, s'élargissent. Le hyaloplasme est dégradé
progressivement tandis que le nucléoplasme a tendance à s'éclaircir. Des mito-
chondries, des fragments de réticulum endoplasmique et de dictyosomes en cours
de dégradation sont alors identifiables dans les lacunes qui fusionnent
puis
s'ouvrent dans les espaces intercellulaires et périovocytaires (Pl. XIX,
- 47 -
fig. a). Le revêtement externe dégénère ainsi progressivement. A terme l'ovocyte
est libéré dans la cavité de l'ovaire: c'est l'ovulation.
4 - L'appareil micropylaire chez FunduZo8oma thier!yi
Il est formé d'un micropyle associé aux filaments d'attache ou fila-
ments adhésifs.
4-1 - Le micropyle (FIGURE 11)
C'est une dépression qui s'organise au cours de l'évolution du folli-
cule ovarien. Une cellule folliculaire modifiée dite cellule micropylaire, édi-
fie une apophyse dont l'extrémité s'applique contre la membrane plasmique
de
l'ovocyte. A ce niveau, la membrane plasmique de l'ovocyte ne différencie pas
de microvillosités. Au cours de la vitellogenèse, les différentes couches de la
zone pellucide se mettent en place autour de l'apophyse de la cellule micropy-
laire. A maturation, lorsque les cellules folliculaires se désorganisent,
la
cellule micropylaire en fait autant. Il en résulte une dépression dans la zone
pellucide: le micropyle (Pl. XX, fig •. a). Celui-ci est constitué d'un
canal
dont le diamètre diminue régulièrement de l'extérieur vers l'intérieur
le
diamètre de l'ouverture extérieur est de 12 um tandis que celui de l'ouverture
intérieure est de 8 um. Le canal micropylaire n'a pas de paroi propre et est
délimité par les couches de la zone pellucide (FIGURE Ild). Lors de la décharge
des alvéoles corticales à la surface de l'ovocyte, un peu de matériel glycopro-
téique provenant de ces alvéoles se dépose dans le fond du micropyle (Pl. XX,
fig. b). Le spermatozoïde fécondant pénètre dans l'ovocyte à ce niveau.
4-2 - Les filaments d'attache
La région du micropyle contient de nombreux filaments qui s'implantent
aussi bien autour du micropyle que dans la paroi du canal micropylaire (Pl. XX,
fig. b). Le diamètre de ces filaments est variable. A leur base ils mesurent
entre 0,8 et 2 um de diamètre. Ces filaments d'attache ne se rencontrent que
dans la région micropylaire. Ce sont des repères morphologiques permettant de
- 48 -
localiser facilement le micropyle des ovocytes des Cyprinodontidae.
5 - Etude comparative dans la famille
Les follicules ovariens de ces poissons sont formés de 3 structUres
superposées : \\14~ ovocyte, une enveloppe vitelline et un revêtement externe.
5-1 - L'ovocyte
Il existe 2 types d'ovocytes. Les uns dont le vitellus est surtout
glycoprotéique, les autres dont il est essentiellement protéique. Dans
tous
les cas, chaque ovocyte contient les 2 sortes de vitellus (Tableau XI).
5-1-1 - Les ovocytes à vitellus glycoprotéique
Le vi tellus des ovocytes de Ap Zochei Uahthys Zanibe1'ti ~ E. ahaperi,
et de E. singa est essentiellement de nature glycoprotéique. Comme nous l'avons
déjà signalé chez AploaheiZiahthys Zanibe1'ti, le vitellus se forme à partir
de
l'appareil de Golgi. Des vésicules glycoprotéiques ou mucopolysaccharidiques
migrent vers le centre de l'ovocyte où elles deviennent des alvéoles. Chez E.
chaperi et E. singa, les alvéoles non encore mûres ont un contenu amorphe lé-
gèrement opaque aux électrons (Pl. XVIII, fig. a), tandis que chez ApZoahei-
Ziahthys Zanibe1'ti le contenu des alvéoles est plus ou moins différencié en fi-
laments. Dans tous les cas, ces alvéoles fusionnent pour former de grandes en-
claves, qui occupent la majeure partie du volume de l'ovocyte.
Che~ E. ahaperi et E. singa
le réticulum endoplasmique est formé de
t
citernes très allongées et parallèles avec un contenu clair aux électrons (Pl.
XVIII, figs. a, b) tandis que chez ApZoaheiZiahthys Zanibe1'ti, les lamelles de
réticulum sont souvent dilatées et contiennent une substance filamenteuse.
Chez les 2 espèces du genre EpipZatys, lorsque les alvéoles corticales
apparaissent sous la membrane plasmique ; les mitochondries forment des amas
(Pl. XVIII, fig. c). Une telle formation n'est pas visible chez ApZoaheiZiah-
thys ZOJIÙ)eT'ti.
Chez ApZoaheiUahthys Zanibe1'ti et E. singa, les alvéoles corticales
::FI-CURE Il
\\ Foru1ation'~aumicropyle ·dans.'.·l' ovocyte de f.wtc!uZ,08oma: thi_e~ryi.
f!.
: Apophyse
EF'~ EpLthéliO!n foUiculaire '
Ca
Canal.micropylaire" .
.
CM
'
Cellüle·mi~ropylaire
Lb
Lame basale
N
Noyau
P
'Papille cy topJ.:asPlique
Th
Th~que
V
.' ,Vacuolè d~:séI),~fcence
Z
Zone pellucide
) "
"
'pp tid???
...----::::;:;:;:;==---
~.~ •• "., ••••4 •• ~
....
........ : r' .... .,.,
Th
a
'U"!!!'
12111
'1
2'!
b
z 1__acl:
...1
c
d
- 49 -
renferment du matériel hétérogène formant parfois un nuc1éoide. On parle dans
ce cas d'alvéoles corticales denses. Chez E. ahaperi, les alvéoles corticales
ont un contenu clair.
Le vitellus protéique est peu abondant dans les ovocytes de ces 3 es-
pèces. Toutefois nous avons pu suivre sa formation par autosynthèse et hétéro-
synthèse comme nous l'avons décrit chez ApZoaheiZiahthys Zamberti.
5-1-2 - Les ovocytes à vitellus protéique
Nous les trouvons chez A. geryi, A • spZendopZeure et Fundul,08oma
thie~~i. Ce vitellus est essentiellement d'origine exogène. L'hétérosynthèse
se traduit par l'accumulation de substances par pinocytose au travers de la
zone pellucide poreuse (Pl. XVIII, fig. d).
Ces vésicules de pinocytose se détachent de la membrane plasmique
puis se localisent dans le cytoplasme cortical. Elles perdent alors leurs cla-
thrines et deviannent des vésicules lisses. Elles fusionnent ensuite réalisant
de grandes vésicules protéiques à contenu opaque (globules protéique) qui mi-
grent en profondeur (Pl. XVIII, fig. e). Lorsque la pinocytose s'interrompt,
le centre de l'ovocyte est occupé par de nombreux globules protéiques qui con-
fluent progressivement (Pl. XIX, fig. d). Les alvéoles mucopolysaccharidiques
formées pendant la vitellogenèse glycoprotéique migrent alors à la périphérie
de l'ovocyte.
Dans le cytoplasme cortical, des dictyosomes souvent en réseau, émet-
tent au niveau de la face trans de nombreuses vésicules au contenu clair (Pl.
XVIII, fig. f). Celles-ci constituent les alvéoles corticales qui fusionneront
à la surface de l'ovocyte pour former la couche de préovulation. Leur contenu
est clair aux électrons.
Chez ces 3 espèces, nous ne sommes pas parvenu à observer la vitel-
logenèse protéique autosynthétique.
5-2 - L'enveloppe pellucide
Elle fait l'objet de nombreuses variations portant sur le nombre de
- 50 -
couches qui la composent, le nombre de lamelles de la zone pellucide interne et
le nombre de microvi110sités présentes dans les canaux des pores (Tableau XI).
Chez A • geryi, la zone pellucide comporte une zone externe dense aux
électrons et une zone interne, lamellaire (Pl. XIX, fig. a). Chez les 5 autres
poissons, la zone pellucide est constituée de 3 couches : une zone lamellaire
interne, une zone moyenne dense aux électrons et une zone externe moins dense.
Le nombre de lamelles qui forment la zone pellucide interne varie
également. Chez A . geryi nous avons dénombré 9 lamelles. Chez A • spZendopZeure,
FunduZosoma thierrryi, E. chaperi, E. singa et ApZocheiZichthys Zœriberti i l y a
12 lamelles.
Selon que les cellules folliculaires différencient ou non des micro-
villosités, il existe 1 ou 2 microvi110sités par pore. C'est ainsi que chez
E. singa con:me chez ApZocheiZichthys Zamberti chaque pore contient une seule
microvi llosi té 1 d'origine ovocytaire. Par contre chez A. geryi, A. sp Zendo-
pZeure, FunduZoSOTTrl thierrryi et E. chaperi, i l y a régulièrement 2 microvil-
10sités dans chaque pore, l'une provient de l'ovocyte, l'autre d'une cellule
folliculaire. Dans ce cas, on reconnaît très aisément les microvi11osités fol-
liculaires de celles provenant de l'ovocyte par leur hyaloplasme moins opaque
(Pl. XVIII, fig. g).
Chez E. singa, après 6 h de digestion par la pronase, les lamelles de
la zone pellucide interne, la zone pellucide médiane ainsi que le contenu des
vésicules associées à la membrane plasmique sont complètement extraits. Ces
structures sont donc de nature protéique. Par contre la zone pellucide externe
demeure intacte et nous n'avons pas pu déterminer sa nature exacte (Pl. XVIII,
fig. h et Pl. XIX, fig. f).
Chez ApZocheiZichthys Zœriberti et A • geryi, où nous avons tenté
la
mise en évidence des polysaccharides, la zone pellucide dans son ensemble ne
réagit pas avec le T.S.C.
L'examen au microscope électronique à balayage a montré que la surface
de l'ovocyte a une texture qui varie en fonction de l'espèce. Les ovocytes des
- 51 -
3 espikes que nous avons observées (Fundulosoma thieITyi~ A. splendopleure et
E. chaperi), sont recouverts de structures hétérogènes correspondant à l'épi-
thélium folliculaire plus ou moins dégradé (Pl. XX, figs. c, e, f).
La zone pellucide proprement dite, visible par endroit est lisse chez
E. chaperi, et Fundulosoma thiel'ryi et ne présente pas de trace de porosité .
.(tl.XX, figs. e, f). Par contre, chez A. splendopleure, la zone pellucide pré-
sente des alvéoles polygonales creusées dans l'épaisseur de la zone pellucide
externe (Pl. XX, fig. d).
5-3 - Le revêtement externe
Il comporte de l'extérieur vers l'intérieur, une th~que, une lame ba-
sale et un épithélium folliculaire. L'épithé1i.um folliculaire est constitué
d'une seule assise de cellules. Il est d'abord pavimenteux puis, il devient
cubique à la fin de la vite110genèse glycoprotéique. La membrane des cellules
folliculaires qui délimite l'espace périovocytaire peut différencier plus
ou
moins régulièrement des microvi11osités qui pénétrent généralement dans les
canaux des pores vers la fin de la vite11ogen~se protéique.
Chez A • geryi~ A. sp lendop leure ~ Fundulosoma thiel'ryi etE. chaperi ,
les cellules folliculaires sont le siège de la formation des précurseurs des
filaments d'attache. Pour A. splendopleure et Fundulosoma thieITyi, nous n'a-
vons observé ces précurseurs que dans les espaces intercellulaires.
Dans le cas de A • ge!'lfi~ nous avons remarqué dans le cytoplasme ,--la
présence de vésicules au contenu amorphe. Ces vésicules sont situées dans la
région cellulaire qui fait face à la lame basale. Elles sont !'!,ssociées à un
abondant réticulum endop1asmique rugueux et de nombreuses mitochondries. Les
espaces intercellulaires présentent des dilatations en chainette dans les-
quelles on voit souvent les précurseurs tubulaires des filaments (Pl. XIX,
fig. e). Ces précurseurs ne se rencontrent pas dans les cellules folliculaires
elles-mêmes. Ils se formeraient par différenciation du matériel contenu dans
les vésicules, lequel se transformerait en tubules juste au moment de l'ex-
trusion de ces formations.
l
Tableau n
Aspect comparatif du follicule ovarien chez 6 espèces de Cyprinodontidae.
Nombre de
Couche de
Nombre de
ESPECES
microvi11o-:
la zone
lamelles
Vitellus
sités
pellucide
de la ZI
par pore
e
•
•
e
•
•
.
.
.
.
Q
•
Aphyosemion geryi
2
2
9
H
P
---------------:------------:-----------~:------------ :-----:------:
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sp Zendop l-eure
2
3
12
H
P
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·
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: Apl-ocheiZichthys l-amberti
3
12
A
G
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•
•
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Q
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EpipZatys
chaperi
2
3
12
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G
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singa
3
12
A
G
•
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•
e
•
•
·
. . . .
.
.
Fundul-osoma thierryi
2
3
12
H
P
P
Vitellus essentiellement protéique
G
Vitellus essentiellement glycoprotéique
ZI
Zone pellucide interne
H
Vitellus essentiellement hé térosynthé tique
A
Vitellus essentiellement autosynthétiqua.
- 52 -
Chez E. chaperi~ le phénomène est encore plus net. Les précurseurs de
filaments sont contenus dans les cellules folliculaires (Pl. XIX~ fig. d). Ils
ont une for~ variable. Ils forment des faisceaux pouvant contenir 15 éléments.
Le cas cle E. singa est identique à ce que l'on connaît chez ApZochei-
Zichthys Zamberti : le matériel constitutif des précurseurs de filaments pro-
viendrait de l'ovocyte.
Chez toutes les espèces~ ces structures s'accroissent en
longueur et
deviennent les filaments d'attache.
Chez A. geryi et Pundulosoma thierryi la thèque est bistratifiée. Entre
les 2 assises de cellules, la matrice extracellulaire montre des structures fi-
lamentaires (Pl. XIX~ tip. p;). Chez A . splendopZeure~ E. chaperi et
E. si.nga
comme chez ApZocheilichthys Zamberti la thèque est formée d'une seule assise
de cellules.
6 - Discussion
Il existe une importante littérature consacrée aux JOOdalités de diffé-
renciation du follicule ovarien de nombreux poissons téléostéens. Il résulte de
toutes ces études que ce follicule présente à l'échelle du microscope photonique,
une grande homogénéité de structure. A l'échelle du microscope électronique
par
contre, des variations notables sont observées au niveau de l'ovocyte, de l'en-
veloppe vitelline et du revêtement externe.
6-1 - L'ovocyte
L'ovocyte des Cyprinodontidae se différencie suivant les mêmes
méca-
nismes que ceux qui régissent l'ovogenèse des autres espèces de poissons téléos-
téens. Cette différenciation s'effectue en quatre phases: prévitellogenèse, vi-
tellogenèse glycoprotéique, vitellogenèse dite protéique et maturation.
6-1-1 - Les ovocytes prévitellogénétiques
,
Ils sont essentiellement caractérisés par la présence d'amas de subs-
tances denses périnucléaires et la structure finement poreuse de l'enveloppe
- 53 -
nucUaire.
L'existence de masses denses périnucléaires a été rapportée par de
nombreux auteurs (Anderson, 1968a ; Bruslé, 1972, 1980 ; Shackley-et KiB8, 1977).
~néralement, dans l'ovocyte prévitellogénétique, ces masses sont associées ~
l des mitochondries. Cette particularité est également observée dans les sper-
matocytes où des él6ments denses forment un ciment intermitochondrial (André,
1962 ; Clérot, 1968, 1976). Les masses denses périnucléaires sont un composant
universel des cellules germinales (Weakley, 1976) et sont supposées jouer un
rôle dans la multiplication des organites auxquels elles sont associées. La
présence de ces masses périnucléaires a conduit de nombreux auteurs à s'int~
resser à la structure de l'enveloppe nucléaire. Comme l'avaient déjà constaté
Callan et Tomlin (1950) dans les ovocytes de 2 Amphibiens, nous avons retrouvé
chez les Cyprinodontidae, la présence de nombreux pores ~ la surface de l'en-
veloppe nucléaire. Nous pensons comme Anderson et Beams (1956) et Stevens et
Swift (1966) que ces pores interviennent dans les échanges nucléocytoplasmi-
ques. De plus, Feldherr (1962) et Dhainaut (1970) ont mis en évidence le pas-
sage de matériel l travers l'enveloppe nucléaire.
6-1-2 - La vitellogenèse
Il est maintenant bien connu que les réserves vitellines sont de na~u
teB~ glycoprotéique et protéique (Yamamoto, 1955a ; Yamamoto, 1964;
Allen,
1958
Anderson, 1967 ; Guraya, 1969 ; Ulrich 1969 ; Hart et SUI Foh Yu, 1980).
Les réserves vitellines glycoprotéiques sont entièrement produites
par les dictyosomes de l'ovocyte. Il est connu que la maturation des éléments
vitellins glycoprotéiques ou mucopolysaccharidiques procède par coalescence et
migrations centripète puis centrifuge. Au terme de la migration centripète, les
alvéoles mucopolysaccharidiques augmentent de taille et leur contenu Pp.ut se
différencier. Anderson (1 968a) a décri t chez FunduZus heteroeUtus et Syngnathus
fUseus, des alvéoles glycoprotéiques l contenu partiellement différencié en
filaments. Nous avons pu mettre en évidence chez ApZoeheiZiehthys ~epti des
- 54 -
alvéoles à contenu également filamenteux. Nous pensons comme cet auteur que ces
alvéoles sont des formes non oâtures des réserves mucopo1ysaccharidiques
qui
migrent ensuite à la périphérie de l'ovocyte. Ces réserves vitellines périphé-
riques ont un contenu ne présentant pas de filaments.
La migration centrifuge des réserves glycoprotéiques coincide avec la
formation et l'unique migration (centripète) des éléments vitellins protéiques.
Il y a donc chevauchement dans le temps~ de l'évolution des réserves vitellines
p,lycoprotéiques et protéiques. Nous pouvons cependant dire comme Ulrich (1969)
qu'il y a d'abord formation du vitellus glycoprotéique. puis du vitellus pro-
téique. Nous avions également fait cette remarque chez un Cich1idae ~
HapZo-
ohromis muZtiooZor (Thiaw, 19ô4).
6-1-3 ~ La maturation
Lors de la maturation des ovocytes~ les granules corticaux se mettent
en place sous la membrane plasmique. Dans le cas de ApZooheiZichthys Zamberti,
E. singa et E. chapePi , ils proviennent d'alvéoles glycoprotéiques qui ont préa-
lablement subi deux migrations successives l~une centripète et l'autre centri-
fuge. Chez A. geryi
A. spZendopZeure et FunduZosoma thierryi, nous n'avons pas
J
observé cette double migration ; les granules corticaux se forment directement
à la fin de la vite11ogenèse. Ce deuxième mode de mise en place des
granules
corticaux est exceptionnel chez les Téléostéens.
Les alvéoles corticales sont soit denses aux électrons (ApZooheilioh-
thys Zamberti et E. singa) soit claires (E. chapePi .. A. geryi .. A. spZendopZeure
et FunduZosoma thierryi). llart et Sui Foh Yu (1980) ont remarqué les deux aspects
des alvéoles chez un même té1éostéen : Brachydanio rePio.
Dans les ovocytes arrivés à maturité. de nombreux auteurs ont observé
la fusion des alvéoles corticales à la périphérie de l'ovocyte. La couche ainsi
formée est dite espace de préovu1ation (Busson-Mabi11ot, 1973) ou espace péri-
vitellin (Shack1ey et King, 1977) et résulte de la réaction corticale.
Selon
- 55 -
ADdez80D (Li68b) et Monroy (1965), cette réaction se produit au moment de la fé-
condation. Nos observations confirment plutôt celles de Busson-Mabillot (1973)
et de Shackley et King (1977) selon lesquelles, cette réaction se produit avant
la fécondation. Nous admettons l'idée de Shackley et King (1977) selon laquelle
cette activation non liée à la pénétration d'un spermatozoïde dans l'ovocyte
est produite par l'action du fixateur. Il est maintenant admis qu'une activa-
tion artificielle de l'ovocyte par des agents chimiques provoque la réacti~n
corticale (Yamamoto, 1961 ; Wolf, 1974).
6-2 - L'enveloppe vitelline
6-2-1 - Structure
L'ovocyte des Cyprinodontidae est entouré comme celui des autres pois-
sons ovipares d'une enveloppe complexe qui se met en place progressivement.
Cette enveloppe consiste en une couche filamenteuse ou "cell coat"
qui se met en place au stade prévitellogenèse et qui entoure la zone pellucide
constituée de 2 à 3 couches bien distinctes. Chez A. splendopleure, Fundulosoma
thiel'ztyi, E. singa, E. ahaperi et Aplocheiliahthys lambel'ti, la zone pellucide
est tripartite, et comporte une zone externe peu dense aux électrons, une zone
moyenne et une zone lame Haire in terne. Dans le cas de A • geztyi, cet te zone es t
bipartite et n'est constituée que d'une zone dense et d'une zone lamellaire. Le
plus généralement, la zone pellucide est bipartite chez les téléostéens
(Anderson, 1967, 1974 ; Tsukahara, 1971 ; Busson-Mabillot, 1973 ; Yamamoto et
Yamagami, 1975 ; Yamagami, 1981). Hart et al. (1984) redécrivant l'ovocyte
d'Oztyzias latipes mentionnent l'existence de 3 couches dans la zone pellucide.
L'organisation en lamelles discontinues de la zone pellucide interne
lors de sa mise en place et de sa dilatation de même que sa structure en niveaux
alternativement denses et clairs dans l'ovocyte mûr, ont été décrits chez de
nombreux poissons téléostéens (Anderson, 1967 ; Lonning, 1972 ; Busson-Habillot,
1973 ; Stehr et Hawkes, 1979 ; Kobayashi et Yamamoto, 1981 ; Yamagami, 1981).
Il ressort de ces différentes études que le nombre de lamelles de la zone
- 56 -
pellucide varie. Les observations de Lonning (1972) sur II espèces appartenant
~ 3 familles différentes (Gadidae, Labridae et Pleuronectidae) illustrent cette
variation ~ l'échelle du super-ordre. Cet auteur indique que le nombre de la-
melles de la zone pellucide des II espèces varie entre 5 et 18 et que 5 pois-
sons seulement présentent le même nombre de lamelles. Parmi ceux-ci,2 seule-
ment appartiennent ~ la même famille. La zone lamellaire des espèces que nous
avons examinées est formée de 12 lamelles sauf chez A. geryi dont lés lamelles
sont au nombre de 9. Ce poisson, présente de nombreuses autres particularités.
Nous pouvons dire qu'à l'échelle de la famille, le nombre de lamelles présente
une certaine homogénéité.
A la surface de l'ovocyte mûr~ de nombreux auteurs ont remarqué l'as-
pect de la zone lamellaire qui se présente sous la forme de lamelles denses
séparées par des zones interlamellaires claires. Cette terminologie porte ~
confusion. Nos observations aussi bien chez les Cyprinodontidae que chez lef.
Cichlidae HapZoahromis muZtiaoZor (Thiaw, 1984) révèlent qu'au cours de leur
soudure, les lamelles se chevauchent sur toute leur longueur. La zone de che-
vauchement se montre toujours plus dense que les lamelles elles-mêmes. Les ni-
veaux que les auteurs appellent lamelles dans la zone pellucide mûre, corres-
pondent aux zones de chevauchement des lamelles en cours de maturation.
Ces
dernières donneraient les zones interlamellaires de l'ovocyte mûr.
Notre étude montre que la zone pellucide moyenne chez
FunduZosoma
thierryi, A • spZendopZeul'e, E. ahaperi, E. singa et ApZoaheiZiahthys 'LarriJerti
et la zone externe chez A • geryi se montrent plus denses aux électrons que la
zone lamellaire. Cette différence de densité a été interprétée comme la consé-
quence d'une différence de composition chimique (Hart et aZ., 1984). En ce
sens, Tésoriero (1977a, b) a montré que la zone pellucide dense est plus riche
en polysaccharides. Dans le cas précis de E. singa, la digestion totale ~ la
pronase de ces 2 zones ne révèle pas une hétérogénéité de nature chimique. Noue
pensons plutôt ~ une différence de propriétés biochimiques des protéines cons-
titutives de ces zones. La réaction négative au T.S.C. même pendant des temps
- 57 -
longs, de la zone pellucide chez A • geryi et AplocheiUchthys lamberti indi-
que l'absence de polysaccharide dans cette zone.
La zone pellucide externe est résistante à l'action prolongée
(6 heures) de la pronase (0,5 %). Elle ne réagit pas non plus avec l~ T.&~C.
Hart et al. (1984) ont rapporté que chez Oryzias latipes, cette zone est ex-
traite au bout de 22 heures sous l'action de protéase~,
Bien que nous n'ayons pas pu établir la nature chimique de cette
zone, nous acceptons provisoirement avec Hart et al. (1984) sa nature prot~ique.
Nous avons probablement utilisé un temps d'incubation insuffisant. Il est évi-
dent que les protéines constitutives de cette zone sont différentes de celles
des 2 zones préc~dentes. Topographiquement, la zone pellucide externe
peut
être comparée à la gangue adhésive que Dumont et Brummet (1980) et
Bus~
Mabillot (1977) ont décrite respectivement chez Fundulus hete~clitus et Cich-
lasoma nigrofasciata. Celle-ci forme la troisième couche de la zone pellucide
de ces poissons.
6-2-2 - Origine
L'origine de la zone pellucide fait encore l'objet de nombreuses ton-
troverses. Chez tous les poissons téléostéens, l'enveloppe pellucide se déve-
loppe dans l'espace pério~cytaire.Elle est produite soit par l'ovocyte, soit
par les cellules folliculaires soit encore par les deux types cellulaires. Les
diff~rentes hypothèses reposent essentiellement sur des observations morpholo-
giques et sur des mises en évidence cytochimiques. C'est ainsi que pour Yamamoto
(1963), Anderson (1967), Wourms (1976), Tésoriero (1977a, b) et Dumont et Brummet
(1980) la zone pellucide est d'origine ovocytaire. Tésoriero (1977a, b)
a indi-
qué que la zone pellucide dense et la zone pellucide lamellaire proviennent de
vésicules à "core" dense formées à partir de l'appareil de Golgi. Nos observa-
tions révèlent la présence dans l'ovocyte de vésicules contenant des-~.s
denses. Chez E. singa, ces dernières sont digérées par la pronase en même temps
que les couches moyenne et lamellaire de la zone pellucide. Ceci nous permet
- 58 -
de dire que chez les Cyprinodontidae étudiées : 6 espèces dans la présente
étude, Cynolebias (Wourms, 1976) 9 FunduZus heteroaZitus (Dumont et Brummet,
1980) et Oryaias Zatipes (Tésoriero s 1977a, b), la zone pellucide est pro-
duite par l'ovocyte.
6-3 - Le revêtement externe
Le revêtement externe a fait l'objet de nombreuses études
Flügel
(1964) chez la truite, Yamamoto (1963) et Hirose (1972) chez 0 • Zatipes, Busson-
Mabillot (1973) chez CiahZasoma nigrofasaiata, Anderson (1974) chez FunduZus
hete'l'OaZitus et Thiaw (1984) chez HapZoahromis muZtiaoZor.
Il est formé d'un épithélium folliculaire constitué de cellules cubi-
ques séparées de l'ovocyte par l'espace périovocytaire et d'une thèque externe
généralement unistratifiée. Ces deux assises cellulaires sont séparées par une
lame basale. Nous retrouvons la même organisation chez les 6 espèces étudiées
avec une particularité au niveau de la thèque. Elle est unistratifiée chez A.
spZendopZeure
E. ahaperi
E. s1:nga~ ApZoaheiZiahthys Zarriberti et bistratifié
3
3
chez A • geryi et FunduZosoma thierryi. Il est remarquable de noter que cette
variation se situe au niveau ~énérique, le genre
Aphyosemion montrant les 2
types de thèque.
6-4 - L'appareil rnicropylaire
Le micropyle est la structure par laquelle, le spermatozoïde pénètre
dans le gamète femelle au moment de la fécondation. C'est Eigenmann (1980) qui
le premier, l'a observé dans l'ovocyte de nombreuses espèces de poissons. Par
la suite, de nombreux auteurs l'ont décrit en microscopie photonique Yamamoto
(1955b) chez Oryaias Zatipes et SaZmo sp., Aravindan et Padmanabhan
(1972)
chez PïZapia niZotiaus et Stigmatogobius javaniaus
et Riehl
(1977)
chez
roemaaheiZus barbatuZus et Gobio gobio. Nous avons observé le micropyle dans
une seule espèce : FUnduZosoma thierTYi.
Selon Riehl (1977), la formation du micropyle est concomitante de la
mise en place de l'enveloppe vitelline. La structure de cette formation a été
- 59 -
précisée au microscope électronique par Szollosi et Billard (1974) chez la truite,
Kuchnow et Scott (1977) f Bru1!lIlet et Dumont (1979) chez Fundulus he terocU tus t Kudo
(1980) chez Cyprinus carpio, Yasuzumi et al. (1983) chez Ple~oglossus altivelis,
Kobayashi et Yamamoto (1981, 1985) chez Onchorynahus keta et Hart et al. (1984)
chez OpYzias latipes. Il résulte de ces études que chez les téléostéens, on dis-
tinRue 2 types de micropyle.
Dans certains cas, le micropyle débute par un vestibule
ou entonnoir
par lequel s'ouvre à l'extérieur le canal micropylaire. Ce type de micropyle a
été décrit chez Fundulu8 heteroclitus (Kuchnow et Scott, 1977 ; Dumont et Brummet,
1980) et chez Braahydanio ~rio (Hart et Donovan, 1983).
Dans d'autres cas, il n'existe pas de vestibule et le canal s'ouvre
directement à l'extérieur comme chez Onchorynchus keta (Kobayashi et Yamamoto,
1981-1985). C'est le cas de Fundulosoma thierryi où le fond du micropyle
est
obstrué
par une papille cytoplasmique. Une telle formation est ~galernent visible
dans l'ouverture intérieure du canal micropylaire chez
Onchorynchus
keta
(Kobayashi et Yamamoto, 1985). Dans la région oicropylaire se trouvent de nom-
breux filaments d'attache facilement digérés par la pronase.
t'origine de ces filaments est très discutée chez les Cyprinodontidae.
Dans le cas particulier de OpYzias latipes, certains auteurs proposent une ori-
gine ovocytaire (Yamamoto, 1963 ~ Tésoriero, 1977a, b) tandis que d'autres pro-
posent une origine à partir des cellules folliculaires (Tsukahara, 1971 ; Hart
et al., 1984). cynolebias (Wourms, 1976 ; Nourrns et Sheldon, 1976) présenterait
également cette deuxième oriRine.
Dans cette famille, les deux modes coexistent chez les espèces que nous
avons étudiées. Chez AplocheiUchthys laJ7ÙJel'ti et E. singa, nous avons mis en évi-
dence une origine ovocytaire à partir de vésicules cytoplasmiques au contenu gra-
nulaire de 0,8 à 2 um de diamètre. Ces vésicules sont associées à l'appareil
de
Golgi puis situées près de la membrane plasmique et ne sont plus visibles dans
l'ovocyte dès la mise en place des précurseurs des filaments. Ces derniers sont
constitués de matériel granulaire identique à celui des vésicules. C:est à partir
- 60 -
de ce matériel que s'élaborent les tubules constitutifs des filaments.
Chez A. spZendopZeure~
E. ahaperi
FtnduZosoma thier:ryi et A. geryi~
3
les filaments s'organisent à partir des cellules folliculaires.
Dans le cas de A. spZondopZeure~ E. ahaperi et FunduZoBoma thierryi, la
synthèse des précurseurs et leur assemblage en tubules parallèles» se font
au
sein même des cellules folliculaires. Ces observations sont conformes aux conclu-
sions de Hart et aZ. (1984) chez ()rtyziœ
Zatipes. Dans le cas particulier
de E.
ahaperi~ les faisceaux de précurseurs dans les cellules folliculaires nous sem-
blent dériver d'un amas commun de substance amorphe.
Chez A. ge~Ji, la synthèse de substance amorphe. précurseur des
fila-
ments se fait dans les vésicules contenues dans les cellules folliculaires. Puis
l'organisation de ces précurseurs en tubules, a lieu peu avant ou immédiatement
après leur exocytose dans les espaces intercellulaires.
Chez un Cich1idae CiahZasoma. Busson-~~bi11ot
(1977) a'rapporté
des
observations similaires. Nous pensons comme cet auteur que le matériel amorphe
précurseur des filaments est synthétisé au niveau du réticulum endop1asmique puis
déversé directement par exocytose dans les espaces intercellulaires.
Comme le
souligne Busson-Mabi11ot (1977), ce type de secrétion directe de substances accu-
mulées dans le réticulum est très inhabituel; l'appareil de Golgi étant réguliè-
rement le lieu de passage en vue diune éventuelle glycosy1ation.
Chez les Cyprinodontidae que nous avens examinés, les filaments
sont
constitués d'un seul élément dont la taille diminue de la base vers l'apex. Ces
filaments ne sont rencontrés que dans la r6pion micropy1aire. Ils constituent donc
pour l'observateur de bons repères de cette formation difficile à localiser. Hart
et aZ. (1984) signalent des fi1aoents non adhésifs, disposés sur toute la surface
de la zone pellucide. Les ovocytes des espèces que nous avons étudiées ne présen-
tent pas de filaments à répartition uniforme à la surface dè la zone pellucide.
Ils ne possèdent que des filaMents adhésifs.
- 61 -
c. Conclusion sur la gamètogenèse femelle
L'étude de l'ovogenèse de 6 espèces de Cyprinodontidae, nous a permis
de mettre en évidence une même organisation générale du follicule ovarien chez
tous les représentants de cette famille. Néanmoins l'étude ultrastructurale
nous a révélé des variations entre ces 6 espèces :
- le nombre de couches cellulaires de la thèque est variable ; il en existe
2 chez Fundulosoma thieTTyi et A • geryi et une seule chez toutes les au-
tres espèces étudiées ;
les pores de la zone pellucide contiennent suivant les espèces
une ou
deux microvillosités
- les filaments de l'appareil micropylaire sont produits, soit par les cel-
lules folliculaires (E. chapePi:; Fundulosoma thierryi:; A. geryi
et
A.
splendopleu~) soit proviennent directement de l'ovocyte (Aplocheilichthys
larrdJerti.'J E. singa)
l'enveloppe pellucide présente généralement 3 couches sauf chez
A. geryi
où elle n'en présente que 2 ;
- La zone pellucide interne de l'ovocyte de A. geryi comporte 9 lamelles
tandis que celles de~ autres espèces examinées en présentent 12 ;
- les réserves vitellines dites protéiques sont soit essentiellement d'origin~
exogène (A. geryi:; A . splendopleure.:; Fundulosoma thieTTyi) soit
essen-
tiellement d'origine endogène (Aplocheilichthys lamberti:;
E. chapePi:;
E. singa) :
- chez les 3 espèces que nous avons examinées au microscope électronique à
balayage, la surface de l'ovocyte mûr est soit lisse (E. chapePi:; Fundu-
losoma thieTTyi) soit creusée d'alvéoles polygonales (A. splendopleu~).
- 62 -
IV - CONCLUSION GENERALE
L'étude u1trastructura1e de la garnètop,enèse des Cyprinodontidae nous a
montr~ une très grande diversité de structure.
Certains auteurs ont déjà mentionné des variations du spermatozoïde au
sein de quelques familles de poissons téléostéens Cottidae'{Hann, 1930), B1ennidae
(Boisson et al. 1968a),Congridae (Mattei et Mattei, 1975) et Cyprinidae (Baccetti
et al. 1984).
La diversité que nous avons mise en évidence chez les Cyprinodontidae
intéresse aussi bien le déroulement de la spermiogenèse que la structure du sper-
matozoide. Cette diversité se retrouve au niveau de la fami11e~ du genre et même
de l'espèce. Les deux espèces où nous ~~i~~~_~~ti~r plusieurs populations
A • I"iggenbaahi et A. splendopleu1'e ont~~~tr~ net~~~t cette variation.
' -
1"'-,,_,/;
Ili -,
! "
La variation de structure du ~lage11e à~erma~ique est particulièrement
.
1 ·
",
. /
.:~!
singulière. Les Té1~ostéens montrent généra1emenf~~grande uniformité de struc-
ture de cette formation. C'est ainsi que le type 9 + 0 se retrouve parmi tous les
représentants du super ordre des E1opomorpha (Mattei et Mattei, 1975) et que
la
disposition des Différenciations intratubu1aires se retrouve identique dans
9
familles de Perciformes (Hattei ~ 1969).
La variation de structure est également présente au cours de l'ovogenèse.
Si elle nous paraît moins importante, cela est peut-être dû au nombre réduit
d'espèces qui ont été étudiées.
B l B LlO G R A PHI E
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PLANCHE 1
Figure a
Testicule de A. guignardi.
La paroi de chaque tubule est constitué de cellules de
Serto1i(S) qui envoient des expansions délimitant des
cystes. Des "boundary cells" (flèche) tapissent la
paroi de chaque tubule. X 8.000
Figure b
Testicule de A • splendopleure (Ekondo-Titi).
Un tubule renferme de nombreux cystes (Cy). Dans chaque
cyste les cellules germinales sont au même stade de déve-
loppement. Une seule cellule de Serto1i(S) peut se raud-
fier et former la paroi de plusieurs cystes voisins. X 2.500
Figure c
Chez tous les espèces étudiées, les cellules de Serto1i(S)
phagocytent des corps résiduels et des cellules germinales
avortées. X 13.500
Figure d
Cellules de Leydig d'un testicule de A • splendopleure
(Ekondo-Titi). Elles sont contenues dans les espaces
intercystiques et reposent sur une lame basale (Lb).
Elles sont riches en réticulum endop1asmiques lisse et
rugueux (RE). X 16.000
Figure e
Spermatogonies primordiales de A • splendopZeure (Ekondo-
Titi). Le noyau (N) est volumineux et présente un nucléole
(n) excentré. Les mitochondries (M) sont dépourvues de
crêtes ; leur matrice est claire. Le réticulum endop1asmique
est associé à des lamelles annelées (flèche). X 9.500
PLANCHE II
Figure a
Spermatogonie primordiale de A. guignardi.
Les organites sont disposés autour des centrioles (tête
de flèche). Les dictyosomes émettent de nombreuses vési-
cules. G : dictyosomes ; M : mitochondrie; Flèche
globules opaques aux électrons. X 3.500
Figure b
Spermatocy te l de A • sp Lendop Zeul'e (Ekondo-Ti ti) .
CS, complexe synaptonémal ; EN, enveloppe nucléaire
S, cellule de Sertoli. X 6.750
Figure c
Spermatocyte l de A • spZendopZeul'e (Ekondo-Titi).
Les mitochondries (M) sont disposées autour. du diplosome (D).
Deux types de tubules existent dans cette région : les mi-
crotubules (mT) et les macrotubules (MT). Les flèches indi-
quent les pores nucléaires. X 65.000
Figure d
Coupe transversale de microtubules. Ils sont .isolés les
uns des autres. Leur diamètre est de l'ordre de 20 ~
25 om. X 210.000
Figure e
Coupe transversale de macrotubules.
Ils sont organisés en faisceau. Leur diamètre est compris
entre 30 et 60 nm. Certains macro tubules contiennent un
élément central (flèche). X 210.000
PLANCHE III
Figure a
Métaphase l de spermatocyte de A. spZendopZeure (Ekondo-
Titi). Les microtubu1es (mT) et les macrotubu1es (MT)
s'organisent à partir des pôles du fuseau de division.
Les macrotubu1es n'apparaissent que dans la région cen-
trio1aire et autour du fuseau. K, kinétochore
X 19.000
Figures b ; c : Disposition des cicrotubu1es et des macrotubu1es.
Les macrotubules se disposent autour du fuseau de divi-
sion. P, pont intercellulaire. bX 17.000
eX 28.000.
Figures d ; e : Spermatocytes II chez A. spZendopZeure (Ekondo-Titi)
et A. geryi.
Ils sont caractérisés par une élimination de cytoplasme
excédentaire (flèche). dX 12.000
eX 8.500
Figure f
La jeune spermatide de A. spZendopZeure (Ekondo-Titi).
La chromatine est répartie de façon hétérogène. Des plages
claires (PN) sont visibles dans le nuc1éop1asme. Le cen-
trio le distal (CD) est attaché à la membrane plasmique.
Son axe est oblique par rapport à l'axe antéro-postérieur
de la spermatide. MT, macrotubu1e.
X 16.000
PLANCHE IV
Spermiogen~se chez A • sp"lendop"leure (Ekondo-Titi)
Figure a
Le noyau migre dans la région antérieure. Les plages claires
(PN) de nucléoplasme s'élargissent. Des vésicules couvertes
de clathrines (fl~che) apparaissent dans le cytoplasme. MT,
macrotubules.
X 20.000
Figure b
La flagellogen~se. Le centriole distal en migrant dans le cy-
toplasme entraine la membrane cytoplasmique : le canal cytoplas-
mique (C) se forme. L'axon~me est oblique par rapport l l'axe
antéro-postérieur du noyau.
X 20.000
Figure c
Le noyau subit une rotation et son axe correspond à celui du
flagelle. La fossette nucléaire est formée. La chromatine de-
vient granulaire. MT, macrotubule.
X 14.000
Figure d
Les granules chromatiniens deviennent plus importants et se ré-
partissent uniformement dans le nucléoplasme. MT, macrotubule.
X 14.000
Figure e
La vesiculisation du cytoplasme de la spermatide. Des vésicules
couvertes de clathrines se forment et fusionnent avec des vési-
cules plus grandes.
X 18.000
Figure f
Les vésicules perdent leurs clathrines et leur contenu devient
clair aux électrons. La coalescence des v~sicules se fait dans
toutes les directions. La fUI~he indique une structure multiple
constituée de 4 vésicules.
X 14.000
PLANCHE V
Spermiogen~se chez A • sp7.-endopl.eure (Ekondo-Titi)
Figures a et b : Dans 13 spermatide moyennement âgée, les vésicules (fl~ches)
se disposent autour du noyau ; la région péricentriolaire ne com-
porte pas de vésicules. Les vésicules ont tendance ~ fusionner. D,
diplosome ; M, mitochondrie; MT, macrotubule. aX 17.000 ; bX 17.000
Figure c : Les vésicules fusionnent dans la région antérieure de la sperma-
tide et réalisent une citerne périnucléaire (étoile). Cette fusion
se poursuit ensuite dans la région postérieure. MT, macrotubule.X 20.000
Figure d : Dans les spermatides âgées, la formation de plusieurs citernes in-
tracytoplasmiques aboutit ~ la réduction du cytoplasme excédentaire
dont il ne reste qu'un réseau de doubles membranes (fl~ches). X 18.000
Figure e : Le corps TfSlduel est constitué de doubles membranes concentriques
d'épaisseur égale ~ 20 nm.
X 22.000
Figure f : Autour des organites cellulaires et des macrotubules (MT), la fu-
sion des vésicules n'est pas complète. Le corps résiduel renferme
du hyaloplasme. Les macrotubules se sont allongés et peuvent attein-
dre 5 um de longueur. Les éléments membranaires se fragmentent éga-
lement par vésiculisation (flèche).
X 16.000
PLANCHE VI
Figure a
Spermatide âg~e de A. splendopleure (Ekondo-Titi)
montrant les micro tubules émanant du matériel associé
au centriole distal. MT, macrotubule, mT, microtubule,
La flèche indique une racine ciliaire ~ssoci~e au cen-
triole.
X 25.000
Figure b
Faisceau de macrotubules dans une spermatide agée.
Certains présentent un élément axial (flèche).
X 85.000
Figure c
Faisceau de macrotubules s'étendant d'un pale à l'autre
d'une spermatide âgée de A • splendopl.eure (Ekondo-Titi).
X 50.000
Figure d
Spermatide de A. PÎggenbachi (Somakak).
Dans la région antérieure~ un empilement de membranes
(flèche) se dispose entre la membrane plasmique et l'en-
veloppe nucl~aire. PN, plage de nucléoplasme clair.
X 22.000
Figure e
Spermatide âgée de E. ansorgei.
La chromatine est d'aspect cotonneux. Les v~8icules cyto-
plasmiques ont fusionn~ et ont abouti au canal cytoplas-
mique (C). Des amas (flèche) sont en cours de libération.
X 14.000
PLANCHE VII
Figure a
Spermatide moyennement âg~e de Aploaheiliahthys normani.
La chromatine granulaire se transforme en courtes baguettes
(f1~che).
X 18.000
Figure b
Spermatide plus âg~e de Aploaheiliahthys no~i.
La chromatine des 2/3 antérieurs du noyau se présente sous
forme de mottes denses. Dans la r~gion post~rieure, la
chromatine demeure granulaire.
X 18.000
Figure c
Dans les spermatides de A • ge1"Yi, la chromatine est granu-
laire. Les grains chromatiniens s'agglutinent par endroit
et forment des masses denses (f1~che). Les microtubu1es
(mT) sont nombreux dans le cytoplasme.
X 34.000
Figure d
F1agellogen~se chez A • gerryi.
L'axon~me (A) se forme lors de la migration du centrio1e
distal mais il est nu. Les v~sicu1es (étoile) formées au-
tour de cet axon~me, constituent par coalescence le canal
cytoplasmique. Les flèches indiquent des microtubu1es.
X 31.000
Figure e
Spermatide de A • riggenbaahi (N 1 dokama) •
Du rouge de ruth~nium a p~n~tr~ par pinocytose dans la
spermatide et nous le retrouvons dans les grandes v~si
cules cytoplasmiques (étoile).
X 15.000
Figure f
Spermatide de A • riggenbaahi (Yabassi).
Les vésicules cytoplasmiques proviennent essentiellement
de la modification des citernes du réticulum endop1asmique
(f1~che).
X 20.000
PLANCHE VIII
Figure a
Spermatide de A. bivittatum.
Début de la modification des citernes du réticulum endo-
plasmique (flèche).
X 36.000
Figure b
Spermatide de FunduloBoma thier~i.
Les vésicules cytoplasmiques proviennent des dictyosomes
(G) dont les saccules se modifient. Remarquer les v~si
cules (flèche) en formation au voisinage des saccules.
Jt 40.000
Figure c et d : Spermatide de FunduZoBoma thierTYi.
Les mitochondries (M) se situent dans la région centrio-
1aire. Des vesicules au contour renforcé de lamelles appa-
raissent dans cette région (flèche).
cX 38.000 ;
dX 20.000
Figure e
Spermatide âgée de A • nig'l'ifluvi.
Le sillon de rejet (Sr) est encore incomplet dans la région
postérieure de la spermatide. C, canal cytoplasmique.
X 18.000
PLANCHE IX
Figure a
Spermatide moyennement âgée de A • gePfJi.
Le cytoplasme renferme de nombreux microtubules (mT).
G, dictyosome. La flèche indique un amas de chromatine
condensé.
X 36.000
Figure b
La spermatide plus âgée de A . geryi renferme des vési-
cules cytoplasmiques (flèches) disposées en rangée au-
tour du faisceau de microtubules (mT).
X 19.000
Figure c
Spermatide dégénérescente de ApZocheiZichthys no~ani.
Les microtubules (mT) sont induits par le matériel dense
qui entoure le centriole distal (CD).
X 40.000
Figure d
Coupe transversale de microtubules dans les spermatides
dégénérescentes de E. fasaiolatus. Les microtubules sont
associés à l, 2 ou 3 éléments latéraux constitués d'un
granule relié au tubule par un pédoncule. Les flèches
indiquent un centriole désorganisé.
X 180.000
Figure e
Spermatozoïde de A . riggenbachi (Somakak).
Les centrioles du diplosome (D) sont parallèles et légè-
rement décalés. Il n'existe pas de canal cytoplasmique.
Une bande de nuc1éop1asme clair (flèches) entoure la
chromatine dense.
X 29.000
PLANCHE X
Figure a
Le spermatozoïde de A • riggenbachi (Somakak).
Entre la membrane plasmique et l'enveloppe nucléaire sont
disposés plusieurs éléments membranaires (flèches).
X 25.000
Figure b
Le spermatozoïde de A . geryi.
C, canal cytoplasmique, PN, plage de nucléoplasme clair.
X 16.000
Figure c
Le spermatozoïde de Aplocheilichthys lamberti.
La chromatine est sous forme de mottes denses. Les cen-
trioles sont obliques, la fossette est bilobée. Les mito-
chondries volumineuses ont une matrice peu dense. X 25.000
Figure d
Coupe transversale de flagelle de jeune spermatide de A •
8plendopleu~ (Ekondo-Titi). La membrane plasmique périfla-
gellaire présente en section un aspect circulaire. Un granule
est visible dans le tubule A de chacun des doublets, appliqué
contre la paroi séparant les tubules A et B (flèche). X 160.000
Figure e
Coupe transversale du flagelle du spermatozoïde de A . splendo-
ple~ (Ekondo-Titi). Une ailette est présente (flèche). Les
tubules A de chaque doublet contient un élément dense. X 130.000
Figure f
Coupe transversale de flagelle spermatique de A . riggenbachi
(Ndokama). Les membranes plasmiques possèdent une ou deux
ailettes. Les flagelles à 2 ailettes sont plus nombreux.
X 15.000
d
e
PLANCHE XI
Figure a
Coupe transversale du flagelle spermatique de Pundutosoma
thierryi. Il n'existe qu'une seule ailette latérale.
X 72.000
Figure b
Coupe transversale de flagelles spermatiques de E • fascio-
latus montrant deux ou trois ailettes. X 75.000
Figure c
Coupe transversale de flagelles spermatiques de A • guignardi
une ailette est présente. Les doublets périphériques sont
dépour~~s de bras et de D.I.T.
X 180.000
Figure d
Coupe transversale de flagelles spermatiques de A • nigrifiuvi
présentant une ailette. Les doublets montrent un bras externe
et aucune D.!.T.
X 100.000
Figure e
Coupe transversale de flagelle spermatique de E. fasciol.atus
portant trois ailettes et des bras externes sur les doublets.
Il n'y a pas de D.I.T.
X 90.000
Figure f
Coupe transversale de flagelle spermatique de A • spl.endbpl.e~
(Mémé) montrant deux ailettes. Une D.I.T., visible dans le
tubule A de chaque doublet est appliquée contre la paroi s~pa
rant les deux tubules (flèche).
X 92.000
Figure g
Coupe transversale de flagelle spermatique de FUndul.osoma thierryi.
Le tubule A de chaque doublet pr~sente une D.I.T. La flèche in-
dique un tubule surnuméraire.
X 180.000
Figure h
Coupe transversale de flagelles spermatique, deA.8pl.endbpl.eu~
(Tiko). Une D.I.T. est présente dans le tubule A de chaque doublet.
X 120.000
•
1
e
•
9
PLANCHE XII
Figure a
Coupe transversale de flagelles spermatiques de A • riggenbachi
(Yabassi). Une D.I.T. est présente dans le tubule A des doublets
1» 5 et 6. La flèche indique le doublet nO 1.
X 60.000
Figure b
Coupe transversale de flagelle spermatique de A • T"lggenbachi
(Somakak). Les doublets 1, 5 et 6 montrent une D.I.T. dans le
tubule A.
X 130.000
Figure c
Coupe transversale de flagelles spermatiques de A.l~ggenbachi
(Ndokama). Une D.l.T. est présente dans le tubule A de plu-
sieurs doublets mais elle est plus importante dans les doublets
l, 5 et 6.
X 86.000
Figure d
Coupe transversale de flagelle spermatique de A • riggenbachi
(Yabassi). Une D.I.T. est présente dans tous les tubules A de
tous les doublets mais elle est plus importante dans les dou-
blets l, 5 et 6.
X 180.000
Figures e et f : Coupes transversales de flagelles spermatiques de ApZo-
cheiUchthys ZaJlÙJerti. La distribution des D.I.T. est variable.
Elles peuvent être dans les tubules A des doublets 1 et 2 ; l, 2,
6 et 7 ; 2, 6,7 et 9 ; 1,2,4,5 et 8. eX 225.000 ; fX 140.000
Figures g et h : Coupes transversales de flagelles spermatiques de ~tho
branchius steinforti. Une D.I.T. est présente dans les tubules B
de tous les doublets (flèche) et dans les deux tubules centrauX.
X 180.000
a
PLANCHE XIII
Evolution du follicule ovarien chez ApZoaheiZiahthys Zam;erti
Figure a
Follicule ovarien au stade prévitellogenèse.
Le noyau (N) renferme de nombreux nucléoles. La citerae nucléaire
est percée de nombreux pores (flèches). CP, cytoplasme p~riphérique
CPr,cytoplasme profond; EF, épithélium folliculaire'. ; M, mitochon-
dries ; Mo, microvillosités ovocytaires. X 9.000
Figure b
Follicule en fin de prévitellogenèse.
La membrane plasmlique de l'ovocyte différencie des mi~rovillosités
(Mo). Dans l'espa.ce périovocytaire, se dépose du matériel filamen-
teux constituant le "cell coat" (étoile). Le noyau des cellules fol-
liculaires est très volumineux.
X 24.000
Figure c
Follicule ovarien. au début de la vitellogenèse glycoprotéique.
Autour du noyau de l'ovocyte et de l'enveloppe nucléaire apparais-
sent des amas den.ses parfois associés à des lamelles de réticulum
endoplasmique. Les flèche,; indiquent des microtubules.
X 25.000
Figure d
Dictyosome ovarien.
La face cis présente des vésicules de transition (flèche) tandis
que des vésicules allongées (double flèche) se détachent des sac-
cules dans la face transe G, dictyosome de l'appareil de Golgi;
VM, vésicule mucCipolysaccharidique.
X 54.000
Figure e
Follicule en fin de vitellogenèse glycoprotéique. Un dictyosome (G)
est associé à une grande vésicule au contenu granulaire (étoile).
Noter la présence de matériel formant la zone pellucide externe
(ZE). Les microvillosités (Mo) deviennent plus régulières.
X 20.000
:PLANCHE XIV
Evolution du follicule ,ovarien chez Ap7,oaheiUahthys 7,aJ1'Ù:)erti
Figures a et b : Vitellogenès1a glycoprotUque.
Vésicules glycoprotéiques immatures. Leur contenu est diffé-
rencié. Elles fusil:mnent pour donner des vésicules de plus
grande taille (flèlche).
aX 34.000
bX 25.000
Figure c
Lamelles annelées dans l'ovocyte en vitellogenèse protéique.
X 25.000
Figure d
Les couches moyennl~
(ZM) et externe
(ZE) de l'enveloppe pel-
lucide. Les microvHlosités ovocytaires (Mo) sont longues et
rectilignes. La zone pellucide externe montre une épaisseur
irrégulière. Les flèches indiquent les petites vésicules sphé-
riques ou allongéel; à granules denses
X 18 000
Figures e et f : Revêtement eJtterne d'un follicule ovarien en début de
vitellogenèse glycoprotéique. Le noyau (N) des cellules folli-
culaires est volumineux. les cellules de la thèque (Th) sont
chevauchantes. Certaines mitochondries (M) ont des crêtes tu-
bulaires. Lb, lame basale; eX 16.000
fX 24.000
PLANCHE XV
Evolution du follicule ovarien chez ApZoaheiZiahthys Zamberti
Figure a
Follicule ovarien en vite110genèse protéique. Les v~8icu1es
vitellines protéiques (Vp) se forment dans la face trans d'un
dictyosome (G).
X 20.000
Figures b, c et d : Les vési(~u1es vitellines protéiques migrent en pro-
fondeur et forment: ainsi que les vésicules de pinocytose des
globules vitellinn protéiques (GP) de taille variable. Les
flèches indiquent les vésicules contenues dans les globules.
bX 30.000
cX 15.000
dX 22.500
Figure e
Ovocyte dont la zone pellucide interne (ZI) contient 3 lamelles.
Des alvéoles corticales (flèche) se disposent en une rangée dans
le cytoplasme cortical. Certaines a1vé(\\les possèdent un nuc1éoide.
X 12.000
Figure f
Les alvéoles corticales mucopo1ysaccharidiques fusionnent en une
couche continue (,étoile) sous la zone pellucide interne (ZI).
X 21.000
PLANCHE XVI
Evolution du follicule ovalden chez AptoaheiUahthys tcunbel'ti.
Figure a
Follicule ovarien au stade de la vitellogenèse protéique.
Confluence (flèche) d'alvéoles mucopolysaccharidiques (AM) dans
le cytoplasme périphéJrique.
X 26.000
Figure b
La zone pellucide de l'ovocyte au stade vitellogenèse protéique.
La zone pellucide int~~rne (lamellaire) (ZI) est entièrement en
place. L'enveloppe pellucide est maintenant constituée de 3 zones
ZE, ZM et ZI. Chaque pore ne contient que la seule microvillosité
ovocytaire (Mo).
X l'~.OOO
2
Figure c
Coupe tanRentielle de la zone pellucide. On compte 6 pores par um
et chacun contient unie microvillosité (Mo).
X 24.000
Figure d
Revêtement externe du follicule ovarien au stade vitellogenèse pro-
téique. Des vacuoles de sénescence (V) apparaissent dans l'épithé-
lium folliculaire (EP) et dans la thèque (Th). F, filament d'attache.
Les flèches indiquent les alvéoles corticales disposées en une rangée.
X 4.400
Figures e, f, g
Morphogenèse des filaments d'attache.
Fig. e : Vésicule granulaire de diamètre compris entre 0,8 um et 2 um
(étoile) située près de l'enveloppe pellucide. Le follicule ovarien
est en fin de prévitellogenèse. RE, réticulum endop1asmique. X 40.000
Fig. f : Après leur expulsion à l'extérieur de l'ovocyte, les vésicules
organisent une structure dont la partie basale est granulaire (Gr) et
la partie distale tubulaire (T). Cette formation repose sur la mem-
brane plasmique dépourvue de microvillosités à ce niveau.
X 25.000
Fig. g : Coupes de précurseurs de filaments (PF) localisés dans les
espaces intercellulaires. Les flèches indiquent l'épaisseur de l'es-
pace qui sépare ces structures de la membrane plasmique des cellules
folliculaires. La tête de flèche indique l'espace intercellulaire.
X 25.000
PLANCHE XVII
Figure a
Morphogenèse des filnments d'attache chez ApZoaheiUahthys
Zamberti.
Le précurseur de fi1~lment (PF) ne s'applique plus contre la
membrane plasmique dE~ l'ovocyte qui différencie alors à ce niveau
des microvi11osités. Toute la structure renferme maintenant des
tubules parallèles.
X 22.000
Figure b
Coupe transversale d'un précurseur de filament (PE) chez ApZ.o-
ahei Uahthys Z.ambert,~.
Il est formé de tubules de 18 um de diamètre séparés par une
matrice opaque aux électrons.
X 66.000
Figure c
Follicule ovarien de E. ahaperi en maturation. Les alvéoles cor-
ticales ont fusionné pour former la couche de préovu1ation (étoile).
Les lamelles de la zcme pellucide interne se soudent et obstruent
les canaux des porcs..
X 18.000
Figure d
Ovocyte de A • geryi 4an maturation. Les globules vitellins pro-
téiques (GP) empliss40mt le cytoplasme.
X 12.000
Figure e
L' enveloppe pellucid42 de E • ahaperi. Les lamelles de la zone pel-
lucide interne (ZI) Ise dilatent et se soudent (flèche). Deux micro-
villosités sont prés1entes dans chaque pore (Hf) microvillosicé fol-
liculaire ; (Mo) mic:rovillosité ovocytaire.
X 15.000
Figure f
Enveloppe pellucide de E. ahaperi. Les lamelles s'aplatissent et
l'épaisseur de la zone lamellaire diminue. Les alvéoles corticales
(étoile) commencent ,il fusionner.
X 26.000
PLANCHE XVIII
Figures a, b : L'ovocyte de E. ohapePi et E. Binga. Vésicules mucopû1y-
saccharidiques (VM). Les lamelles du réticulum sont formées
de citernes parallèles.
aX 30.000
bX 13.000
Figure c
Ovocyte en maturation de E. ohaperi. Les mitochondries forment
un tapis (M) sous les alvéoles corticales. Mf, microvi11osité
folliculaire; Mo microvi11osite ovocytaire.
X 15.000
Figure d
Ovocyte de A • geryi. Les vésicules de pinocytose (VP) sont à
l'origine des globu11Bs vi tellins protéiques. La flèche indique
la racine d'une microvillosité renfermant des microfilaments.
X 35.000
Figure e
Ovocyte de A • geryi. Les vésicules protéiques (étoile) résultent
de la fusion des vésicules de pinocytose détachées de la membrane
plasmique de l'ovocyte.
X 27.000
Figure f
Ovocyte de A • geryi. Dic tyosomes (G) en réseaux élaborant dans leur
face trans des vésicules de secrétion qui sont à l'origine des al-
véoles corticales.
Je 29.000
Figure g
Coupe longitudinale de l'enveloppe pellucide de E. ohapePi. Chaque
pore contient deux mi.crovillosités (Mo et Mf).
X 13.000
Figure h
Digestion à la pronase du contenu des vésicules à granules denses
et de la zone pellucide interne.
X 60.000
PLANCHE XIX
Figure Ci
Follicule ovarien de A. geryi peu a-:Jant 1 t ovulation. La zone pel-
lucide interne (ZI) est stratifiée. Il n 1 existe pas de zone pel-
lucide moyenne et la zone pellucide externe (ZE) repose directement
sur la zone interne:. Présence de grandes lacunes qui dégradent le
revêtement externe.
X 9.000
Fipure b
Fixation d'un filament d'attache dans ln zone pellucide chez E.
ahapeT'i. La base du filament se modifie. La zone pellucide externe
(ZE) se soulève et entoure cette base.
X 25.000
Figure c
Les p,lobules vitellins protéiques (Cp) chez E. ahapeT'i.
Les
flèches indiquent la coalescence des p.lobules.
X 23.000
Figure d
Chez E. ahapeT'i, les précurseurs de filaments (PF) forment des
faisceaux dans les cellules folliculaires.
X IB.OOO
Figure e
H.evêtement externe du follicule ovarien chez A • geryi. Les pré-
curseurs de filaments proviennent de vésicules au contenu amorphe
(étoile) formées dans les cellules folliculaires. Noter 1 iextru-
sion d'un précurseur dans l'espace intercellulaire qui se dilate
par endroit (flèche).
X 25.000
Figure f
Follicule ovarien de E. sinqa. Digestion à la pronase de la zone
pellucide interne et des filaments d1attache. Flèche; alvéole
corticale. Ln zone pellucide externe (ZE) demeure intacte. X 14.000
Figure g
La thèque est bistratifiée dans le follicule ovarien de A • geryi.
Entre les 2 couches de cell~les~ de nombreux éléments filamentaires
sont visibles (flèche). Tête de flè~he~ des~sorne.
X 37.000
PLANCHE XX
Figure a
L'ow1e de FunduZosoma thiel'ryi. Au pôle animal, se trouve
l'appareil micropy1.aire constitué d'un micropy1e (Mi) et de
filaments (F). MicrlDscopie électronique il balayage (M.E .B.)
X 495
Figure b
L'appareil micropylaire chez Fun du1,0soma thierryi. Les filaments
d'attache (F) s'implantent autour du micropy1e dont l'ouverture
interne est obstruée par du matériel (étoile). M.E.B.
X 230
Figures c, d
e, f
Texture de la surface des ovocytes des Cyprinodontidae.
9
M.E.B.
Figs. c et d : Ovocyte de A. spZendopZeu:t'e. Des alvéoles se creu-
sent dans l'épaisseur de la zone pellucide. Les flèches in-
diquent des restes de cellules folliculaires. cX 377 ;
dX 870
Fig. e : Ovocyte de E. ahaperi. La surface de la zone pellucide
est lisse. Flèche: débris de cellules folliculaires.
X 1.270
Fig. f : Ovocyte de~ FunduZosoma thierryi.
Flèche : débI'is de cellules folliculaires.
X 998